Aislamiento de linfocitos de un parche de Peyer de ratón

0 vistas6:02 min • July 8th, 2025

Los parches de Peyer, PP, agregados de tejidos linfoides organizados en la pared del intestino delgado, contienen células inmunitarias que incluyen linfocitos B, linfocitos T, células dendríticas y macrófagos.

Para aislar linfocitos de PP de ratón, comience con un ratón sacrificado. Hacer una incisión en la pared abdominal, exponiendo la cavidad peritoneal. Localiza el ciego. Diseccione la unión ileocecal para separar el ciego del intestino delgado.

Extirpar el mesenterio e incidir el intestino delgado en el duodeno para extirpar el intestino delgado de la cavidad peritoneal. Coloque el intestino delgado en una placa de varios pocillos que contenga medio frío y enjuague para eliminar los residuos.

Coloque el intestino delgado con el lado mesentérico hacia abajo y humedezca con medio para mantener la hidratación de los tejidos. Identifique los PP: agregados blancos multilobulados en el lado antimesentérico de la pared intestinal.

Extirpe cuidadosamente los PP, excluyendo el tejido intestinal circundante. Transfiera a un tubo que contenga medio. Incubar bajo agitación constante. Este paso de agitación separa la mucosidad, los restos celulares y cualquier materia fecal de los PP, mejorando así la recuperación de los linfocitos PP.

A continuación, transfiera el tejido a un colador celular con un tamaño de malla adecuado. Altere suavemente los PP y libere las células. Enjuague con medio a través del colador para obtener una suspensión de linfocitos unicelulares. Centrifugar la suspensión a baja temperatura para mantener la estabilidad celular.

Vuelva a suspender los linfocitos en medio y utilícelos para análisis posteriores.

Comience colocando un ratón en posición supina y esterilizando el abdomen con etanol al 70%. Hacer una incisión abdominal en la línea media a través de la piel y el peritoneo desde el pubis hasta la caja torácica para abrir la cavidad peritoneal y localizar el ciego y la unión ileocecal.

Haga un corte lo más distal posible, en la unión para separar el intestino delgado del ciego, y corte el mesenterio con unas tijeras para eliminar cuidadosamente todo el intestino delgado hasta el esfínter pilórico.

Corte la unión entre el píloro y el duodeno para separar completamente el intestino delgado de la cavidad abdominal y coloque el intestino delgado aislado en un pocillo de una placa de seis pocillos que contenga medio RPMI frío, suplementado con suero fetal bovino al 10% o FBS en hielo. Luego, agite suavemente los pañuelos manualmente hasta que todos los segmentos estén sumergidos en el medio frío.

Cuando se hayan extraído todos los intestinos, use fórceps para agarrar la grasa mesentérica de un borde del intestino y coloque la muestra, con el lado mesentérico hacia abajo, sobre una toalla de papel. Humedezca todo el segmento intestinal con RPMI más 10% FBS para evitar la deshidratación y pegajosidad de los tejidos, y localice los parches de Peyer, que aparecen como agregados multilobulados blancos con forma de coliflor en el lado antimesentérico de la pared intestinal.

Para recolectar los parches de Peyer, use tijeras quirúrgicas curvas con la curva hacia arriba para extirpar suavemente cada parche de sus bordes distal y proximal, teniendo cuidado de excluir el tejido intestinal circundante, y coloque los parches de Peyer en pocillos individuales de una placa de 12 pocillos que contenga RPMI helado más 10% de FBS, en hielo, a medida que se recolectan.

Cuando se hayan adquirido todos los parches, use tijeras para cortar la punta de una punta de micropipeta de 1 mililitro para que el diámetro sea lo suficientemente grande como para aspirar parches de Peyer individuales, y transfiera los parches de Peyer a un tubo cónico de 150 mililitros por ratón, que contenga 25 mililitros de 37 grados Celsius RPMI más 10% de FBS.

Luego, coloque los tubos en un agitador orbital a 37 grados Celsius con agitación continua de 125 a 150 RPM durante 10 minutos. Al final de la agitación, transfiera los parches de Peyer a un colador celular de 140 micrómetros por ratón y use el extremo de goma del émbolo de la jeringa de 110 mililitros por animal para interrumpir suavemente los parches de Peyer a través de la malla en tubos cónicos individuales de 50 mililitros.

Enjuague los filtros con 15 a 20 mililitros de RPMI frío más 10% de FBS y recoja las células por centrifugación. Después de desechar cuidadosamente el sobrenadante, vuelva a suspender las células a aproximadamente 1 x 107 células por mililitro de RPMI más una concentración de FBS del 10% para el recuento. Luego, transfiera de 2 a 2.5 x 106 celdas por 200 microlitros de medio, a cada pocillo de una placa inferior redonda de 96 pocillos, y granular las celdas por centrifugación.

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Última actualización: 22 agosto 2026