Name: Microinyecciones intravenosa de larvas de pez cebra para el Estudio de la lesión renal aguda (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-04T17:32:00.000+00:00
Duration: 15 min 55 s
Description: Aprenda a inducir lesión renal aguda en larvas de Danio rerio mediante microinyecciones intravenosas de gentamicina. Este método permite visualizar daño tubular mediante inmunohistoquímica para estudiar nefrotoxicidad y reparación renal.

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Este trabajo fue financiado por los EE.UU. Institutos Nacionales de Salud (NIH) y subvenciones R01DK069403 P30DK079307.

<ol><li>Hentschel, D. M., Park, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+renal+failure+in+zebrafish%3A+a+novel+system+to+study+a+complex+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Acute renal failure in zebrafish: a novel system to study a complex disease.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 288 (5), F923-F929 (2005).</li>
<li>Majumdar, A., Lun, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+no+isthmus+reveals+a+role+for+pax2.1+in+tubule+differentiation+and+patterning+events+in+the+pronephric+primordia%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Zebrafish no isthmus reveals a role for pax2.1 in tubule differentiation and patterning events in the pronephric primordia.</a> Development. 127 (10), 2089-2098 (2000).</li>
<li>Weinstein, B. M., Stemple, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gridlock%2C+a+localized+heritable+vascular+patterning+defect+in+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Gridlock, a localized heritable vascular patterning defect in the zebrafish.</a> Nat Med. 1 (11), 1143-1147 (1995).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+Zebrafish+Book%22">The Zebrafish Book</a>. , University Oregon Press. Oregon. (1993).</li>
</ol>

En este artículo de vídeo que demuestra una técnica de microinyección intravenosa de un modelo de lesión renal aguda, mediante la creación de gentamicina daño mediado por el túbulo proximal de las larvas de pez cebra. Este daño resulta en la formación del pericardio y / o edema bruto, lo que refleja una incapacidad de regular el equilibrio hídrico. También se describe un experimento inmunohistoquímica con un anticuerpo que marca los túbulos renales diferenciadas (Majumdar et al. 2000), muestra la pérdida de la polaridad celular y una alteración del túbulo proximal en los riñones dañados. Microinyecciones intravenosas representan un método eficaz para la entrega de una sustancia soluble en el torrente sanguíneo de las larvas de pez cebra. Esta técnica es una herramienta excelente para la introducción de una variedad de sustancias y con la ayuda de una inyección uniforme fluorescente marcador se puede repetir muchas veces lo que permite obtener resultados consistentes.

<table><tbody><tr><td>&amp;alpha;6F monoclonal de ratón</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Soporte para bloque EBH-2</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>15899</td><td></td></tr><tr><td>Capilares de vidrio borosilicatado</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100-6</td><td></td></tr><tr><td>Tubos capilares R-6, tubo de vidrio personalizado</td><td>Drummond Scientific</td><td>9-000-3000</td><td></td></tr><tr><td>Polvo catalizador</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>02618</td><td></td></tr><tr><td>Cy3</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>155-165-003</td><td></td></tr><tr><td>Dextrano 10k amarillo de luciferina, fijable con lisina</td><td>Molecular Probes, Life Technologies</td><td>D1825</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Pestaña</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>113</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de gentamicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8648</td><td></td></tr><tr><td>Viales de vidrio de 4 ml</td><td>Weathon</td><td>225012</td><td></td></tr><tr><td>Placa de hierro</td><td>Narishige International</td><td>IP</td><td></td></tr><tr><td>Solución de inclusión JB-4 A</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>0226A</td><td></td></tr><tr><td>Solución de inclusión JB-4 B</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>0226B</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador con joystick</td><td>Narishige International</td><td>MN 151</td><td></td></tr><tr><td>Soporte magnético</td><td>Narishige International</td><td>MN-151</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de microjeringa manual</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aparato de microinyección</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>PV820</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>M3301R</td><td></td></tr><tr><td>Microtomo</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>Shandon Finesse</td><td></td></tr><tr><td>Aceite mineral, ligero</td><td>Fisher Scientific</td><td>0121-1</td><td></td></tr><tr><td>Extractor de pipetas</td><td>Kopf Instruments</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Bandeja de moldeo de plástico</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>16643A</td><td></td></tr><tr><td>Cuchilla de afeitar</td><td>VWR international</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>Calentador de portaobjetos</td><td>Labline Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micrómetro de escala</td><td>WARD&amp;rsquo;s Natural Science</td><td>94 W 9910</td><td></td></tr><tr><td>Base inclinable</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TB 1</td><td></td></tr><tr><td>Polvo de tricaina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-5040</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P7949</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica Microsystems</td><td>S6F</td><td>Microscopio estereoscópico</td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica Microsystems</td><td>M205FA</td><td>Microscopio fluorescente</td></tr></tbody></table>

