Name: Imágenes en vivo de los axones de la raíz dorsal después de rizotomía (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-01T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 39 s
Description: Aprende a realizar imágenes en vivo de axones de la raíz dorsal tras rizotomía en ratones transgénicos thy1-YFP. Este protocolo permite monitorear la regeneración axonal repetidamente en animales vivos mediante microscopía de fluorescencia de campo amplio.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Agradecemos al Dr. Alan Tessler por sus comentarios y ayuda editorial. Este trabajo fue apoyado por el NIH NS062320.

1. Microscopio de configurar y preparación de imágenes <ol><li> Nuestra imagen creada se compone de un microscopio estereoscópico Leica MZ16 fluorescentes con una velocidad de obturación rápida y una cámara CCD enfriado controlado por el software Metamorph. </li><li> Prepare una almohadilla térmica de temperatura controlada y ajustar la producción a 32,5 ° C para mantener la temperatura corporal del animal durante y después de la cirugía. </li><li> Ringer tibia estéril la solución o líquido cefalorraquídeo artificial (ACSF) a 32,5 ° C de antemano para el riego de la médula espinal durante la cirugía. </li><li> Anestesiar al animal con una inyección intraperitoneal de xilazina (8 mg / kg) y ketamina (120 mg / kg) de cóctel. </li><li> Afeitarse la parte superior con una maquinilla de pequeños animales y difundir una pequeña gota de crema de depilación en el área afeitada con punta de algodón, hisopos. Minutos más tarde, eliminar la loción aplicada al 70% de etanol esponjas gasa empapada. </li></ol> 2. Laminectomía y la exposición quirúrgica de la raíz dorsal L5 <ol><li> Colocar el animal en una piscina climatizada (32,5 ° C) pad y desinfectar la piel con esponjas empapadas etanol al 70%. </li><li> Bajo la iluminación de campo claro en el microscopio estereoscópico, realizar una incisión (2 - 3 cm) en la piel de la espalda. Si es necesario, utilizar aplicadores de algodón para detener el sangrado. </li><li> Reflejan la musculatura vertebral para exponer las vértebras lumbares subyacente. </li><li> Exponer los segmentos L3-S1 espinal por el lado derecho hemi-laminectomía usando pinzas pequeñas. Una laminectomía parcial de la exposición de 4-6 segmentos de la médula espinal lumbar y sacra se crea mediante la eliminación de la parte derecha posterior de la vértebra L5 a nivel de la cresta ilíaca de la cadera (la ubicación de DRG L5) rostral de la vértebra L2 (2 vértebras caudales de la última costilla). Perfundir la cavidad con solución de Ringer estéril caliente de. </li><li> La posición del animal en un cojín de apoyo (gasa de algodón laminado) para aplanar la columna vertebral. Use ganchos de retracción para ampliar el área expuesta. </li><li> En este punto (aproximadamente 30 minutos después de la primera inyección ip de anestesia, un suplemento (0.5X) debe inyectarse por vía subcutánea con el fin de mantener al animal anestesiado completamente. Por otra parte, el gas de anestesia (2-4% isoflurano en oxígeno 0.5L/min ) puede ser utilizado para anestesia repetida durante las sesiones de formación de imágenes más de 1 hora. </li></ol> 3. Rizotomía / aplastar a la raíz dorsal <ol><li> Cambiar a la excitación de fluorescencia para visualizar YFP etiquetados (+) los axones. </li><li> Con la punta de un Sub-Q (26ga.) aguja, realizar una pequeña incisión en la duramadre que recubre la raíz L5 dorsal (DR). Perfundir en varias ocasiones con solución de Ringer y limpia suavemente con aplicadores de algodón. </li><li> Identifique el sitio de ser aplastado e insertar un lado de la pinza fina (Dumont # 5) subdurally. </li><li> Cerrar las pinzas suavemente pero con firmeza, manteniendo la parte medial de la raíz L5 por 10 segundos, y luego suavemente suelte el fórceps. </li><li> Lavar repetidas veces con solución fisiológica y limpia suavemente con aplicadores de algodón. </li></ol> 4. De adquisición de imágenes y procedimientos de post-op <ol><li> Obtener varias imágenes de toda la zona expuesta incluyendo el sitio de aplastar y DREZ el antes y el después de la aglomeración, tanto en la ampliación de baja y alta. </li><li> Las imágenes se adquieren, ya sea como imágenes individuales o múltiples flujos de 10 a 20 cuadros adquiridos dentro de los 30 - al tiempo de exposición de 40 ms. En enfocar las imágenes son seleccionadas, y un montaje panorama más tarde se crea el uso de Photoshop. </li><li> Para minimizar la formación de cicatrices, bien aplicar un pedazo de membrana delgada matriz sintética (Biobrane), seguido por artificial dura, en la parte superior de la médula espinal expuesta. Asegúrese de cortar las piezas a encajar con precisión en la ventana de la médula espinal expuesta de modo que se adhieren a la médula