Name: Espectroscopia de Resonancia Magnética de vivir Drosophila melanogaster Utilizando Spinning Magic ángulo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-04-15T16:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: Aprende espectroscopia de resonancia magnética de ángulo mágico en Drosophila melanogaster viva. Esta técnica no invasiva permite caracterizar metabolitos in vivo para estudios de neurociencia y bioquímica.

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Este trabajo fue apoyado en parte por los Institutos Nacionales de Salud (NIH) otorgar AI063433 a Laurence G. Rahme, de los Institutos Nacional de Salud (NIH) Centro de Donación (P50GM021700) a Ronald G. Tompkins (A. Aria Tzika, Director de el núcleo de RMN), y el Hospital Shriner una beca de investigación para la Infancia (# 8893) para A. Aria Tzika. Damos las gracias a Dionyssios Mintzopoulos Ph.D. de asistencia en las fases iniciales del desarrollo de este protocolo y Ovidiu C. Andronesi Ph.D. para obtener ayuda con la secuencia de pulsos TOBSY.

Parte 1: Preparación para las mediciones de Drosophila HRMAS <ol><li> Utilizando procedimientos estándar flylab 1, recoger nuevas eclosing vuela por 3 días y la transferencia a volar viales que contienen los alimentos frescos volar. Incubar las moscas recogidas por 5 días para que las moscas se convertirán en 5-8 días de edad, justo antes del experimento. Un solo sexo (por lo general hombres) se utiliza para los experimentos. </li><li> Uso saludable, de tipo salvaje intacta vuela a comparar con el tratado, por ejemplo, traumatizados o alterados genéticamente moscas 1. </li><li> Lugar vuela solo en tubos de 2 ml que contiene un trozo (~ 0,2 ml) de la mosca de los alimentos 24 horas antes del experimento. Estos tubos tienen un agujero en la copa de tubo hecho con una aguja de insulina de la llama calienta. </li><li> Pesar los tubos inmediatamente antes y después de la inserción de volar con una balanza de alta precisión y definir el peso de cada vuelo s restando el primer valor de este último. Una mosca macho pesa generalmente 0,7-1 mg. </li></ol> Parte 2: Preparación HRMAS Rotor. <ol><li> Coloque un solo tubo en hielo durante menos de un minuto para anestesiar el interior volar. </li><li> Poner la mosca en una capa de papel de aluminio colocado en hielo y empuje de la mosca suavemente en el espacio semiesférico hueco de la pieza del rotor de RMN con un cepillo suave para asegurar una inserción completa volar evitando lesiones volar. </li><li> Coloque el inserto en el óxido de zirconio (ZrO 2) del tubo del rotor (4 mm de diámetro, 50 l) para localizar las moscas entre el inserto de rotor y la parte inferior del rotor (ver figura 1). </li><li> Cerca de la inserción de un tornillo y se cubre con parafina (ver figura 1) para evitar el contacto entre la mosca y la solución de TSP estándar (TSP: trimetilsilil-propiónico-2 ,2,3,3-d4 ácido, Mw = 172, δ = 0.00 ppm, 50 mM en agua deuterado-D O 2, que funcionan como una referencia tanto para los desplazamientos químicos de resonancia y cuantificación). </li><li> Añadir 8 l de solución de TSP de serie en la parte superior de la pieza del rotor. (Ver figura 1). </li><li> Seguro y apretar el instituido por los rotores con una tapa superior (ver figura 1). </li></ol> Parte 3: HRMAS Adquisición de Datos <ol><li> Introducir el rotor en la sonda HRMAS y colóquelo en el ángulo mágico 54,7 ° (ver figura 1). </li><li> Ajuste la temperatura a 4 ° C por una unidad de BTO-2000 en combinación con la unidad neumática MAS. Las moscas se mantienen a 4 ° C, mientras que en el espectrómetro para mantener la anestesia. </li><li> Establecer el HRMAS una tasa de H MRS girando a dos MAS kHz. </li><li> Estabilizar la frecuencia de rotación del MAS en el 2,0 ± 0.001 kHz por un controlador de velocidad MAS (frecuencia de rotación). </li><li> Para la preparación de imán: sintonía y que coincida con la bobina para un rendimiento óptimo y calza el imán para una calidad óptima de los espectros. </li><li> Adquirir una dimensión un espectro de H con rotor sincronizado Carr-Purcell-Meiboom-Gill (CPMG) spin echo secuencia de pulsos 2, [90 ° - (τ-180 º - τ) n-adquisición], que funciona como un filtro para T 2 eliminar el ensanchamiento espectral 1 H RMN de una sola mosca de espectros para adquirir una dimensión de datos en todas las muestras. Sincronizar el retardo entre pulsos (τ = 500μs) a la frecuencia de rotación MAS (2 kHz). Establecer el número de transitorios a 256, con 32.768 (32K) puntos de