microinyecciones intravenosa de larvas de pez cebra para el estudio de la lesión renal aguda

Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae to Study Acute Kidney Injury

En este artículo se describe un vídeo modelo del pez cebra de AKI usando gentamicina como la nephrotoxicant. La técnica consiste en microinyecciones intravenosa en el pez cebra fdd 2. Esta técnica representa un método eficaz y rápido de entrega de sustancias solubles en el torrente sanguíneo de las larvas de pez cebra, lo que permite la inyección de pescado 15-20 por hora. Además de los estudios AKI, esta técnica de microinyección también se puede utilizar para otros tipos de estudios experimentales, como la angiografía. Ofrecemos un protocolo detallado de la técnica de los equipos necesarios para las medidas visuales de la función renal disminuida. Además, también demuestran el proceso de fijación, inmunohistoquímica montar todo con un marcador de los túbulos renales, la incorporación de plástico y corte de las larvas de pez cebra. Demostramos que larvas de pez cebra inyectados con gentamicina muestran características morfológicas compatibles con lesión renal aguda: edema, pérdida de polaridad celular en las células epiteliales tubulares proximales, y la alteración morfológica de los túbulos.

Se describe una técnica de microinyección de los aminoglucósidos, la gentamicina, en 2 días después de la fetilization (DPF) de larvas de pez cebra para inducir insuficiencia renal aguda (IRA). También describe un método para montar toda la inmunohistoquímica, plástico inclusión y corte de las larvas de pez cebra para visualizar el daño mediado por IRA.

Microinyecciones intravenosa de larvas de pez cebra para el Estudio de la lesión renal aguda

En este artículo en video, describimos un modelo de LRA en pez cebra utilizando gentamicina como nefrotoxicante. La técnica consiste en microinyecciones intravenosas...

