Name: Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-27T09:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Aprende a realizar fenotipado de alto rendimiento en ratones mediante resonancia magnética cerebral. Este método permite obtener imágenes tridimensionales de alta calidad para estudiar estructuras anatómicas mayores y menores.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Este trabajo forma parte del Centro de Ratón Imágenes (ratón) en el Hospital for Sick Children y la Universidad de Toronto.

1. Múltiples imágenes del cerebro de ratón en vivo: Cuando los animales imágenes en vivo, varias características clave debe estar presente a lo largo de la sesión de imágenes: 1) un método seguro de la anestesia, 2) el control del medio ambiente y 3) la monitorización fisiológica. Además, cuando los sujetos de imágenes de forma simultánea, se añaden complejidad en relación con la facilidad y rapidez de preparación y la reproducibilidad de las posiciones de los animales para facilitar el registro de la imagen. En consecuencia, los tres componentes principales personalizadas se han diseñado y fabricado: un sistema de carga para insertar los ratones en las bobinas de radiofrecuencia dentro de la resonancia magnética, una cámara de inducción para facilitar la preparación y una plataforma de control integrado lleva a estandarizar la posición. El sistema de carga: El sistema de carga del mouse se compone de dos partes principales: "conjunto de carga", el "ratón colmena" y la. La función principal de la colmena del ratón es la posición de siete Millipede bobinas de RF (RMN Varian, Palo Alto, CA) en una matriz hexagonal interior de la cavidad del imán. La matriz de carga está diseñado para conservar y transportar varios ratones alojados en tubos de 50 ml centrífuga con agujeros perforados a través de sus consejos para permitir la entrada de gas anestésico. Después de los ratones son anestesiados y la interfaz con el equipo de monitoreo en un área de preparación en las proximidades del imán, que se insertan en los tubos de centrifugación modificado y montado en la matriz de carga. Después de montar todos los ratones, la matriz de carga se transporta y se inserta en el imán y se coloca en un sistema ferroviario. El sistema ferroviario permite a la matriz de par con la sección del ratón cuando se introducen en la cavidad del imán. Cuando esté totalmente insertado en el imán, el muelle de tubos de centrífuga en el sistema de aplicación de anestesia dentro de las bobinas de radiofrecuencia. El isoflurano se mezcla con el oxígeno se suministra desde el final colmena ratón para la muestra a través de un tubo en el eje de cada bobina individual. Esta mezcla de gas anestésico fluye en los tubos, más allá de los ratones y es recogida por una unidad activa de barrido en la pared posterior de la matriz de carga (Figura 1). La Cámara de inducción: Desde los tiempos de imagen puede tardar hasta tres horas, minimizando el tiempo de preparación de los animales es crucial para limitar la exposición del ratón a la anestesia. Por lo tanto, hemos desarrollado una cámara de inducción a medida para agilizar el proceso de preparación (Figura 2). La cámara de inducción personalizada crea un ambiente único para la inducción y el manejo de varios ratones. Construida en material acrílico transparente, las características cámara de inducción obturadores de silicona puertos iris para minimizar las fugas de anestesia y permite al usuario acceder al entorno interno sin necesidad de guantes especiales. En comparación con la máscara convencional y los circuitos de un solo ratón, la cámara de inducción es lo suficientemente grande para albergar a un máximo de veinte ratones y permite la manipulación libre de los ratones sin la unión de tubos pesados ​​y máscaras. El equipo se suministra con un flujo constante de gas anestésico que se recogió mediante un sistema pasivo de