datos. Tiempo de adquisición de 9 min. </li><li> La adquisición de dos dimensiones (2D) 1 H-1 H RMN HRMAS solo vuelan los espectros de todas las muestras usando una secuencia de pulsos adiabáticos TOBSY con 3. Parámetros de adquisición son: dimensión 2k puntos de datos directos (11 ppm ancho espectral), el agua 1 s antes de la saturación durante el tiempo de relajación, 8 lecturas por el incremento de 128 aumentos, el tiempo de la repetición total de 2 s, 45 ms de tiempo de mezcla, y un total de adquisición tiempo de 29 min. </li></ol> Parte 4: Tratamiento de datos / Análisis <ol><li> Analizar el MRspectra de especímenes con MestReC software (Mestrelab Investigación, www.mestrec.com) </li><li> Utilice una línea de ampliar la función de apodización de 0,5 Hz y se aplican a todos los HRMAS un FID H antes de la transformación de Fourier. </li><li> Referencia de los espectros de RM con respecto a TSP a δ = 0.0 ppm (estándar externo). </li><li> Fase de espectros y aplicar manualmente un estimador de referencia Whittaker para restar los componentes de gama de la línea de base antes de que los cálculos del área del pico. </li><li> Estimar las áreas de pico utilizando software MestReC. Escala de alturas de los picos con respecto a TSP para cada espectro adquirido (TSP altura del pico = 1). Utilice la prueba t (dos colas, p &lt;0,05) para comparar dentro del grupo de relaciones entre grupos. </li><li> 2D parámetros del proceso TOBSY son: QSINE = 2 la función ventana en ambas dimensiones, FT, con puntos de 2k en la dimensión directa y cero para el llenado de 1k en la segunda dimensión, la corrección de fase en las dos dimensiones y la corrección de línea de base en la segunda dimensión. </li><li> Producir los espectros 2D con Sparky programa (TD Goddard y Kneller DG, Sparky 3, USCF, <a href="http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/">http://www.cgl.ucsf.edu/</a>Inicio / sparky /) </li></ol> Parte 5: Espectros Representante de Live moscas Drosophila melanogaster Los procedimientos descritos anteriormente permiten recoger espectros reproducibles de moscas Drosophila melanogaster vivir. Figuras 2 y 3 muestran representante MR espectros adquiridos de tipo salvaje (wt) de Oregon-R moscas. La figura 2 presenta 1D 1 H HRMAS espectros CPMG. Los principales componentes lípidos [C H 3 (0,89 ppm), (C H 2) n (ppm 1,33), C H 2 C-CO (1.58ppm), C H 2 C = C (2,02 ppm), C H 2 C = O (2,24 ppm), C = C H H (5,33 ppm)], el glicerol (1,3-C H 4,10 ppm y 4,30 ppm, 2-CH 2 5.24 ppm), y pequeños metabolitos: β-alanina (β-Ala , 2,57 ppm), el acetato (Ac 1,97 ppm), fosfocolina (PC, 3,22 ppm) y phophoetanolamine (PE, 3.23ppm) fueron detectados y clasificados de acuerdo con informes anteriores 4, 5. Señales a 2.02 ppm fueron asignados a los protones de metileno de la C H2-CH = CH mitad de los mono-ácidos grasos insaturados (palmitoleico es decir). Los ácidos grasos insaturados fueron identificados por una señal a 5,33 ppm producido por protones de la-CH = CH-fracción. Metabolitos pequeños que no pueden ser asignados o no visible en el espectro 1D fueron detectados utilizando 2D 1 H-1 H TOBSY HRMAS (ver figura 3). <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Experimental puesta en marcha de in vivo HRMAS 1H MRS para la investigación de Drosophila en vivo en el 14,1 T. externo estándar trimetilsilil-propiónico-2 ,2,3,3-d4 ácido en el agua deuterado (TSP / D 2 O). En la plaza: la posición del rotor en el ángulo mágico en HRMAS sonda. <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. 1D En vivo HRMAS espectros de 1 H CPMG de vivir en peso mosca Drosophila melanogaster. Componentes lipídicos: C H 3 (0,89 ppm), (C H 2) n (ppm 1,33), C H 2 C-CO (1.58ppm), acetato (Ac), C H 2 C = C (2,02 ppm), C H 2 C = O (2,24 ppm), β-alanina (β-Ala), fosfocolina (PC) y phophoetanolamine (PE), glicerol (1,3-C H 4,10, 4,30 ppm; 2-C H 2 5,22 ppm) , C = C H H (5,33 ppm). <img src="/files/ftp_upload/1710/1710fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. In vivo 2D 1H-1H TOBSY espectro HRMAS de vivir en peso mosca Drosophila melanogaster en el 14,1 metabolitos T. pequeñas y componentes lipídicos fueron identificados. Metabolitos: alanina (Ala), β-alanina (β-Ala), arginina (Arg), glutamina (Gln), el glutamato (Glu), fosfocolina PC (PC), phophoetanolamine (PE), taurina (Tau), α-glucosa (α-Glc) y glicerol. Lípidos componentes: C H 3 (0,89 ppm), (C H 2) n (ppm 1,33), C H 2 C-CO (1,58 ppm), C H 2 C = C (2,02 ppm), C H 2 C = O (2,24 ppm), C = C H H (5,33 ppm).