El objetivo general de este procedimiento es crear un modelo de lesión renal aguda en pez cebra utilizando la glicósido aminoglucósido gentamicina como nefrotóxico. Esto se logra primero mediante la inyección de gentamicina en la vena cardenal común de larvas de pez cebra a los dos días posteriores a la fertilización. El segundo paso del procedimiento consiste en evaluar los fenotipos de emus en larvas inyectadas a los cuatro días posteriores a la fertilización.El tercer paso del procedimiento consiste en procesar peces cebra cuatro días después de la fertilización para la tinción de inmunohistoquímica con un anticuerpo contra el epitelio del túbulo renal am. El paso final del procedimiento es seccionar los peces cebra, las larvas, y visualizar los túbulos dañados debido a la pérdida de polaridad celular y a la alteración de la estructura del túbulo. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestren segmentos de túbulos renales dañados mediante inmunohistoquímica con un anticuerpo contra el epitelio renal.Hola, soy Carala San Cosentino del Laboratorio Neil Hari en el Departamento de Biología del Desarrollo de la Universidad de Pittsburgh. Hoy les mostraremos un procedimiento para microinyectar el aminoglucósido Gentamicina en larvas de pez cebra de dos días post-fecundación. Utilizamos este procedimiento en nuestro laboratorio para inducir lesión renal aguda en larvas de pez cebra.Así que comencemos. Comience por reproducir peces cebra adultos tres noches antes del experimento planeado. Para estandarizar embriones a dos días post fertilización, prepare medio E3 utilizando cinco milimolares de cloruro de sodio, 0,17 milimolares de cloruro de potasio, 0,33 milimolares de cloruro de calcio, 0,33 milimolares de sulfato de magnesio, recolecte los embriones y colóquelos en una placa de Petri con agua E3 tibia en un incubador a 28,5 grados Celsius.Retire cualquier embrión muerto de la placa de Petri al final del primer día. Separe los embriones en grupos de 80 a 100 por placa de Petri. Prepare agujas de vidrio para inyección estirando tubos capilares hasta un diámetro final de aproximadamente 10 a 20 micrones con un estirador de electrodos.Después de tirar, coloque la micropipeta bajo un microscopio estereoscópico y use una regla para marcar aproximadamente diez líneas de un milímetro a lo largo de la aguja con un marcador permanente. Almacene las agujas en una placa de Petri grande sobre rampas de arcilla. A continuación, prepare la pipeta de sujeción mediante calor.Pulido de la punta de una capilar de vidrio de borosilicato de pared delgada. Sostenga el capilar de vidrio utilizando pinzas largas y caliente la punta del capilar colocándola verticalmente sobre el cono interno azul claro de la llama durante uno o dos segundos. Gire el capilar para obtener una fusión uniforme.Repita esto varias veces, luego examine el capilar bajo un micrómetro de preparación. El capilar debe tener un diámetro de 0,4 a 0,5 milímetros. Después de preparar los capilares y sus soportes, llene la bomba manual de microjeringa con aceite mineral siguiendo las instrucciones proporcionadas por el fabricante.Inserte el porta-pipetas en un manipulador joystick conectado mediante un soporte magnético a una placa de hierro. Prepare 20 microlitros de la mezcla de inyección de nefrotóxico. 2,4 nanolitros de gentamicina y 17,6 nanolitros de dextrano amarillo de luciferina en el rva control.La gentamicina se sustituye por solución salina. Prepare dos placas de Petri de 30 milímetros con dos mililitros de aceite mineral cerca del microscopio de inyección para depositar las mezclas nefrotóxica y de control antes de la inyección. Prepare el anestésico disolviendo 400 miligramos de polvo de trica en 97,7 mililitros de agua doblemente destilada y 2,1 mililitros de triss uno molar y ajustando a pH siete.Almacene esta solución stock en el congelador en Eloqua de 4,2 mililitros. Para usar trica como anestésico, diluya la solución stock de trica de 4,2 mililitros en 100 mililitros de E tres y déjela a temperatura ambiente. A continuación, prepare las larvas para la inyección bajo un microscopio estereoscópico, retire manualmente las coons con pinzas finas. Anestesie las larvas de pez cebra transfiriéndolas a una placa de Petri con trica calentada a temperatura ambiente.Las larvas de pez cebra deben estar expuestas a trica durante al menos 15 minutos. Antes de comenzar las microinyecciones, abra la punta de la aguja de inyección utilizando una cuchilla de afeitar. Sostenga la cuchilla en un ángulo ligeramente inclinado para crear un bisel y corte la punta de manera que se obtenga una abertura de aproximadamente 10 a 20 micrones de diámetro.Encienda la fuente de alimentación y el suministro de aire para el aparato de microinyección. Inserte la aguja en el portaagujas. Llene la aguja colocando una gota de 10 microlitros de la solución de inyección en la placa de Petri llena de aceite.Bajo el microscopio, encienda la bomba de pico manual y sumerja ligeramente la punta de la aguja. En la gota, configure la bomba de pico en posición de ventilación para llenar la aguja. Este proceso tardará unos minutos.Si la solución entra demasiado rápido en la aguja, el diámetro de