recolección de residuos. Elementos de calentamiento por resistencia se utilizan para calentar el suelo de la cámara para mantener la temperatura corporal de los animales durante la preparación. El trineo: Uno de los aspectos más difíciles y requiere mucho tiempo de preparación de los ratones de la resonancia magnética son la aplicación de electrocardiograma (ECG) electrodos y las sondas de temperatura rectal. Además, muchos de los electrodos convencionales, como la del manguito y los electrodos de aguja, se encontraron a distorsionar la postura del animal por lo que es difícil de estandarizar el posicionamiento. Por lo tanto, hemos desarrollado una forma personalizada-equipada con plataforma de posicionamiento integrado ECG, la respiración y las sondas de temperatura llamado el "trineo" (Patente de EE.UU. 7.146.936) (Figura 3). Restricciones de movimiento a partir de cierres de velcro se utiliza para limitar el movimiento de la cabeza. Múltiples pasos del ratón en vivo imágenes del cerebro: <ol><li> Toda investigación requiere del ratón locales del CAC (Comité de Protección de los Animales), la aprobación de IACUC (Cuidado de Animales institucional y el empleo) o su equivalente para los procedimientos de manejo del ratón. </li><li> Todos los procedimientos tales como la identificación y pesaje de los animales debe realizarse bajo una campana de seguridad biológica (BSC) y en la Unidad de RM. Los animales se transfieren a un recipiente de plástico autoclavable y transportado a la cámara de inducción magnética. </li><li> Los ratones son anestesiados en una cámara de inducción precalentado utilizando el 4% de isoflurano y 4 L / min de oxígeno. Los animales son completamente anestesiados una vez que no responden a la pizca de pata. Piel del pecho se elimina con un removedor de pelo (Nair) si es necesario para proporcionar un mejor contacto con el ECG y los dispositivos de control de la temperatura que se han construido en un trineo tirado por encargo. Salve Eva (Tears Naturale PM) se aplica a los ojos para evitar la sequedad, y aproximadamente 0,3 ml de solución salina se administra por vía subcutánea para mantener la hidratación. </li><li> Gd-DTPA-BMA (Omniscan) puedeutilizar si se desea mejorar el contraste. Si Gd-DTPA se va a utilizar, se diluye en (volumen final 300uL) de solución salina y se administra en una sola dosis de 1 mg / kg antes de la sesión de MR a través de IP. </li><li> Los ratones se cargan en trineos individuales, inmovilizado con correas de la cabeza y caer en abierta tubo cónico de 50 ml (Figura 3). Hasta 7 ratones vivos se pueden escanear a la vez. Una vez que todos los animales sean cargados con la monitorización fisiológica conectados, establecer el nivel de isoflurano en la cavidad del imán al 2% y el nivel de oxígeno a 8 L / min. </li><li> Los tubos cónicos se montan en un sistema de acoplamiento (Figura 1) diseñado para los ratones de manera uniforme en cada posición de la bobina de RF situado en el centro de la cavidad del imán. Una vez cargado, el isoflurano puede ser reducido a 0,9-2%. ECG y la temperatura se controlan en cada animal durante todo el curso de la exploración. Los animales se mantienen calientes durante el curso de la exploración con aire caliente. </li><li> La duración de cada análisis en tres dimensiones es de aproximadamente 3 horas. Los detalles son los siguientes: echo giro rápido con el TR de 2300 ms y 36 ms de TEeff. Echo longitud de los trenes de 8 con un promedio. Resolución de la imagen resultante es de 125 micras (Figura 4). </li><li> Cuando haya finalizado la exploración, los animales son retirados del imán y descarga en una cámara de inducción cálida llena de oxígeno al 100%. Los animales se transfieren a una contenedores sellados de plástico y transportados en un BSC. Se colocan en una jaula sin corrientes de aire cálido y les permitió recuperarse de la anestesia. </li></ol> 2. Múltiples ratón ex