espinal. </li><li> Cerca de la musculatura con 5-0 suturas estériles y cerrar la incisión de línea media con clips de la herida. </li><li> Inyectar la solución de Ringer (0,3 a 0,5 ml por vía subcutánea), y administración de buprenorfina como analgesia postoperatoria (0,05 mg / kg) por vía subcutánea cada 12 horas durante 2 días. </li><li> Mantener al animal en una almohadilla térmica (34 ° -35 ° C) hasta que se recupere. </li></ol> 5. Imagen repetida <ol><li> Anestesiar al animal y eliminar los clips de heridas y suturas. </li><li> Quitar artificial dura y delgada membrana sintética parches de la matriz y mantenerlos en un tubo estéril con solución de Ringer para su posterior reutilización. </li><li> Quite con cuidado cualquier cicatriz de tejido conectivo acumulada con la punta doblada de una aguja, Sub-Q y unas pinzas finas. Perfundir frecuentemente con solución de Ringer cálida. </li><li> Volver a exponer el campo quirúrgico, incluyendo el sitio aplastar y DREZ, reubicar YFP + axones imágenes en las sesiones anteriores, y repetir los procedimientos descritos en la sección 4. </li></ol> 6. Los resultados representativos: Hemos observado que, mientras no regenerarse después de una lesión en la sección transversal, casi todos los axones + YFP creció a través del sitio delesiones por 3 días después de aplastar (Figura 1) 11. Por lo general, al día siguiente después de aplastar, se observó muerte de devolución de la degeneración de los axones muñón proximal y la fragmentación / degeneración de los axones mismo distal a la aglomeración, que confirmó que los axones dañados había sido adecuadamente (por ejemplo, la Figura 1, el día 3 y 5) . Varios criterios adicionales se aplican para distinguir sin ambigüedad la regeneración de los axones de los axones que se salvaron o se había recuperado de la lesión. Estas fueron las siguientes: (1) axones que se regeneran muestran una expansión de la porción no fluorescente de la YFP + axón en el lugar de aplastar a causa de la degeneración proximal y distal (en contraste con la reducción de la brecha sin etiqueta, debido a citoplasma fluorescentes rellenar el sitio de aplastamiento si los axones sobrevivieron a la lesión), (2) la regeneración de los axones son mucho más delgadas, con menor intensidad fluorescente, y más ondulado que los axones que sobrevivieron a la lesión, (3) la regeneración de axones son más delgados y más débilmente fluorescentes que los fragmentos fluorescentes degeneración de los axones a través del cual se extendieron, (4) a diferencia de los axones supervivientes o salvado, la regeneración de los axones parada en el DREZ, y (5) en contraste con los sobrevivientes o escatimado axones axones que se regeneran no muestran los nodos de Ranvier. La figura 1 muestra cuatro axones superficial + YFP inmediatamente después de aplastar (A1; flechas de colores). Tres días después de la aglomeración, los cuatro axones se extienden una neurita única que crece a través del sitio de aplastamiento (A2). Cinco días después de aplastar, neuritas se mantienen estables y no hay un crecimiento adicional de los axones estos u otros proximal (A3). La regeneración de axones que cruzó el sitio a través de aplastar alargado mucho más grueso y más brillante fragmentos fluorescentes de un axón degenerado (es decir, los tubos endoneurales), y llegar a la DREZ tan pronto como 4 días después de la aglomeración (alrededor de 3 mm / 2 días) 11. Imagen repetida de estos axones y sus puntas cada dos o tres días durante dos semanas más (Figura 2) reveló que no crecen hacia adelante o retroceder, pero se mantuvo inmóvil. El único cambio notable fue la hinchazón de las extremidades y los ejes de algunos axones. Estas observaciones demuestran por lo tanto, inmovilización sorprendentemente rápido y crónica de los axones que se regeneran en el DREZ. <img src="/files/ftp_upload/3126/3126fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1: imagen repetida de la L5 DR YFP + axones en el lugar de aplastar a la raíz dorsal durante 5 días. La porción medial de la raíz L5 fue aplastada (rojo punta de flecha) y la imagen en los días 0, 3 y 5 después de la aglomeración. El área de la aglomeración se magnifica en los paneles de la derecha (A1-A3). <img src="/files/ftp_upload/3126/3126fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2:. Imagen repetida de los axones llegó a la DREZ más de 20 días después de aplastar a la raíz L5 Día 4, tres axones (flechas de colores) llegó a la DREZ. Las puntas de estos axones permanecen en el mismo lugar y tienen un aspecto similar en las sesiones posteriores de imágenes de los días 7, 9, 13, 15 y 20. Posiciones de un extremo del axón en relación con otros consejos de los axones y las señales (asteriscos) se utilizaron para determinar la motilidad axón entre las sesiones de formación de imágenes.