la punta es demasiado grande y las inyecciones no serán precisas. Una vez que la aguja esté llena, configure la bomba de pico para mantenerla fija y calibrar la aguja, luego coloque el interruptor de la bomba de pico en la posición controlada. Presione el pedal con el pie para descargar la aguja y registre el tiempo, en segundos, que tarda el menisco en desplazarse de una marca de un milímetro a la siguiente. Repita este procedimiento tres veces, divida el tiempo promedio entre 30, que es el volumen en nanolitros correspondiente a la distancia lineal de un milímetro, y obtenga el número de milisegundos necesarios para administrar un nanolitro de solución.Ajuste el mando del período de rango a este número y mueva el interruptor de tiempo con compuerta a temporizado. Ahora la bomba de pulsos está configurada para entregar un pulso de una nanolitro de solución. A continuación, coloque la placa de Petri con las larvas bajo el microscopio.Agrupe las larvas en el centro de la placa de Petri y enfoque el microscopio. Coloque la pipeta de sujeción en la bomba manual de microjeringa del lado opuesto al microinyector y avance su punta hacia la placa de Petri hasta el plano de enfoque del microscopio. Doble la pipeta con un ángulo bastante suave de manera que la punta misma de la pipeta de sujeción toque el fondo de la placa de Petri y quede cerca de la posición horizontal.Cambie a un aumento mayor en el microscopio y utilice una pestaña súper fina con mango. Posicione al pez cebra larval con el lado dorsal hacia abajo, de modo que la yema quede muy cerca de la pipeta de sujeción. Gire en sentido antihorario el micrómetro que controla la bomba manual de microjeringa para sostener al pez cebra larval succionando la yema dentro de la pipeta de sujeción.Tenga cuidado de no girar demasiado el micrómetro, ya que la yema puede reventar. Si se extrae demasiado dentro de la pipeta de sujeción, enfoque la vena cardinales común en formación, que se encuentra sobre la yema justo debajo del peridermo, y es un sitio de alto flujo sanguíneo. Con el micromanipulador del aparato de inyección.Guíe la aguja hacia la vena cardenal común en desarrollo. Normalmente es necesario retirar ligeramente la aguja después de la inserción, ya que la vena cardenal común es muy superficial. Si la yema de las larvas se mantiene adecuadamente con la pipeta de sujeción, no girará cuando la aguja entre.Injecte un nanolitro de solución presionando el pedal del pie. Luego, libere las larvas de la pipeta de sujeción y regrese esta última al agua de las larvas. Para verificar el éxito de la microinyección, controle la presencia del dextrano de amarillo de luciferina en el corazón de las larvas de pez cebra.Bajo un microscopio de fluorescencia, el amarillo de luciferina permanece visible en el sistema circulatorio durante aproximadamente 20 minutos; devuelva las larvas a medio E3 fresco a los cuatro días post fertilización. Coloque entre 10 y 15 larvas de pez cebra en viales de vidrio de cuatro mililitros y fíjelas en un mililitro de dents durante cuatro horas a temperatura ambiente. Rehidrate las larvas en una serie descendente de metanol P-B-T-P-B-S con 0,5% de PBT, pasando del 75 al 25, del 50 al 50, del 25 al 75 y al 100%, pipeteando la solución fuera y añadiendo solución nueva al mismo vial.Un mililitro de solución por vial. Veinte minutos en cada solución. Las larvas nunca deben exponerse al aire.Siempre deje una pequeña cantidad de solución cubriendo las larvas. Al cambiar las soluciones, retire el PBT y sustitúyalo con un mililitro de solución bloqueadora PBS con 1% DMSO 0.5% entre 20 10% de suero normal de cabra durante tres horas a cuatro grados Celsius en un mutador. Transfiera las larvas a un eppendorf de dos mililitros.Retire el suero bloqueante y sustitúyalo por 300 microlitros de anticuerpo primario. Un anticuerpo monoclonal de sodio potasio en TPS en una dilución de uno a 25 del sobrenadante alfa seis F, y 300 microlitros de solución de incubación PBS con 1% DMSO, 0,5% tween 20 y 2% suero de cabra normal, durante la noche a cuatro grados Celsius en un agitador. Retire el anticuerpo primario y lave tres veces durante 30 minutos cada vez con un mililitro de solución de incubación a temperatura ambiente, colocando en un agitador para cada lavado.A continuación, incubar con el anticuerpo secundario diluido uno a 500 en la solución de incubación durante dos horas a temperatura ambiente. Después de este lavado, realizar tres lavados de 30 minutos cada uno con PBT, e hidratar las larvas mediante una serie gradiente de etanol, dejándolas en remojo durante 10 minutos por cada paso. Preparar la solución de infiltración utilizando 25 mililitros de la solución de inclusión JB cuatro A y 0,24 gramos de catalizador, disolviendo durante 20 a 30 minutos. La solución puede almacenarse a cuatro grados Celsius hasta un mes.Retire el etanol al 100 % y sustitúyalo por la solución de infiltración de plástico. Coloque los tubos a cuatro grados Celsius en un rotador y permita que la infiltración continúe durante aproximadamente 30 minutos hasta que las larvas se hundan al fondo del tubo. Para incluir las larvas, coloque la bandeja de moldes de plástico bajo un microscopio