vivo imágenes del cerebro: No se ve afectado por los artefactos de movimiento, fija la RM consigue una mayor resolución de imagen en vivo. De alta resolución, tridimensionales de bases de datos proporcionan la máxima flexibilidad en la extracción de información cuantitativa y permitir el análisis automatizado de imágenes. A medida amplia de la bobina de RF se ha desarrollado en paralelo para la adquisición de 16 conjuntos de datos de alta resolución RM de cráneo fija en cerebros de ratones en la noche sesiones de exploración. El 16-Coil ex vivo Brain Imaging Array: Una costumbre-construido de 16 bobina de conjunto de solenoide se ha creado a la imagen de 16 muestras al mismo tiempo. Este diseño mejora en un prototipo anterior utiliza la imagen de tres muestras al mismo tiempo en un conjunto de insertar gradiente de 60 mm. Las bobinas de 8 vueltas más de la herida en los extremos para proporcionar una sensibilidad uniforme a menos de 10% en una longitud de 26 mm y blindaje individual dentro de los compartimentos modulares (Idziak y Haeberlen, 1982). Los 16 compartimentos de la bobina se montan en un marco (Figura 5), ​​que las posiciones de las bobinas en el gradiente y la sujeta en su lugar con una cámara de neumático para reducir al mínimo el movimiento. Múltiples pasos del ratón ex vivo de imágenes del cerebro: <ol><li> Cavidad torácica abierta e inserte la aguja (o un conjunto de seguridad de infusión con alas, 25G X 3 / 4) en el ventrículo izquierdo del corazón de un ratón anestesiado (a través de la inyección intraperitoneal de ketamina (150 mg / kg) y xilazina (10 mg / kg) . Cortar la aurícula derecha. </li><li> Perfusión transcardiaca a ras de la temperatura ambiente 30 ml de 1 X PBS + 1 l / mL de heparina (1000 unidades USP / ml) + 2 mM ProHance con un caudal de aproximadamente 100 ml / hr. </li><li> Aprobar la fijación con 30 ml 4% PFA (temperatura ambiente) + 2 ProHance mm a 100 ml / hr. </li><li> Decapitar y eliminar la piel, la mandíbula inferior, las orejas, punta de la nariz cartilaginosa. </li><li> Colocar el resto de la estructura del cráneo PFA al 4% + 2 mM ProHance la noche a 4 ° C. </li><li> Traslado a 1X PBS + 0,02% azida de sodio + 2 mM ProHance. </li><li> De alta resolución de escaneo tres dimensiones de resonancia magnética en 7 Tesla se produce entre 4 días y no meses, más de 2,5 después de la perfusión. Los cerebros se colocan en una matriz de solenoide de 16 canales de la bobina (Figura 5). </li><li> Los parámetros de imagen son los siguientes: echo giro rápido con TR 325 ms y un TEeff de 30 ms, longitud de los trenes eco de 6 con cuatro promedios. Las imágenes finales tienen una resolución isotrópica de 32 micras (Figura 6) y la duración del análisis es de aproximadamente 12 horas. </li><li> Después de la exploración, el lugar del cráneo en formol al 10% + 2 mM ProHance para su conservación. </li></ol> 3. Los resultados representativos: <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. El sistema de carga del mouse. La "matriz de carga" y "ratón colmena" conectado con un sistema de tren de fibra de vidrio común. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. La cámara de inducción. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. A) El trineo, mostrando integrados sensores de monitoreo y el reposacabezas. b) Un ratón anestesiado en un trineo con el reposacabezas unido. El conjunto del trineo se desliza fácilmente en el tubo de centrífuga. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. en vivo de imágenes cerebrales múltiples de una tres horas tres análisis dimensional. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> Figura 5. 16 canales de serie bobina para la digitalización de 16 muestras de cerebro fijo. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig6.jpg" alt="Figura 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"> Figura 6. Representante ex-vivo de imágenes del cerebro.