<ol><li>Feng, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neuronal+subsets+in+transgenic+mice+expressing+multiple+spectral+variants+of+GFP%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP.</a> Neuron. 28, 41-51 (2000).</li>
<li>Lichtman, J. W., Sanes, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watching+the+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurocytol%22%5BJournal%5D)">Watching the neuromuscular junction.</a> J Neurocytol. 32, 767-775 (2003).</li>
<li>Bishop, D. L., Misgeld, T., Walsh, M. K., Gan, W. B., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axon+branch+removal+at+developing+synapses+by+axosome+shedding%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Axon branch removal at developing synapses by axosome shedding.</a> Neuron. 44, 651-661 (2004).</li>
<li>Balice-Gordon, R. J., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((in+vivo+visualization+of+the+growth+of+pre-+and+postsynaptic+elements+of+neuromuscular+junctions+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">in vivo visualization of the growth of pre- and postsynaptic elements of neuromuscular junctions in the mouse.</a> J Neurosci. 10, 894-908 (1990).</li>
<li>Trachtenberg, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+in+vivo+imaging+of+experience-dependent+synaptic+plasticity+in+adult+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Long-term in vivo imaging of experience-dependent synaptic plasticity in adult cortex.</a> Nature. 420, 788-794 (2002).</li>
<li>Pan, F., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+of+dendritic+spine+development+in+the+mouse+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging of dendritic spine development in the mouse cortex.</a> Dev Neurobiol. 68, 771-778 (2008).</li>
<li>Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+of+synaptic+plasticity+and+pathology+in+the+living+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroRx%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging of synaptic plasticity and pathology in the living mouse brain.</a> NeuroRx. 3, 489-496 (2006).</li>
<li>Kerschensteiner, M., Schwab, M. E., Lichtman, J. W., Misgeld, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((in+vivo+imaging+of+axonal+degeneration+and+regeneration+in+the+injured+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">in vivo imaging of axonal degeneration and regeneration in the injured spinal cord.</a> Nat Med. 11, 572-577 (2005).</li>
<li>Misgeld, T., Nikic, I., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((in+vivo+imaging+of+single+axons+in+the+mouse+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">in vivo imaging of single axons in the mouse spinal cord.</a> Nat Protoc. 2, 263-268 (2007).</li>
<li>Davalos, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+in+vivo+imaging+of+densely+populated+glia%2C+axons+and+blood+vessels+in+the+mouse+spinal+cord+using+two-photon+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Stable in vivo imaging of densely populated glia, axons and blood vessels in the mouse spinal cord using two-photon microscopy.</a> J Neurosci Methods. 169, 1-7 (2008).</li>
<li>Maio, D. D. i <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((in+vivo+imaging+of+dorsal+root+regeneration%3A+Rapid+immobilization+and+presynaptic+differentiation+at+the+CNS%2FPNS+border%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">in vivo imaging of dorsal root regeneration: Rapid immobilization and presynaptic differentiation at the CNS/PNS border.</a> Journal of Neuroscience. 31, 4569-4582 (2011).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

