Introducción de proteínas efectoras bacterianas en células de mamíferos por electroporación

0 vistas4:41 min • July 8th, 2025

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Ciertos patógenos bacterianos gramnegativos entran en contacto con las células huésped y emplean sistemas de secreción para inyectar proteínas efectoras, lo que facilita la invasión celular.

Para administrar proteínas efectoras en células de mamíferos in vitro, pipetee células de mamíferos en una cubeta refrigerada. Agregue proteínas efectoras bacterianas marcadas con péptidos de unión a estreptavidina y mezcle.

Realice la electroporación. Durante la ejecución, los pulsos eléctricos cortos interrumpen la bicapa lipídica de la membrana de la célula huésped para formar poros transitorios, lo que facilita la entrada celular de proteínas efectoras. Coloque las células en una placa de vidrio que contenga medios, permitiendo que las células se recuperen y se adhieran a la placa. Los poros se vuelven a sellar, atrapando las proteínas en su interior.

Después de la recuperación celular, fije y permeabilice las células para el acceso de anticuerpos a objetivos intracelulares. Incubar con una solución bloqueadora que contenga proteínas para evitar la unión de anticuerpos no específicos. Agregue anticuerpos primarios que se unan específicamente a la etiqueta peptídica de unión a estreptavidina en las proteínas efectoras intracelulares.

Introducir anticuerpos secundarios marcados con fluoróforos que se unan a anticuerpos primarios unidos a proteínas efectoras para su visualización. Agregue aglutinina de germen de trigo conjugada con fluoróforo y DAPI para teñir las glicoproteínas de la membrana celular y el ADN, respectivamente.

Con un microscopio confocal, visualice las señales de fluorescencia de las proteínas efectoras, las membranas celulares y el ADN.

Las células electroporadas con éxito exhiben señales fluorescentes intracelulares significativas de proteínas efectoras, lo que sugiere su localización intracelular.

Para comenzar este procedimiento, transfiera 400 microlitros de suspensión celular a una cubeta preenfriada, luego, agregue 20 microgramos de proteína seleccionada para alcanzar una concentración final de 50 microgramos por mililitro. Mueva la cubeta suavemente, unas 10 veces para mezclar y evitar dañar las células. Después de eso, seque el exterior de la cubeta con una toalla de papel para evitar arcos eléctricos en el electroporador.

Coloque la muestra en el electroporador y ajústela a 0,3 kilovoltios durante 1,5 a 1,7 milisegundos. Inmediatamente después de la electroporación, mueva la cubeta suavemente, unas 10 veces, para mezclar bien la muestra antes de proceder a la fijación y tinción de inmunofluorescencia o purificación por afinidad.

Después de cuatro horas de recuperación de la electroporación, lave las células con PBS estéril. Luego, fije las células en metanol al 100% durante dos minutos a temperatura ambiente. Posteriormente, lave las células con PBS estéril tres veces más. Permeabilizar las células con Triton X-100 al 0,4% en PBS durante 15 minutos. Ajuste la longitud de permeabilización y la fuerza de Triton X-100 de acuerdo con el epítopo y la ubicación de la proteína objetivo. Luego, bloquee las celdas con BSA al 5% en PBS durante una hora a temperatura ambiente.

Luego, lávelos tres veces con PBS. A continuación, incube con el anticuerpo primario en la solución de unión a anticuerpos durante la noche, a 4 grados centígrados con un balanceo suave.

Al día siguiente, lave las células cuatro veces más con PBS. Luego, incube con el anticuerpo secundario conjugado fluorescentemente apropiado en la solución de unión de anticuerpos. Agregue otros tintes según sea necesario, como 5 aglutininas micromolares de germen de trigo, o WGA, conjugadas con Alexa 647 o DAPI durante una hora a temperatura ambiente y protegidas de la luz. Luego, lave las células con PBS cinco veces y guárdelas a 4 grados centígrados, protegidas de la luz hasta que estén listas para ser fotografiadas.

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Última actualización: 15 agosto 2026