<ol><li>Bock, N. A., Konyer, N. B., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple-mouse+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple-mouse MRI.</a> Magn. Reson. Med. 49, 158-167 (2003).</li>
<li>Dazai, J., Bock, N. A., Nieman, B. J., Davidson, L. M., Henkelman, R. M., Chen, X. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+mouse+biological+loading+and+monitoring+system+for+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple mouse biological loading and monitoring system for MRI.</a> Magn. Reson. Med. 52, 709-715 (2004).</li>
<li>Spring, S., Lerch, J. P., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexual+dimorphism+revealed+in+the+structure+of+the+mouse+brain+using+three-dimensional+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Sexual dimorphism revealed in the structure of the mouse brain using three-dimensional magnetic resonance imaging.</a> NeuroImage. 35, 1424-1433 (2007).</li>
<li>Idziak, S., Haeberlen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+construction+of+a+high+homogeneity+rf+coil+for+solid-state+multiple-pulse+NMR%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Design and construction of a high homogeneity rf coil for solid-state multiple-pulse NMR.</a> J. Magn. Reson. 50, 281-288 (1982).</li>
</ol>

Tanto los estudios in vivo y ex vivo de imágenes del ratón temas de imagen de varios sistemas a la vez para aumentar el rendimiento de los estudios de imagen considerablemente sin aumentar el tiempo de imágenes. Las imágenes del cerebro de tanto in vivo y ex vivo de ratón con múltiples técnicas de imagen son de alta calidad y son adecuados para fenotipificación estructuras mayores y menores en el cerebro del ratón, respectivamente. Para minimizar el tiempo de preparación de muestras de animales varios, la paralelización de los procesos es de suma importancia. Por ejemplo, el desarrollo de la cámara de inducción permitido para la inducción de las muestras de forma simultánea, y el trineo se ha sincronizado a la aplicación del ECG y las sondas de temperatura, mientras que la normalización de la posición del cuerpo. Además, nuestro sistema ex vivo de imágenes nos permite adquirir de alta resolución imágenes en tres dimensiones, de 16 cerebros enteros fijos a la vez que es ideal para los estudios de fenotipo de alto rendimiento. Las posibles limitaciones de nuestro sistema de imágenes en vivo incluyen la incapacidad para controlar de forma individual de anestesia y de temperatura para cada ratón. Si el control requiere de anestesia individuales pueden ser implementadas con la adición de exclusiva vaporizadores de anestesia para cada ratón. Otra limitación del sistema de imágenes in vivo es que el análisis se limita a los ratones a los que están a menos de aproximadamente 32 gramos. Sin embargo, existe actualmente un plan para aumentar el tamaño de la bobina para dar cabida a los animales más grandes.

<table><tbody><tr><td>Isóflurano, USP (AErrane)</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>CA2L9108</td><td></td></tr><tr><td>NAIR</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lágrimas Naturale P.M.</td><td>Alcon</td><td>DIN 02082519</td><td></td></tr><tr><td>Omniscan (inyección de gadodiamida USP)</td><td>GE Healthcare</td><td>J-110A</td><td></td></tr><tr><td>Plataformas personalizadas</td><td>Dazai Research Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS sin Ca y Mg</td><td>Wisent Inc.</td><td>311-010-CL</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 10000USP/10ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada</td><td>DIN 02264315</td><td></td></tr><tr><td>ProHance (inyección de gadoteridol USP)</td><td>Bracco Diagnostics</td><td>11181</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehído (polvo)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6148-500g</td><td></td></tr><tr><td>Azida sódica</td><td>Fisher Scientific</td><td>S227-100</td><td></td></tr><tr><td>Formalina al 10%</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td></td></tr></tbody></table>

múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de resonancia magnética

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

El campo de fenotipo del ratón con la resonancia magnética (MRI) es de rápido crecimiento, motivado por la necesidad de mejores herramientas para la caracterización y evaluación de modelos de ratón de la enfermedad en humanos. La RM es una modalidad excelente para la investigación de animales alterados genéticamente. Es capaz de cobertura de todo el cerebro, se puede utilizar en vivo, y ofrece múltiples mecanismos de contraste para investigar diferentes aspectos de neuranatomy y fisiología. El advenimiento de alto campo escáneres junto con la capacidad de escanear simultáneamente múltiples ratones permite fenotipo rápido de nuevas mutaciones. Efectiva del ratón estudios de resonancia magnética requieren la atención a muchos aspectos de diseño de experimentos. En este artículo vamos a describir los métodos generales para obtener imágenes de calidad para el fenotipo del ratón mediante un sistema que las imágenes de los ratones al mismo tiempo en la frecuencia de radio protegidos de transmisión / recepción (RF) las bobinas en un imán común (Bock et al., 2003). Nos centramos sobre todo en el fenotipo anatómica, una aplicación importante y accesible que ha mostrado un alto potencial de impacto en modelos de ratón muchos en nuestro centro de formación de imágenes. Antes de que podamos dar los pasos detallados para adquirir este tipo de imágenes, hay importantes consideraciones prácticas, tanto in vivo de imágenes cerebrales (Dazai et al., 2004) y ex vivo de imágenes cerebrales (Spring et al., 2007) que deben tenerse en cuenta. Estos se discuten a continuación.

La resonancia magnética (MRI) se ha convertido en una herramienta cada vez más popular para examinar el fenotipo de los ratones alterados genéticamente. Este artículo ilustra los métodos necesarios para alcanzar un alto rendimiento fenotipo de los ratones alterados genéticamente con múltiples ratón MRI.

Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética

El campo del fenotipado de ratones mediante imágenes por resonancia magnética (IRM) está creciendo rápidamente, impulsado por la necesidad de contar con mejores herramientas para la caracterización y ...