DR regeneración de imagen directamente en ratones vivos es particularmente difícil porque requiere una laminectomía dorsal sustancial para controlar el crecimiento del axón en una amplia zona seguido por múltiples procedimientos invasivos quirúrgicos y anestésicos en las sesiones de formación de imágenes posteriores. Las estrategias que han contribuido a superar estos retos. Imágenes en primer lugar, el éxito requiere la reducción de la mortalidad del ratón (aproximadamente el 25%), reduciendo al mínimo la duración de l...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nombre del reactivo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentarios </th></tr><tr><td> H línea thy1-YFP (2-4 meses de edad, ambos sexos) </td><td> Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) </td><td> 003782 </td><td></td></tr><tr><td> Xilazina (inyección AnaSed, solución estéril) </td><td> Lloyd Laboratories, (Shenandoah, LA) </td><td> 4811 </td><td> 8 mg / kg </td></tr><tr><td> La ketamina (inyección de clorhidrato de ketamina, USP) </td><td> Hospira, Inc. (Lake Forest, IL) </td><td> 2051 </td><td> 120 mg / kg </td></tr><tr><td> La buprenorfina (inyectable Buprenex) (0,05 mg / kg) </td><td> Reckitt Benckiser Pharmaceuticals Inc. (Richmond, VA) </td><td> 7571 </td><td></td></tr><tr><td> Pequeñas máquinas de cortar el pelo de animales </td><td> Oster Profesional, (McMinnville, TN) </td><td> 76059-030 </td><td></td></tr><tr><td> Loción capilar eliminación </td><td> Church &amp; Dwight Co. (Princeton, NJ) </td><td> NAIR con aceite para bebé </td><td></td></tr><tr><td> Gasas </td><td> Fisher Scientific, (Pittsburgh, PA) </td><td> 22-362-173 </td><td></td></tr><tr><td> Con puntas de algodón </td><td> Fisher Scientific, (Pittsburgh, PA) </td><td> 14 a 960-3T </td><td></td></tr><tr><td> Jeringas de 1 ml </td><td> Becton, Dickinson y Compañía Franklin Lakes, NJ) </td><td> 309602 </td><td></td></tr><tr><td> Subcutánea (Sub-Q) agujas, 26ga. </td><td> Becton, Dickinson and Company (Franklin Lakes, NJ) </td><td> 305115 </td><td></td></tr><tr><td> Tijeras y pinzas de primavera </td><td> Herramientas de Bellas Ciencia, (Foster City, CA) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2,5 mm gubia curva </td><td> Herramientas de Bellas Ciencia, (Foster City, CA) </td><td> 16221-14 </td><td></td></tr><tr><td> Lactato de Ringer USP Inyección </td><td> B. Braun Medical Inc. (Irvine, CA) </td><td> BBR-L7502 </td><td></td></tr><tr><td> Solución salina estéril </td><td> APP Pharmaceuticals, (Schaumburg, IL) </td><td> 918610 </td><td></td></tr><tr><td> Membrana delgada matriz sintética (Biobrane) </td><td> Bertek Pharmaceuticals, (Morgantown, Virginia Occidental) </td><td> 62794-096-251 </td><td></td></tr><tr><td> Artificial dura </td><td> Gore Impedir MVP sustituto Dura, WL Gore &amp; Associates, (Flagstaff, AZ) </td><td> 1MVP40 </td><td></td></tr><tr><td> 5-0 suturas de seda </td><td> Ethicon, Inc. (Somerville, NJ) </td><td> K-580 </td><td></td></tr><tr><td> Clips de la herida </td><td> Perfecto - Ets Bruneau, (Burnea, Francia) </td><td> A75 </td><td></td></tr><tr><td> Estereoscópico fluorescente </td><td> Leica Microsystems, (Wetzlar, Alemania) </td><td> MZ16 </td><td></td></tr><tr><td> CCD de la cámara </td><td> Hamamatsu, (Bridgewater, NJ) </td><td> ORCA-Rx2 </td><td></td></tr><tr><td> Controlador de temperatura </td><td> World Precision Instruments (Sarasota, FL) </td><td> ATC 1000 </td><td></td></tr><tr><td> Metamorph software </td><td> Molecular Devices, (Sunnyvale, CA) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Photoshop </td><td> Adobe Systems, San Jose, CA </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

