Análisis de patch-clamp perforado mediado por anfotericina-B: una técnica electrofisiológica para estudiar las corrientes iónicas en las células de la vejiga urinaria

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La técnica de pinza de parche perforada permite mediciones en tiempo real de las corrientes iónicas asociadas con la actividad de los canales iónicos en células como el músculo liso detrusor, o DSM, células de la vejiga urinaria.

Para comenzar, cargue la suspensión celular DSM en una cámara de vidrio e incube para permitir la adherencia celular. A continuación, agregue una solución extracelular que contenga iones de tetraetilamonio y cesio a las células adheridas. Estos cationes bloquean los canales de potasio en la membrana celular e inhiben las corrientes de potasio que interfieren.

Posteriormente, tome una pipeta de pinza de parche pulida, un tubo de vidrio delgado y hueco que contiene un electrodo de grabación conectado a un amplificador. Llene la pipeta con una solución intracelular y rellénela con la misma solución pero que contenga anfotericina-B, un antibiótico perforante de membrana.

Ahora, sumerja la punta de la pipeta en la solución extracelular que contiene células DSM. Después de ajustar el potencial y la corriente a los niveles adecuados, avance la punta de la pipeta hacia la membrana celular y controle simultáneamente la resistencia del electrodo.

Un aumento rápido en el valor de resistencia indica que la punta de la pipeta ha alcanzado la membrana celular. Ahora, aplique una succión suave al electrodo para formar un sello hermético llamado giga-seal entre la punta de la pipeta y la membrana plasmática.

Después de la formación del sello, la anfotericina se difunde lentamente en la punta y perfora la membrana, formando poros iónicos. Una vez que se logra una perforación óptima, los iones se mueven entre las celdas y el electrodo, generando corrientes proporcionales a la función del canal iónico.

Pipetee de 0,25 a 1 mililitro de suspensión celular en una cámara con fondo de vidrio colocada en la platina de un microscopio invertido e incube durante al menos 45 minutos para permitir que las células se adhieran. Luego, retire el DS del baño y reemplácelo con una solución E por superfusión.

Tire de varios electrodos de parche, pula al fuego las puntas de los electrodos y cubra las puntas con cera dental si es necesario. Llene la punta de un electrodo de parche con la solución de pipeta sin anfotericina-B sumergiendo brevemente el electrodo en la solución. El éxito de la electrofisiología de patch-clamp depende de la calidad de la célula DSM y de la solubilización de la anfotericina-B.

Rellene el electrodo con la misma solución de pipeta que contiene anfotericina-B y monte el electrodo en un soporte conectado a una etapa de cabezal de amplificador de pinza de parche. Use un micromanipulador para colocar el electrodo justo debajo de la superficie de la solución extracelular de modo que la punta del electrodo quede sumergida.

Luego, determine la resistencia del electrodo utilizando la función de ventana de prueba de membrana del software de adquisición comercial y avance el electrodo hacia la celda de interés. Al tocar la superficie de la celda con el electrodo, forme un giga-sello aplicando una presión negativa suave y rápida al electrodo a través de un tubo. Esto da como resultado una presión negativa en la punta del electrodo, lo que da como resultado un gigasellado exitoso como lo confirma la prueba de membrana.

Espere de 30 a 60 minutos para que la anfotericina-B se difunda por la pipeta y se inserte en la membrana plasmática, formando poros principalmente selectivos para cationes monovalentes. Continúe monitoreando el giga-sello con la función de prueba de membrana.

Cuando la perforación del parche sea óptima, cancele los transitorios de capacitancia ajustando los diales para la capacitancia de la celda y la resistencia en serie en el amplificador. Una vez que se observan las corrientes catiónicas estables de paso de voltaje, registre las corrientes con el protocolo de paso de voltaje de enrutamiento como se describe en el manuscrito.

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Last updated: 18 July 2026