El objetivo general de este procedimiento es lograr un fenotipado de alto rendimiento con ratones vivos o fijados, utilizando resonancia magnética cerebral de múltiples ratones. Esto se consigue primero anestesiando a cada ratón. A continuación, para la exploración in vivo, coloque a cada ratón sobre un trineo de tamaño adecuado antes de montarlo en una matriz de carga y posicionarlo dentro del orificio del imán. O para imágenes ex vivo, realice una perfusión transcardíaca, aísle la estructura del cráneo y colóquela en tubos de imagen, los cuales luego se colocan en una matriz de bobinas solenoides de 16 canales posicionada dentro del orificio del imán. Finalmente, se pueden obtener volúmenes tridimensionales de imágenes por resonancia magnética que muestran imágenes cerebrales de alta calidad adecuadas para fenotipado, así como estructuras mayores y menores en el cerebro del ratón. La ventaja principal de esta técnica frente a métodos existentes como la histología es que conserva la anatomía general de los especímenes aún dentro de sus cráneos y permite una cobertura completa del cerebro y un análisis tridimensional.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en los campos biomédicos, como la relación entre los genes y las distinciones anatómicas que representan fenotipos en el modelo de ratón de enfermedad. En general, las personas nuevas en esta técnica encontrarán difícil el desarrollo de arreglos personalizados de carga de ratones y bobinas de radiofrecuencia necesarios para la obtención de imágenes cerebrales de alto rendimiento. Lo más desafiante antes de comenzar este protocolo es obtener la aprobación para todos los procedimientos de manejo masivo por parte del comité institucional de cuidado animal, del comité local de cuidado y uso de animales, o de un organismo equivalente, así como realizar primeros procedimientos como la identificación y la medición del peso.Las grabaciones de los animales deben realizarse dentro de una cabina de seguridad biológica. A continuación, transfiera los animales a un recipiente plástico autoclaveable para su transporte a la cámara de inducción de RM. Anestesie los animales que serán escaneados en la cámara de inducción precalentada utilizando 4 % de ISO (fluorano) y cuatro litros por minuto de oxígeno.Los animales están completamente anestesiados una vez que dejan de responder al pellizco en la pata. Si es necesario, se puede eliminar el pelaje del pecho utilizando un removedor de vello como nare, para lograr un mejor contacto con los dispositivos de ECG y de monitoreo de temperatura integrados en el trineo personalizado. Asimismo, aplique ISV, como lágrimas artificiales PMM, sobre los ojos para prevenir el secado y administre aproximadamente 0,3 mililitros de solución salina mediante inyección subcutánea.Para hidratar a los animales. Ahora coloque los ratones en trineos individuales con sondas integradas de ECG, respiración y temperatura. Tenga cuidado de colocar las extremidades delanteras y traseras en las depresiones que se encuentran en los trineos.En los casos en que se requiera monitoreo de ECG, asegúrese de que las regiones libres de pelo en la parte inferior del ratón coincidan con las sondas de ECG, inmovilice a cada animal con una correa para la cabeza y una correa para la nariz, y luego deslice cada trineo dentro de un tubo cónico de 50 mililitros de extremo abierto. Hasta siete ratones vivos pueden prepararse para escaneo en una sola sesión de imagen. A continuación, coloque los tubos cónicos en la matriz de carga.Asegúrese de conectar todas las líneas de monitorización fisiológica una vez que todos los animales estén cargados. Establezca el nivel de isoflurano en el interior del imán en 2% y el nivel de oxígeno en ocho litros por minuto. Ahora transporte el arreglo de carga hacia el imán y colóquelo sobre el sistema de rieles.Utilice el sistema de rieles para acoplar el conjunto de carga con el colmenar de ratones, que está diseñado para posicionar uniformemente a los ratones dentro de cada bobina de radiofrecuencia colocada en el centro del orificio del imán. Cuando se inserta completamente en el imán, los tubos centrífugos se acoplan al sistema de administración de anestésico dentro de las bobinas de RF, como se observa aquí; el fluoruro ISOF mezclado con oxígeno se suministra desde el