imágenes en vivo de los axones de la raíz dorsal después de rizotomía

Live Imaging of Dorsal Root Axons after Rhizotomy

Los axones sensoriales primarias heridos por lesiones raíz espinal no se regeneran en la médula espinal, causando dolor crónico y pérdida sensorial permanente. La regeneración de la raíz dorsal (DR) los axones en la médula espinal se previene en la zona de la raíz dorsal de entrada (DREZ), la interfaz entre el SNC y SNP. Nuestra comprensión de los eventos moleculares y celulares que impiden la regeneración en DREZ es incompleta, en parte debido a los cambios complejos asociados con la lesión del nervio se han deducido del análisis post-mortem. Dinámica de procesos celulares, tales como la regeneración axonal, se estudia mejor con las técnicas que la captura de eventos en tiempo real con múltiples observaciones de cada animal vivo. Nuestra capacidad para controlar las neuronas en serie en vivo ha aumentado dramáticamente debido a las innovaciones revolucionarias en la óptica y los transgénicos de ratón. Varias líneas de thy1-GFP ratones transgénicos, en el que los subgrupos de neuronas son genéticamente etiquetados en distintos colores fluorescentes, permiten las neuronas individuales para ser captado en vivo 1. Estos ratones se han utilizado ampliamente para imágenes in vivo de los músculos y el cerebro 2-4 5-7, y han proporcionado nuevos conocimientos sobre los mecanismos fisiológicos que los análisis estáticos no se podría haber resuelto. Los estudios de imágenes de las neuronas en la médula espinal que viven sólo recientemente han comenzado. Lichtman y sus colegas han demostrado su viabilidad mediante el seguimiento de heridos columna dorsal (DC), los axones con un amplio campo de la microscopía 8,9. Multi-fotón de imágenes in vivo de la profunda posición axones DC, microglia y los vasos sanguíneos también se ha logrado 10. En los últimos años, hemos sido pioneros en la aplicación de imágenes in vivo para controlar la regeneración de los axones DR con amplio campo de la microscopía y la línea H de thy1-YFP ratones. Estos estudios nos han llevado a una nueva hipótesis acerca de por qué los axones DR se les impide la regeneración de la médula espinal 11. En la línea H de thy1-YFP ratones, distintas YFP + axones son superficialmente posición, que permite a varios axones a ser monitoreados simultáneamente. Hemos aprendido que los axones DR llegar a DREZ son mejores imágenes en el lumbar que en la médula espinal cervical. En el presente informe se describen varias estrategias que nos han sido útiles para asegurar imágenes de éxito a largo plazo y de la regeneración de los axones repetidas DR. Estos incluyen métodos que eliminan la intubación y la interrupción de las vías respiratorias repetidas, minimizar la cirugía asociada con el estrés y la formación de cicatrices, y obtener imágenes estables en alta resolución sin fototoxicidad.