estereoscópico.Transfiera las larvas junto con suficiente solución de infiltración para cubrir las larvas dentro de los recipientes. El medio de inclusión plástico se prepara en un tubo de plástico pequeño. Normalmente incluimos cuatro o cinco larvas a la vez, utilizando una larva por cada recipiente, y preparamos cinco mililitros de plástico de inclusión.Añada 35 microlitros de JB cuatro, solución de inclusión B, por cada mililitro de solución de infiltración; mezcle bien pipeteando arriba y abajo varias veces con una pipeta de plástico o pastilla para asegurar que el JB cuatro polimerice adecuadamente. Una vez preparados cinco mililitros de plástico de inclusión, retire el plástico de infiltración de las muestras redondas con una pipeta de pastilla. Llene el molde con plástico de inclusión; el plástico debe salirse del molde para garantizar una buena fijación del portamuestras al espécimen.Para detectar los túbulos renales de pez cebra, las secciones transversales son las más adecuadas para este propósito. Las larvas deben incluirse verticalmente, con la cabeza hacia abajo, con la ayuda de una pestaña con mango o pinzas finas.Coloque periódicamente las larvas en posición vertical hasta que el plástico esté lo suficientemente duro como para que no se muevan de su posición. Esto tarda aproximadamente de 20 a 30 minutos. Luego, coloque el soporte de dos bloques EVH sobre los recipientes y deje la bandeja a cuatro grados Celsius durante la noche hasta que la polimerización esté completa.Coloque la muestra en el portamuestras del micrótomo y ajuste el calentador de portaobjetos a 45 grados Celsius. Vierta agua desionizada en un vaso de precipitados y colóquelo cerca del micrótomo antes del corte. Asegúrese de que el bloque esté orientado de manera que se obtengan secciones transversales perfectas de las larvas.Las palancas de ajuste de orientación de la cabeza pueden girarse y la iluminación posterior en la colocación de la muestra. Corte secciones gruesas a través de la cabeza. Oriente los bloques de manera que se tomen secciones equivalentes de los ojos para cada larva.Cuando aparezcan las aletas pectorales en las secciones, es ahí donde comienzan los túbulos primitivos. A partir de este punto, corte aproximadamente 32 secciones de 4 micrones de los bloques. Recoja las secciones con pinzas y déjelas caer en el vaso con agua sin tocar el agua con las pinzas.La sección se expandirá tan pronto como toque la superficie del agua. Ahora puede recogerla sobre un portaobjetos. Introduzca el portaobjetos en el agua con un ángulo de 45 grados y acérquese a la sección con ayuda de una pestaña con mango, tocando únicamente los bordes de la sección. Incube los portaobjetos en un calentador de portaobjetos hasta que estén completamente secos e image las secciones utilizando microscopía epi-fluorescente o confocal.Cuando se realiza correctamente, una larva inyectada aparece como se muestra aquí en la imagen superior, con el dextrano amarillo fluorescente de luciferasa en el sistema vascular de las larvas. Si la inyección es demasiado profunda, como en la imagen inferior, se puede observar el material inyectado en el saco vitelino o se puede perforar el corazón, lo que provoca una hemorragia excesiva. Las larvas desarrollaron edema pericárdico como consecuencia de la nefrotoxicidad de la gentamicina, tal como se observa aquí.Las larvas de control en la parte superior no muestran edema pericárdico. Sin embargo, cuando se inyectan con gentamicina, el 80 % de las larvas de pez cebra presentan edema moderado o severo, como indican las flechas en los paneles central e inferior. Utilizamos un sistema de clasificación basado en fenotipos en el que las larvas con edema moderado muestran un edema pericárdico evidente, pero ningún otro fenotipo observable.Mientras que las larvas edematosas severas presentan edema pericárdico y del tronco, ausencia de circulación en el tronco y curvatura accesoria leve a moderada utilizando un anticuerpo contra el túbulo renal de la ATPasa de sodio-potasio. Los túbulos dañados se visualizan en secciones transversales con una evidente pérdida de polaridad celular en los paneles C y D, y la ruptura tubular en los túbulos dañados en comparación con los controles en los paneles A y B. Este patrón es consistente en múltiples secciones transversales al comparar las secciones. Las aletas faringeales y los túbulos contorneados proximales se utilizan como marcadores anatómicos.Acabamos de mostrarle cómo inducir una lesión renal aguda en pececillos cebra larvales. Al realizar este procedimiento, es importante recordar el uso de agujas de inyección con un diámetro de 10 a 20 micrómetros. Puede ser necesario pulir con llama varias pipetas de sujeción para obtener los extremos adecuados, pero una vez que se tiene una adecuada, se puede conservar porque puede durar varias sesiones de inyección.Además, es importante asegurarse de no tener ninguna burbuja de aire en el aparato micro serie JA, ya que esto disminuiría la posición del sistema. Por último, coloque el pez verticalmente durante la inclusión para obtener una sección transversal perfecta del túbulo renal. Eso es todo.Gracias por ver el video y buena suerte con sus experimentos.