<ol><li>Apidianakis, Y., Rahme, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+melanogaster+as+a+model+host+for+studying+Pseudomonas+aeruginosa+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Drosophila melanogaster as a model host for studying Pseudomonas aeruginosa infection.</a> Nat Protoc. 4, 1285-1294 (2009).</li>
<li>Meiboom, S., Gill, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+spin-echo+method+for+measuring+nuclear+relaxation+time%5BTitle%5D)+AND+%22Rev+Sci+Instrum%22%5BJournal%5D)">Modified spin-echo method for measuring nuclear relaxation time.</a> Rev Sci Instrum. 29, 688-691 (1958).</li>
<li>Andronesi, O. C., Mintzopoulos, D., Struppe, J., Black, P. M., Tzika, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid-state+NMR+adiabatic+TOBSY+sequences+provide+enhanced+sensitivity+for+multidimensional+high-resolution+magic-angle-spinning+1H+MR+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson%22%5BJournal%5D)">Solid-state NMR adiabatic TOBSY sequences provide enhanced sensitivity for multidimensional high-resolution magic-angle-spinning 1H MR spectroscopy.</a> J Magn Reson. 193, 251-258 (2008).</li>
<li>Astrakas, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proton+NMR+spectroscopy+shows+lipids+accumulate+in+skeletal+muscle+in+response+to+burn+trauma-induced+apoptosis%5BTitle%5D)+AND+%22Faseb+J%22%5BJournal%5D)">Proton NMR spectroscopy shows lipids accumulate in skeletal muscle in response to burn trauma-induced apoptosis.</a> Faseb J. 19, 1431-1440 (2005).</li>
<li>Fan, T. W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolite+profiling+by+one-+and+two+dimensional+NMR+analysis+of+complex+mixtures%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Nuc+Magn+Reson+Spec%22%5BJournal%5D)">Metabolite profiling by one- and two dimensional NMR analysis of complex mixtures.</a> Prog Nuc Magn Reson Spec. 28, 161-219 (1996).</li>
<li>Null, B., Liu, C. W., Hedehus, M., Conolly, S., Davis, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution%2C+in+vivo+magnetic+resonance+imaging+of+Drosophila+at+18.8+Tesla%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">High-resolution, in vivo magnetic resonance imaging of Drosophila at 18.8 Tesla.</a> PLoS One. 3, e2817-e2817 (2008).</li>
<li>Zektzer, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+signal+to+noise+in+high-resolution+magic+angle+spinning+total+correlation+spectroscopy+studies+of+prostate+tissues+using+rotor-synchronized+adiabatic+pulses%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Improved signal to noise in high-resolution magic angle spinning total correlation spectroscopy studies of prostate tissues using rotor-synchronized adiabatic pulses.</a> Magn Reson Med. 53, 41-48 (2005).</li>
</ol>

Los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con las directrices y regulaciones establecidas por el Massachusetts General Hospital de Investigación Institucional Animal Comité de Revisión de la Junta.