Un<em&gt; In vivo</em&gt; Imágenes de protocolo para monitor principal axones sensoriales después de aplastar a la raíz dorsal se describe. Utilizar los procedimientos de campo amplio microscopía de fluorescencia y thy1-YFP ratones transgénicos, y permitir imágenes repetidas de la regeneración de axones más de 4 cm en el SNP y la interacción axón con la interfaz del sistema nervioso central.

Imágenes en vivo de los axones de la raíz dorsal después de rizotomía

Los axones sensoriales primarios lesionados por traumatismos de las raíces espinales no logran regenerarse hacia la médula espinal, lo que provoca dolor crónico y una pérdida sensorial permanente. ...

El objetivo general de este procedimiento es investigar la regeneración de la raíz dorsal con el fin de descubrir un método para inducir una regeneración significativa tras lesiones de las raíces espinales. Esto se logra primero mediante la creación de una hemilaminectomía espinal que expone la raíz dorsal derecha L cinco y permite la visualización de axones positivos marcados con YFP en la médula espinal y la raíz dorsal. A continuación, la raíz dorsal L cinco se comprime cuidadosamente para asegurar un sangrado mínimo.Después de la compresión, se realiza una imagen del sitio de compresión para verificar la posición de la raíz dorsal lesionada en la lesión. En varios puntos temporales, se obtienen imágenes del sitio de la lesión y de la zona de entrada de la raíz dorsal para determinar la capacidad de los axones dañados para regenerarse dentro de la médula espinal. Finalmente, se pueden obtener resultados que muestran que los axones en regeneración se inmovilizan rápidamente y permanecen estacionarios al entrar en la zona de entrada de la raíz dorsal o DREZ.La principal ventaja de esta técnica frente a las técnicas existentes, como la obtención de imágenes en un animal muerto, es

live-imaging-of-dorsal-root-axons-after-rhizotomy

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Fuente: Cheah, M., et al. Inyección de ganglios de la raíz dorsal y lesión por aplastamiento de la raíz dorsal como modelo para la regeneración sensorial de axones. J. Vis. Exp. (2017). Este video muestra un procedimiento paso a paso para inyectar una suspensión viral en los ganglios de la raíz dorsal (DRG) e inducir una lesión axonal controlada a través de un aplastamiento de la raíz dorsal en una rata anestesiada. El protocolo implica exponer los DRG, administrar un vector viral promotor del...

Modelado de la regeneración sensorial de axones en una rata mediante la inyección de ganglios de la raíz dorsal y la lesión por aplastamiento de la raíz dorsal

Fuente: Shannonhouse, J., et al. Imágenes de calcio in vivo Imágenes de calcio de conjuntos neuronales en redes de neuronas sensoriales primarias en ganglios de raíz dorsal intactos. J. Vis. Exp. (2023). El video muestra una técnica de imagen de calcio in vivo para monitorear la actividad neuronal en los ganglios de la raíz dorsal (DRG) de un ratón transgénico. Las neuronas DRG expresan un indicador de calcio que aumenta la intensidad de la fluorescencia al unirse al calcio. Los estímulos...

Imágenes de calcio in vivo de conjuntos neuronales en los ganglios de la raíz dorsal intacta de un ratón

Aunque el sistema nervioso periférico (SNP) es capaz de reparación después de una lesión significativa, poco se sabe acerca de los mecanismos celulares y moleculares que rigen este fenómeno. El uso directo, el pez cebra transgénico y un ensayo de corte transversal del nervio reproducible, podemos estudiar los comportamientos de células gliales dinámicos durante la degeneración del nervio y la regeneración.

Motor transección del nervio y Time-lapse de imágenes de Conductas de células gliales en el pez cebra en vivo

Inhibición presináptica GABAérgicas es un poderoso mecanismo inhibitorio en la médula espinal importante para el motor y la integración de la señal sensorial en las redes de la médula espinal. Subyacente despolarización aferente primaria se puede medir mediante el registro de los potenciales de la raíz dorsal (DRP). Aquí se demuestra un método de grabación en vivo de DRP en ratones.

