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- El tratamiento quimioterapéutico para los tumores generalmente se dirige a las células altamente proliferativas, dejando atrás un pequeño subconjunto de la población de células madre, lo que lleva a la recapitulación del tumor. Estas células madre se denominan población secundaria. Dado que la población lateral carece de marcadores celulares específicos, utilizamos un ensayo de eflujo de colorante para aislarlos de otras células tumorales.
Para empezar, añade el tinte de Hoechst a las células tumorales aisladas del pez cebra. Hoechst entra en el núcleo y se une a la región rica en A-T en el surco menor del ADN. La población lateral de las células tiene una mayor concentración de transportadores ABC en la superficie, lo que conduce a un rápido flujo de colorante fuera de la célula, mostrando una baja fluorescencia.
Tome otro frasco de células tumorales tratadas con Hoesct y agréguele verapamilo. Este vial actúa como control, ya que el verapamilo bloquea los transportadores ABC causando una reducción en el flujo de Hoechst, por lo tanto, aumentando la fluorescencia en la población lateral.
Incubar tanto las células de control como las de muestra en la oscuridad. A continuación, contratiñe las células con yoduro de propidio que entran exclusivamente en el núcleo de las células muertas y se intercalan entre las bases del ADN, tiñendo las células muertas de rojo. Por último, clasifique las células utilizando un clasificador de células activado por fluorescencia. En el siguiente protocolo, aislaremos la población lateral de células tumorales del pez cebra.
- Antes de la tinción celular, diluya el colorante Hoechst en agua sin nucleasas para obtener una solución de trabajo de un miligramo por mililitro. Guarde la solución preparada cubierta con papel de aluminio a 4 grados centígrados, luego disuelva 49,1 miligramos de verapamilo en un mililitro de DMSO para obtener una solución inhibidora de 100 micromolares.
A continuación, prepare la muestra añadiendo FBS/PBS 2,5 microlitros de DMSO, 15 microlitros de un miligramo por mililitro de colorante Hoechst y 10 a las seis células tumorales a un tubo FACS con un volumen final de un mililitro.
Para preparar el control, agregue FBS/PBS, 2.5 microlitros de verapamilo de 100 milimolares, 15 microlitros de un miligramo por mililitro de colorante Hoechst. Agregue 10 a las 6 células tumorales, con un volumen final de un mililitro.
Incubar la muestra y el control en un baño de agua a 28 grados centígrados en la oscuridad durante 120 minutos. Después de la incubación, coloque las células inmediatamente en hielo y manténgalas en la oscuridad.
Centrifugar las células a 300 veces G, 4 grados Celsius durante seis minutos. A continuación, retire el sobrenadante y lave las células con un mililitro de FBS/PBS. Gira las celdas a 300 veces G, 4 grados centígrados durante seis minutos una vez más.
Una vez que las células estén granuladas, retire el sobrenadante y vuelva a suspender las células en un mililitro de FBS/PBS. Mantenga las muestras a 4 grados centígrados, hasta la clasificación de las células. 15 minutos antes de la clasificación de células, agregue dos microlitros de un miligramo por mililitro de solución madre de yoduro de propidio por cada mililitro de suspensión celular. A continuación, vórtice bien las muestras.
Analice las suspensiones de células T-ALL de pez cebra teñidas, utilizando un clasificador de células activado por fluorescencia. Excite muestras con un láser UV para el análisis de colorantes de Hoechst y un láser de 488 nanómetros para la detección de yoduro de propidio o células T-ALL positivas para GFP.
- Es posible que sea necesario optimizar el número de células, la concentración de colorante, la temperatura de incubación y la duración de la incubación para cada tipo de célula utilizado, y los cambios en cada una de estas condiciones pueden alterar drásticamente los resultados del ensayo.