colmenar de ratones hasta la muestra a través de un tubo a lo largo del eje de cada bobina individual. Esta mezcla de gas anestésico fluye hacia los tubos, pasando por los ratones, y es recogida por una unidad de extracción activa conectada a la parte trasera del conjunto de carga.Dependiendo de las lecturas fisiológicas de los animales, como la respiración y la temperatura, los niveles de isof debe establecerse entre 0,9 y 2 %. Ahora, escanee los animales utilizando una secuencia eco de adquisición rápida. La duración de cada escaneo tridimensional es de aproximadamente tres horas, con una resolución de imagen resultante de 125 micrómetros. Asegúrese de monitorear las lecturas de ECG, la respiración y la temperatura en cada animal durante todo el proceso de escaneo.Los animales también deben mantenerse calientes durante la sesión de escaneo con un flujo de aire caliente. Cuando el escaneo esté completo, retire la matriz de carga del imán y colóquela en una cámara de inducción cálida llena con oxígeno al 100 %. Saque a los animales de los tubos y transfiéralos a recipientes plásticos sellados para su transporte a una cabina de seguridad biológica.Finalmente, coloque los animales en una jaula cálida y libre de corrientes de aire y permita que se recuperen de la anestesia para la obtención de imágenes animales ex vivo. Primero, anestesie completamente a los animales mediante una inyección intraperitoneal de una combinación de ketamina y xilacina. Antes de comenzar la perfusión, evalúe el plano quirúrgico de anestesia mediante la compresión del dedo del pie o de la pata.Abra la cavidad torácica e inserte una aguja o un conjunto de infusión con ala de seguridad en el ventrículo izquierdo del corazón. Luego corte el átrio derecho para iniciar la perfusión transcardíaca. Primero, lave con 30 mililitros de solución salina tamponada con fosfato 1x a temperatura ambiente, mezclada con una microlitro por mililitro de heparina y dos milimolar de pro hands, utilizando un flujo de aproximadamente 100 mililitros por hora.Esto debería tardar unos 20 minutos. A continuación, realice un paso de fijación con 30 mililitros de paraformaldehído al 4% a temperatura ambiente mezclado con dos milimoles de pro hands a 100 mililitros por hora. Ahora, decapite el animal y retire la piel, la mandíbula inferior, las orejas y la punta nasal cartilaginosa.Luego, coloque la estructura ósea restante del cráneo en paraformaldehído al 4% mezclado con dos milimoles de pro hands y déjelo toda la noche a cuatro grados Celsius. Al día siguiente, transfiera la muestra a una solución de suero salino tamponado con fosfato 1x mezclada con azida sódica al 0,02% y dos milimoles de pro hands para su conservación. El escaneo de resonancia magnética tridimensional de alta resolución a siete Tesla debe realizarse al menos cuatro días, pero no más de dos meses y medio.Tras la perfusión, coloque los cerebros que se van a imaginar en una matriz de bobinas solenoides de 16 canales y coloque esta dentro del escáner. Ahora escanee los especímenes utilizando una secuencia de eco de spin rápido.Esta duración de escaneo es de aproximadamente 12 horas, y las imágenes finales tendrán una resolución isotrópica de 32 micrómetros. Una vez finalizado el escaneo, retire los especímenes de la bobina de imagen y coloque cada cráneo en una solución de formalina al 10 % con pro hands de dos milimoles para su preservación representativa in vivo. Aquí se muestran múltiples imágenes cerebrales de ratón obtenidas a partir de un escaneo de tres horas.Esta figura muestra tres ejes de visualización para cada uno de los siete ratones escaneados. Aquí se muestra una imagen representativa del cerebro ex vivo con una resolución isotrópica de 32 micrones. Y aquí podemos ver una representación tridimensional de un volumen de imagen ex vivo una vez dominado.Esta técnica in vivo puede realizarse en tres o cuatro horas si se lleva a cabo correctamente. Esta técnica puede ser utilizada por investigadores en muchos campos biomédicos para explorar enfermedades como el lupus, la enfermedad de Huntington y la enfermedad de Alzheimer en el modelo de ratón. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo obtener imágenes de alta calidad del cerebro mediante resonancia magnética, tanto en sujetos vivos como fijados.Gracias por vernos.