Medición de la columna vertebral presináptica inhibición en ratones mediante la raíz dorsal de grabación Potencial<em&gt; En Vivo</em

Presentamos un protocolo que utiliza microscopía de lapso de tiempo de excitación de dos fotones para visualizar simultáneamente la dinámica de las lesiones de axones y mielinas en tiempo real. Este protocolo propuesto permite estudiar los factores intrínsecos y extrínsecos que pueden influir en el destino de los axones mielinizados centrales después de una lesión y contribuir a la discapacidad clínica permanente.

Una Ex Vivo Médula espinal inducida por láser Lesiones modelo para evaluar los mecanismos de degeneración axonal en tiempo real

Este protocolo presenta el uso de una inyección de ganglios de la raíz dorsal (DRG) con un vector viral y una lesión concurrente por aplastamiento de la raíz dorsal en una rata adulta como modelo para estudiar la regeneración sensorial de los axones. Este modelo es adecuado para investigar el uso de la terapia génica para promover la regeneración sensorial de los axones.

Inyección de raíz dorsal ganglio de raíz dorsal y Lesión por aplastamiento como modelo para la regeneración del axón sensorial

La electroporación es un enfoque efectivo para entregar genes de interés en las células. Al aplicar este enfoque en vivo en las neuronas del ganglio de la raíz dorsal de ratón adulto (DRG), se describe un modelo para el estudio de la regeneración del axón en vivo.

Investigadora de axón mamífero de regeneración: En Vivo electroporación de ganglio de raíz Dorsal de ratón adulto

La grabación de una sola fibra es una técnica electrofisiológica eficaz que es aplicable a los sistemas nerviosos central y periférico. Junto con la preparación de DRG intacto con el nervio ciático adjunto, se examina el mecanismo de falla de conducción. Ambos protocolos mejoran la comprensión de la relación del sistema nervioso periférico con el dolor.

Uso de la grabación de una sola fibra In Vivo y el ganglio de raíz dorsal intacto con nervio ciático adjunto para examinar el mecanismo de falla de conducción

Este protocolo describe la exposición quirúrgica del ganglio de la raíz dorsal (GRD) seguida de GCaMP3 (indicador de Ca2+ codificado genéticamente; Proteína fluorescente verde-Calmodulina-M13 Proteína 3) Imagen de Ca2+ de los conjuntos neuronales utilizando ratones Pirt-GCaMP3 mientras se aplica una variedad de estímulos a la pata trasera ipsilateral.

In vivo Imágenes de calcio de conjuntos neuronales en redes de neuronas sensoriales primarias en ganglios intactos de la raíz dorsal

El presente protocolo describe imágenes de calcio in vivo para medir las respuestas de conjuntos de neuronas lumbar-6 DRG a estímulos somáticos y viscerales. Se pueden hacer comparaciones exhaustivas entre las neuronas que responden a diferentes estímulos. Este protocolo es valioso para investigar los mecanismos del dolor visceral y la estimulación somática, como la acupuntura.

in vivo Imágenes de calcio de la respuesta de las neuronas de los ganglios de la raíz dorsal a estímulos somáticos y viscerales

Este estudio presenta una manipulación quirúrgica para exponer el T-DRG en ratones anestesiados para la obtención de imágenes de calcio in vivo , junto con registros sincrónicos de ECG. Este método representa una herramienta de vanguardia para estudiar la estimulación de los nervios eléctricos periféricos y las entradas de los órganos viscerales torácicos, así como sus interacciones a nivel sensorial primario.

Imágenes de calcio y registro de ECG de los ganglios de la raíz dorsal torácica (DRG) in vivo para el estudio de la estimulación de los nervios periféricos

Aprende a realizar imágenes en vivo de axones de la raíz dorsal tras rizotomía en ratones transgénicos thy1-YFP. Este protocolo permite monitorear la regeneración axonal repetidamente en animales vivos mediante microscopía de fluorescencia de campo amplio.

Imágenes en vivo de los axones de la raíz dorsal después de rizotomía

Explorar más videos