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Inmunología
0 vistas • 5:54 min • July 8th, 2025
Tome tejido pulmonar murino picado en un tampón de digestión e incube a una temperatura fisiológica.
Las enzimas amortiguadoras descomponen la matriz del tejido, aflojando las células.
Triture para disociar la masa celular y filtre la suspensión con un colador para aislar las células individuales.
Centrifugar para eliminar el sobrenadante con restos de tejido. Incube las células con un tampón de lisis para lisar los glóbulos rojos.
Centrifugar para desechar el sobrenadante que contiene restos celulares. Vuelva a suspender las células y transfiéralas a una microplaca.
Agregue anticuerpos para bloquear los receptores Fc, evitando la tinción de fondo.
Introducir un cóctel de anticuerpos marcado con fluoróforo dirigido a marcadores de superficie específicos en las células inmunitarias innatas (monocitos, macrófagos, células dendríticas, células asesinas naturales, neutrófilos, eosinófilos y células inmunitarias adaptativas: linfocitos B y T).
Fijar y permeabilizar las células. Agregue anticuerpos marcados con fluoróforo específicos para un marcador intracelular en monocitos, macrófagos, células dendríticas y eosinófilos.
Usando citometría de flujo, clasifique las células inmunes marcadas.
Transfiera el pulmón a una placa de Petri. Picarlo con dos bisturíes finos y luego colocarlo en un tubo cónico de 50 mililitros. Agregue 5 mililitros de tampón de digestión para lavar el plato. Asegure la tapa del tubo y digiera el pulmón durante 30 minutos en un agitador orbital a una velocidad de 150 rotaciones por minuto a 37 grados Celsius. Detenga la reacción agregando 10 mililitros de tampón BSA frío.
Después de la digestión, mezcle y disuelva las piezas pulmonares con una aguja de calibre 18. Coloque un filtro de filtro de 70 micrómetros encima de un nuevo tubo cónico de 50 mililitros y transfiera la mezcla de pulmón digerida al filtro.
Use el lado de goma de un émbolo de jeringa de 10 mililitros para romper las piezas pulmonares restantes en el filtro y lávelo con tampón BSA. Centrifugar la suspensión unicelular a 350 g durante 8 minutos a 7 grados centígrados. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender las células en 1 mililitro de tampón de lisis ACK. Mezcle la suspensión con una pipeta de 1 mililitro e incube durante 90 segundos a temperatura ambiente.
Agregue 10 mililitros de tampón BSA frío a la mezcla de reacción y centrifugue a 350 g durante 7 minutos a 4 grados centígrados. Deseche el sobrenadante. Vuelva a suspender el gránulo en tampón de tinción y cuente las células con un hemocitómetro. Vuelva a suspender las células a una concentración de 5 millones de células por mililitro para la tinción superficial.
Transfiera 1 millón de células en 200 microlitros por pocillo a una placa de 96 pocillos y centrifugue la placa a 350 g durante 7 minutos a 4 grados centígrados. Prepare una solución de bloque de citometría de flujo diluyendo el anticuerpo anti-16/32 en el tampón de tinción.
Resuspender las células en 50 microlitros de la solución de bloque de citometría de flujo. Incube la suspensión durante 15 a 20 minutos a 4 grados centígrados o con hielo. Luego, agregue 150 microlitros de tampón de tinción a la placa y centrifugue a 350 g durante 5 minutos a 4 grados centígrados.
Prepare la solución de anticuerpos de superficie diluyendo los anticuerpos de superficie en tampón de tinción. Vuelva a suspender las células en 50 microlitros de la solución de anticuerpos de superficie e incube la placa a 4 grados centígrados en la oscuridad. Luego, lave las células dos veces con tampón de tinción.
Prepare el tampón de fijación y permeabilización mezclando tres partes de diluyente de fijación y permeabilización, y una parte de tampón de tinción. Vuelva a suspender las células en 50 microlitros del tampón preparado previamente por pocillo de la placa de 96 pocillos e incube durante 20 a 25 minutos a 4 grados centígrados en la oscuridad.
Diluya el tampón de permeabilización con agua desionizada purificada para preparar un tampón de permeabilización y utilícelo para lavar las células. Prepare una solución de anticuerpos intracelulares diluyendo con 1 mililitro de tampón de permeabilización. Vuelva a suspender las células en 50 microlitros de la solución de anticuerpos intracelulares diluidos por pocillo de la placa de 96 pocillos e incube durante 40 minutos a 4 grados centígrados en la oscuridad.
Lave las células con tampón de permeabilización y luego con tampón de tinción. Después del lavado final, vuelva a suspender las células en 200 microlitros de tampón de tinción. Adquiera un mínimo de 1,5 millones de células por muestra en el citómetro de flujo.
Este artículo detalla un protocolo para aislar y analizar células inmunitarias de tejido pulmonar murino mediante citometría de flujo. El método incluye digestión del tejido, lisis celular y tinción con anticuerpos específicos para identificar diversos tipos de células inmunitarias.
Este método permite a los equipos de I+D de biofármacos perfilar cuantitativamente poblaciones de células inmunitarias innatas y adaptativas en pulmones de ratón, apoyando la validación de dianas y la reducción de riesgos mecanicistas en programas de inmunología y enfermedades respiratorias. Al proporcionar suspensiones monocelulares reproducibles y listas para citometría de flujo, mejora la confianza predictiva en modelos preclínicos e informa las decisiones de avance o interrupción de candidatos terapéuticos que modulan la inmunidad pulmonar. El protocolo sitúa el fenotipado inmunitario como una capacidad escalable y reutilizable a lo largo de flujos de trabajo de descubrimiento y traslación.
El método se integra en el continuo de descubrimiento desde la validación del blanco hasta la identificación de compuestos prometedores y la evaluación preclínica, proporcionando un contexto inmunológico para la actividad del compuesto en el tejido pulmonar.
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Última actualización: 29 agosto 2026