Con la excepción del reciente informe de la viabilidad de la resonancia magnética in vivo en moscas de la fruta 6, los estudios in vivo MRS en Drosophila aún no han sido reportados. En el presente Protocolo, se describe la implementación de una novela en vivo HRMAS 1 H-MRS enfoque para la detección de moléculas biológicamente importantes. En concreto, se detectaron metabolitos de los lípidos y los pequeños viven en moscas Drosophila en el 14,1 T...

<table><tbody><tr><td>óxido de deuterio</td><td>Reactivo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7789-20-0</td><td></td></tr><tr><td>3-(trimetilsilil)propiónico-2,2,3,3-d&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; ácido</td><td>Reactivo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>24493-21-8</td><td></td></tr><tr><td>agar, sacarosa, levadura, harina de maíz</td><td>Alimento</td><td>Genesee Scientific</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.flystuff.com/&quot;&gt;http://www.flystuff.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Moscas Oregon RS o Canton-S</td><td>Líneas de moscas adultas</td><td>Centro de Abarrotes Bloomington</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://flystocks.bio.indiana.edu/&quot;&gt;http://flystocks.bio.indiana.edu/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Pincel</td><td>Equipamiento</td><td></td><td></td><td>(tamaño 0)</td></tr><tr><td>tubos de 2 ml</td><td>Equipamiento</td><td>Fisher Scientific</td><td>K749521-1590</td><td></td></tr><tr><td>Incubadoras para moscas</td><td>Equipo</td><td></td><td></td><td>alta capacidad de humedad (60-75%), temperatura ajustable y ciclo de luz:oscuridad de 12 h:12 h.</td></tr><tr><td>Espectrómetro de RMN Bruker Bio-Spin Avance (600,13 MHz) con sonda de 4 mm de triple resonancia (&lt;sup&gt;1&lt;/sup&gt;H, &lt;sup&gt;13&lt;/sup&gt;C, &lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;H) Sonda HRMAS </td><td>Equipamiento</td><td>Bruker Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unidad BTO-2000 en combinación con una unidad neumática MAS</td><td>Equipamiento</td><td>Bruker Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>rotor de óxido de circonio de 4 mm (capacidad de 50 μl)</td><td>Equipamiento</td><td>Bruker Corporation</td><td>B3829 (almacén de Bruker)</td><td></td></tr><tr><td>MestReC (Mestrelab Research) </td><td>Software</td><td></td><td></td><td>Análisis de espectros de RMN 1D&lt;br/&gt;&lt;a href=&quot;http://mestrelab.com/&quot;&gt;http://mestrelab.com/&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>SPARKY 3, USCF</td><td>Software</td><td></td><td></td><td>Análisis de espectros de RMN en 2D&lt;br/&gt;&lt;a href=&quot;http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/&quot;&gt;http://www.cgl.ucsf.edu/home/sparky/&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

espectroscopia de resonancia magnética de vivir drosophila melanogaster utilizando spinning magic ángulo

Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

De alta resolución Magic Angle Spinning (HRMAS) espectroscopia de resonancia magnética de protones (<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS) es una novela técnica no destructiva que mejora espectral anchos de línea y permite a los espectros de alta resolución que se obtiene a partir de extractos, las células intactas, cultivos celulares y de tejidos más importante intacta para investigar las relaciones entre los metabolitos y los procesos celulares.<em&gt; En vivo</em&gt; HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS estudios aún no se han reportado en la mosca de la fruta en vivo<em&gt; Drosophila melanogaster.</em&gt;<em&gt; Drosophila,</em&gt; Como un organismo más simple genética, permite las múltiples funciones biológicas y conservado evolutivamente distintas vías de señalización que se examinarán en el nivel de todo el organismo y es un modelo útil para la investigación genética y la fisiología. Con este fin, hemos desarrollado e implementado un<em&gt; In vivo</em&gt; HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS método para investigar en vivo<em&gt; Drosophila</em&gt; En el 14,1 T. A continuación, se describe un HRMAS<sup&gt; 1</sup&gt; H-MRS protocolo para la caracterización molecular de<em&gt; Drosophila</em&gt; Con un espectrómetro convencional de RM equipado con una sonda HRMAS. Esta técnica es una novela,<em&gt; In vivo,</em&gt; No destructivos<em&gt; Drosophila</emEnfoque&gt; medición de metabolitos, lo que permite la identificación de biomarcadores de enfermedades y por lo tanto puede contribuir al desarrollo de terapéuticas novedosas.

Esta técnica permite el uso de ángulo mágico de alta resolución girar espectroscopia de resonancia magnética (HRMAS 1H-MRS) para la caracterización molecular de vivir<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Con un espectrómetro convencional de 14,1 teslas equipado con una sonda HRMAS.

Espectroscopia de Resonancia Magnética de vivir Drosophila melanogaster Utilizando Spinning Magic ángulo

La espectroscopia de resonancia magnética de protones (1H-MRS) de giro al ángulo mágico de alta resolución (HRMAS) es una técnica no destructiva novedosa que mejora la resolución espectral...