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Investigación

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Biología

La lesión renal aguda (IRA) en los seres humanos es un problema clínico común causada por el daño a las células epiteliales que forman nefronas del riñón, y la lesión renal aguda se asocia con altas tasas de mortalidad del 50-70% 1. Tras la destrucción de las células epiteliales, las nefronas tienen una capacidad limitada de regeneración, aunque los mecanismos y las limitaciones que rigen este fenómeno se conoce bien. En este artículo de vídeo, describimos nuestra técnica de ablación láser...

La ablación con láser de la pronefros pez cebra para el Estudio de la regeneración epitelial renal

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Microinyección intravenosa de nefrotoxinas en embrión de pez cebra: una técnica para administrar agentes nefrotóxicos en el torrente sanguíneo de un embrión de pez cebra

El riñón adultos de pez cebra es un sistema excelente para estudios de regeneración y enfermedad renal. Un aspecto esencial de este tipo de investigación es la evaluación de la estructura y función de nefronas. Este protocolo describe varios métodos que se pueden aplicar para evaluar la composición de túbulos nefrona y para evaluar la reabsorción renal.

Análisis de Composición Nephron y función en el riñón adultos de pez cebra

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La regeneración renal en adultos de pez cebra por gentamicina lesión inducida

Las lesiones renales efectuados desde nefrotóxicos, que incluyen medicamentos que van desde antibióticos a los agentes quimioterapéuticos, pueden dar lugar a trastornos complejos cuya patogénesis se conoce por completo. Este protocolo se muestra cómo el pez cebra se puede utilizar para el modelado de la enfermedad de estas condiciones, que se pueden aplicar a la identificación de medidas renoprotective.

Nefrotoxina Microinyección en pez cebra para modelar la lesión renal aguda

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Enfoque preciso de la ablación celular para modelar lesiones renales agudas en el desarrollo de pez cebra

Este artículo demuestra los principios de una inyección rápida, mínimamente invasiva de micropartículas fluorescentes en el circulatory system de peces pequeños y la visualización en vivo de las micropartículas en sangre de peces.

Simple y eficaz administración y visualización de micropartículas en el sistema circulatorio de peces pequeños con inyección de riñón

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