multiple-mouse-neuroanatomical-magnetic-resonance-imaging

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este trabajo describe los procedimientos básicos de la no invasiva de animales pequeños MRI y...

No invasiva En Vivo Pequeños Animales MRI y MRS: Procedimientos básicos Experimental

En este artículo se describen las técnicas para realizar imágenes de alta resolución de resonancia magnética funcional con el muestreo de 1,2 mm en el cerebro medio humano y las estructuras subcorticales mediante un escáner 3T. El uso de estas técnicas para resolver los mapas topográficos de la estimulación visual en el ser humano colículo superior (SC) se da como un ejemplo.

De alta resolución Magnética Funcional por imágenes de los métodos de resonancia cerebro medio humano

Una técnica se describe en términos generales para la apertura de la barrera sangre-cerebro en el ratón utilizando microburbujas y ultrasonido. Usando esta técnica, el manganeso se puede administrar al cerebro del ratón. Debido a que el manganeso es un agente de contraste de MRI que se acumula en las neuronas despolarizadas, este enfoque permite imágenes de la actividad neuronal.

Neuroimagen Funcional Utilizando ultrasonidos hematoencefálica perturbación de la barrera y la RM-manganeso mayor

Este video muestra un método, utilizando una clínica 3 T escáner, por contraste mejorado la RM del ratón proyección visual ingenuo y para estudios repetitivos y longitudinales en vivo de la degeneración del nervio óptico asociadas con lesión por aplastamiento del nervio óptico aguda y degeneración del nervio óptico crónica en ratones knock-out (KO p50).

Imágenes in vivo de Óptica de Fibras Nerviosas Integridad de la RM con contraste en ratones

Obstrucción de filamento intraluminal de la arteria cerebral media es el modelo más frecuentemente utilizado en vivo del movimiento experimental en roedores. Una alternativa quirúrgica para permitir la reparación de la arteria carótida común se realiza aquí, lo que permite la reperfusión de la arteria carótida común y una reperfusión completa para el territorio de la arteria cerebral media.

Oclusión de la arteria Cerebral Media permitiendo la reperfusión mediante la reparación de la arteria carótida común en ratones

Este artículo describe un método sencillo para preparar pequeños cerebros animales micro-CT en la proyección de imagen, en que las lesiones se pueden cuantificar y electrodos con alta precisión en el contexto de todo el cerebro.

Un método basado en el Micro-CT para caracterizar las lesiones y la localización de electrodos en cerebros de animales pequeños

El modelado intracraneal de metástasis cerebral se complica por la incapacidad para controlar el tamaño del tumor y la respuesta al tratamiento con métodos precisos y oportunos. La metodología presentada combina la inyección de tumores intracraneales con el análisis de imágenes por resonancia magnética, que cuando se combina, cultiva inyecciones precisas y consistentes, monitorización animal mejorada y mediciones precisas del volumen tumoral.

Modelado de metástasis cerebrales a través de inyección intracraneal e imágenes de resonancia magnética

Este protocolo muestra cómo adquirir datos de imágenes de resonancia magnética sensibles a la neuromelanina de la sustancia negra.

Adquisición estandarizada de datos para imágenes de resonancia magnética sensibles a la neuromelanina de la sustancia negra

Se propone un sistema de registro electroencefalográfico de bajo costo combinado con una bobina de tamaño milimétrico para impulsar la estimulación magnética transcraneal del cerebro del ratón in vivo. Utilizando electrodos de tornillo convencionales con un sustrato de matriz de múltiples electrodos flexible hecho a medida, se puede llevar a cabo la grabación multisitio desde el cerebro del ratón en respuesta a la estimulación magnética transcraneal.

Sistema de registro electroencefalográfico de bajo costo combinado con una bobina de tamaño milimétrico para estimular transcranealmente el cerebro del ratón in vivo

La tomografía de dos fotones en serie (STPT) es una técnica para obtener imágenes de una masa de tejido en su forma tridimensional mediante la combinación de imágenes de dos fotones con el control automático de la etapa y el corte de micrótomos. Aquí describimos un protocolo para implementarlo en cerebros de tití para comprender mejor sus características estructurales.

Tomografía seriada de dos fotones de todo el cerebro del tití para análisis neuroanatómicos

Este protocolo utiliza una cama de múltiples cámaras para la resonancia magnética paralela (RM) de hasta cuatro animales para detectar tumores de adenocarcinoma pancreático en modelos de ratón modificados genéticamente. Este protocolo de resonancia magnética multianimal es rápido y rentable para detectar y medir tumores, facilitando la selección animal para estudios preclínicos y el seguimiento longitudinal del crecimiento tumoral.

Imagen por resonancia magnética multianimal para mediciones tumorales en modelos de ratón con cáncer de páncreas

Aprende a realizar fenotipado de alto rendimiento en ratones mediante resonancia magnética cerebral. Este método permite obtener imágenes tridimensionales de alta calidad para estudiar estructuras anatómicas mayores y menores.

Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética

Explorar más videos