Veinticuatro horas antes del experimento, se coloca una mosca macho en un tubo de dos mililitros. Tras una breve anestesia con hielo, la mosca se introduce en el inserto del rotor de RMN y luego se coloca dentro del tubo del rotor. Se añade solución estándar de TSP encima del inserto del rotor y a continuación se cierran los rotores con una tapa superior.El rotor se introduce en la sonda H-R-M-A-S y se posiciona en el ángulo mágico de 54,7 grados. Se configura el espectrómetro para adquirir experimentos unidimensionales y bidimensionales. Finalmente, se analizan los Mr.Spectra de las muestras.Soy Valeria Rigi del Laboratorio Quirúrgico de RMN del Departamento de Cirugía del Hospital General de Massachusetts y la Escuela Médica de Harvard. Hola, soy Y AB del Laboratorio de Cirugía Molecular del Departamento de Cirugía del Hospital General de Massachusetts y la Escuela Médica de Harvard. Hola, soy Lawrence Achman, director del Laboratorio de Cirugía Molecular y del Departamento de Cirugía del Hospital General de Massachusetts y la Escuela Médica de Harvard.Y soy Mario Zika, director del Laboratorio Quirúrgico de RMN en el Hospital del Massachusetts Journal y afiliado al Centro Aula Martin de la Escuela de Medicina de Harvard. Hoy les mostraremos un procedimiento para la Caracterización Molecular del Hall de Drosophila melanogaster utilizando espectroscopía de resonancia magnética con giro de espín en medicamentos. En nuestro laboratorio, utilizamos este procedimiento para estudiar metabolitos de Sila in vivo con el fin de identificar biomarcadores de enfermedades que contribuyan al desarrollo de nuevas terapias. Así que comencemos.Comience la preparación recolectando moscas recién emergidas durante tres días y luego transfiéralas a viales que contengan alimento fresco para moscas. Incube las moscas recolectadas durante cinco días para que tengan entre cinco y ocho días de edad justo antes del experimento. Solo utilizamos moscas macho en nuestros experimentos.Prepare tubos experimentales de dos mililitros para las moscas utilizando una aguja de insulina calentada con llama para hacer un orificio en la tapa del tubo. Coloque luego una mosca individual en cada tubo que contenga un trozo de alimento para moscas, 24 horas antes del experimento. Utilice una balanza de alta precisión para pesar los tubos inmediatamente antes y después de introducir la mosca, y determine el peso de cada mosca restando ambos valores.Una mosca macho individual suele pesar entre 0,7 y un miligramo con las moscas preparadas. Veamos la preparación del rotor de alto rendimiento en ángulo mágico o H-R-M-A-S. Para comenzar.Coloque un solo tubo en hielo durante menos de un minuto. Para anestesiar la mosca en su interior, coloque la mosca sobre una capa de papel de aluminio puesta en hielo y utilice un pincel suave para empujarla suavemente hacia el espacio hueco semiesférico del inserto de RMN. Asegúrese de que la mosca esté completamente insertada, evitando cualquier lesión.Coloque el inserto en el tubo del rotor de óxido de circonio para ubicar las moscas entre el inserto del rotor y la parte inferior del rotor. Ahora cierre el inserto con un tornillo y cúbralo con paraformo para evitar cualquier contacto entre la mosca y la solución estándar de TSP, que funciona como referencia tanto para el desplazamiento químico de resonancia como para la cuantificación. Añada ocho microlitros de solución estándar de TSB encima del inserto del rotor, asegure y apriete todo el conjunto del rotor con la tapa superior. Con el rotor montado, veamos cómo adquirir los datos de H-R-M-A-S.Introduzca el rotor en la sonda H-R-M-A-S y colóquelo en el ángulo mágico, 54.7 grados. A continuación, ajuste la velocidad de giro del H-R-M-A-S-H un MRS a dos kilohercios MAS y utilice un controlador de velocidad MAS para estabilizarla. Establezca la temperatura a cuatro grados Celsius con una unidad BTO 2000.En combinación con la unidad neumática MAS. Las moscas se mantienen a cuatro grados Celsius durante su permanencia en el espectrómetro para mantener la anestesia, preparar el imán, sintonizar y ajustar la bobina para un rendimiento óptimo y nivelar el imán para obtener una calidad espectral óptima. Una vez completado el nivelado, sincronice el retardo INTERPULSE con la frecuencia de rotación MAS.Establezca el número de transitorios en 256 con 32 768 puntos de datos. Adquiera un espectro unidimensional de un solo paso utilizando una secuencia de pulsos de eco de espín CPMG, car sincronizado con el rotor o Purcell MEO kill. Esta secuencia funciona como un filtro T₂ para eliminar el ensanchamiento espectral.Ahora adquiera el espectro bidimensional de una mosca individual en todas las muestras utilizando una secuencia topsy con pulsos atic. Abra el rotor y retire la mosca. Ahora veamos cómo analizar los datos.Utilizamos el software mare para analizar los espectros de RM de nuestras muestras. Para comenzar, utilice una función de ampliación de línea de 0.5 hercios y aplíquela a todos los HRM A SH uno fis antes de la transformación de cuatro años. Referencie los espectros de RM con respecto al TS P en delta igual a 0.0 partes por millón.Fasear manualmente el espectro y aplicar un estimador de línea base de Whitaker para restar los componentes amplios de la línea base antes de los cálculos del área de los picos. Estimar las áreas de los picos con el software mastre. Escalar las alturas de los picos con respecto a TSP para cada espectro adquirido.Ahora veamos algunos resultados representativos de MRS. A continuación se muestra un espectro típico de una-DH-HRMAS-CPMG adquirido en moscas del tipo silvestre de Oregón. Se detectaron y asignaron los principales componentes lipídicos, glicerol y pequeños metabolitos como beta-alanina, acetato, fosfocolina y fosfoetanolamina, de acuerdo con informes previos. Las señales a 2,02 partes por millón se asignaron a protones del grupo metileno de la fracción propano de ácidos grasos monoinsaturados. Los ácidos insaturados se identificaron mediante una señal a 5,33 partes por millón, producida por los protones del grupo alqueno.Se detectaron pequeños metabolitos que no pudieron asignarse o que no eran visibles mediante el espectro 1D utilizando dos DH una H una top Z-H-R-M-A-S. Así, les hemos mostrado por primera vez cómo estudiar el perfil bioquímico de Drosophila viva utilizando espectroscopía de resonancia magnética de alto rendimiento con giro en ángulo mágico. Al realizar este procedimiento, es importante usar una pinza suave para insertar las moscas sin lastimarlas.Asegúrese de no apretar demasiado el tornillo, evitando así perforar el insecto, y no adquiera espectros durante más de una hora porque las moscas podrían no sobrevivir. Eso es todo. Gracias por ver y buena suerte con su experimento.

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