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Los megacariocitos son células grandes y multinucleadas que dan lugar a plaquetas, que son esenciales para la coagulación de la sangre.
Para producir plaquetas in vitro, tome un cultivo en suspensión de células madre hematopoyéticas y progenitoras, HSPC, derivadas de la sangre del cordón umbilical humano.
Agregue trombopoyetina e incube en condiciones fisiológicas. La trombopoyetina se une a su receptor en las HSPC, desencadenando eventos de señalización que conducen a la diferenciación de las HSPC en megacariocitos inmaduros.
Las células inmaduras se someten a un proceso de maduración para formar megacariocitos maduros. Las células maduras son grandes y contienen gránulos secretores citoplasmáticos. Poseen un núcleo poliploide multilobulado y un sistema de membrana invaginada en el citoplasma.
Los megacariocitos maduros producen extensiones citoplasmáticas largas y delgadas: proplaquetas. Las proplaquetas, múltiples inflamaciones del tamaño de plaquetas unidas por puentes citoplasmáticos delgados, se liberan en el medio.
Los puentes citoplasmáticos se rompen, provocando la liberación de plaquetas individuales. Centrífuga para obtener las plaquetas en forma de pellet. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender el sedimento en un tampón que contenga difosfato de adenosina, para la activación de plaquetas, y anticuerpos marcados con fluorescencia, para identificar las plaquetas activadas.
El difosfato de adenosina se une a receptores específicos acoplados a proteínas G en las plaquetas. La unión inicia una cascada de señalización, lo que conduce a la activación plaquetaria. La activación induce una señalización intracelular que activa un complejo de integrina en la membrana plaquetaria. Los anticuerpos marcados con fluorescencia se unen al complejo activado.
Analizar las células mediante citometría de flujo. La presencia de una señal de fluorescencia específica de anticuerpos indica plaquetas activadas.
Para la diferenciación de megacariocitos, sembrar 5 x 105 células CD34 positivas por mililitro en 2 mililitros de medio libre de suero, suplementado con trombopoyetina humana recombinante por pocillo, en una placa de 12 pocillos para su incubación a 37 grados centígrados y 5% de dióxido de carbono en atmósfera humidificada.
En los puntos de tiempo de monitoreo de diferenciación apropiados, recolecte las células de dos a tres pocillos por punto de tiempo sin alterar las células en los otros pocillos y tiña las células recolectadas con anticuerpos anti-CD41 y anti-CD42a para determinar el porcentaje de megacariocitos maduros dentro de los cultivos.
Para la visualización microscópica de los marcadores de la superficie celular, lave las células recolectadas en 1 mililitro de tampón de separación y vuelva a suspender el gránulo en 100 microlitros de tampón fresco. Use un citocentrifugador para sembrar las células en un portaobjetos de vidrio y fije las células al portaobjetos con una inmersión de 30 segundos en metanol. Después del secado al aire, etiquete las celdas con 20 microlitros de medio de montaje suplementado con DAPI y cubra las celdas con un cubreobjetos para su visualización mediante microscopía fluorescente.
Para contar las plaquetas, se recolectan las células en el día 8 o 9 de diferenciación y se siembran las células recolectadas en 1 x 104 células por 200 microlitros de medio fresco sin suero suplementado con trombopoyetina humana recombinante por pocillo en una placa de 48 pocillos. Después de 5 días a 37 grados Celsius y 5% de dióxido de carbono, cuente el número de megacariocitos portadores de plaquetas por pocillo en un microscopio de luz invertida utilizando el objetivo de 10 o 20 veces.
Para analizar la activación plaquetaria, en el día 14 o 15 de cultivo, mezcle suavemente las células con una pipeta Pasteur y recolecte 100 microlitros de células. Agregue 1 mililitro de tampón de Tyrode a las células y gránulas por centrifugación. Recoja el sobrenadante para centrifugarlo para granular las partículas del tamaño de plaquetas y vuelva a suspender las partículas en 100 microlitros de tampón fresco de Tyrode. Luego, etiquete las partículas con anticuerpos anti-PAC-1. Actívelos con difosfato de adenosina durante 20 minutos a temperatura ambiente, y analice el porcentaje de eventos positivos para PAC-1 mediante citometría de flujo.