Name: Autólogo de células progenitoras endoteliales-Siembra Tecnología y las pruebas de biocompatibilidad para dispositivos cardiovasculares en el modelo animal de gran (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 49 s
Description: Aprende a sembrar implantes vasculares con células progenitoras endoteliales autólogas para mejorar la biocompatibilidad en modelos porcinos. Este método reduce el riesgo de trombosis en dispositivos cardiovasculares.

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Los autores desean agradecer a Leica Microsystems por sus valiosos consejos sobre la imagen de las secciones de titanio y Gemini Bio-Productos para la prestación del suero porcino utilizado en este estudio. También agradecer a los NIH, por su apoyo a través de subvenciones &quot;forro autólogo EPC para mejorar la biocompatibilidad de los dispositivos de asistencia circulatoria&quot;, RC1HL099863-01. Además, estamos agradecidos por el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias de Postgrado de Becas de Investigación de Alexandra Jantzen. También agradecer a George rápido, Mike Lowe y Parker Ianthia por su ayuda en muchos aspectos de la intervención quirúrgica y el manejo de los animales de nuestra investigación. Steven Owen ha sido muy valioso para el mecanizado de piezas que muchos de nuestros dispositivos de siembra y corte de tubos de titanio.

<ol><li>Achneck, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathophysiology+of+bleeding+and+clotting+in+the+cardiac+surgery+patient%3A+from+vascular+endothelium+to+circulatory+assist+device+surface%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Pathophysiology of bleeding and clotting in the cardiac surgery patient: from vascular endothelium to circulatory assist device surface.</a> Circulation. 122, 2068-2077 (2010).</li>
<li>Achneck, H. E., Sileshi, B., Lawson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+the+biology+of+bleeding+and+clotting+in+the+surgical+patient%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular%22%5BJournal%5D)">Review of the biology of bleeding and clotting in the surgical patient.</a> Vascular. 16, 6-13 (2008).</li>
<li>Arvidsson, S., Askendal, A., Tengvall, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+plasma+contact+activation+on+silicon%2C+titanium+and+aluminium%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Blood plasma contact activation on silicon, titanium and aluminium.</a> Biomaterials. 28, 1346-1354 (2007).</li>
<li>Achneck, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biocompatibility+of+titanium+cardiovascular+devices+seeded+with+autologous+blood-derived+endothelial+progenitor+cells%3A+EPC-seeded+antithrombotic+Ti+Implants%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The biocompatibility of titanium cardiovascular devices seeded with autologous blood-derived endothelial progenitor cells: EPC-seeded antithrombotic Ti Implants.</a> Biomaterials. 32, 10-18 (2011).</li>
<li>Kang, C., Bonneau, M., Brouland, J. P., Bal dit Sollier, C., Drouet, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+pig+models+of+venous+thrombosis+mimicking+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+Haemost%22%5BJournal%5D)">In vivo pig models of venous thrombosis mimicking human disease.</a> Thromb Haemost. 89, 256-263 (2003).</li>
<li>Ueberrueck, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+ovine+and+porcine+animal+models+for+biocompatibility+testing+of+vascular+prostheses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of the ovine and porcine animal models for biocompatibility testing of vascular prostheses.</a> J Surg Res. 124, 305-311 (2005).</li>
<li>Velik-Salchner, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normal+values+for+thrombelastography+%28ROTEM%29+and+selected+coagulation+parameters+in+porcine+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+Res%22%5BJournal%5D)">Normal values for thrombelastography (ROTEM) and selected coagulation parameters in porcine blood.</a> Thromb Res. 117, 597-602 (2006).</li>
<li>Yoder, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redefining+endothelial+progenitor+cells+via+clonal+analysis+and+hematopoietic+stem%2Fprogenitor+cell+principals%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Redefining endothelial progenitor cells via clonal analysis and hematopoietic stem/progenitor cell principals.</a> Blood. 109, 1801-1809 (2007).</li>
<li>Achneck, H. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAchneck%2C+HE+%22American+Heart+Association+Scientific+Sessions%2C+Abstract+Oral+Sessions%2C+Medical+Aspects+End+Stage+Heart+Failure%3A+Transplantation+and+Device+Therapies%22">American Heart Association Scientific Sessions, Abstract Oral Sessions, Medical Aspects End Stage Heart Failure: Transplantation and Device Therapies</a>. , (2010).</li>
<li>Achneck, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerating+titanium+ventricular+assist+device+surfaces+after+gold%2Fpalladium+coating+for+scanning+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Res+Tech%22%5BJournal%5D)">Regenerating titanium ventricular assist device surfaces after gold/palladium coating for scanning electron microscopy.</a> Microsc Res Tech. 73, 71-76 (2010).</li>
<li>Ford, J. W., Welling, T. H., Stanley, J. C., Messina, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PKH26+and+125I-PKH95%3A+characterization+and+efficacy+as+labels+for+in+vitro+and+in+vivo+endothelial+cell+localization+and+tracking%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">PKH26 and 125I-PKH95: characterization and efficacy as labels for in vitro and in vivo endothelial cell localization and tracking.</a> J Surg Res. 62, 23-28 (1996).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El método de los tubos de siembra de células-Ti que aquí se presenta permite a los médicos y científicos de forma rápida y uniforme endothelialize contacto con la sangre de las superficies de los dispositivos implantables. Ya que aislar y expandir las CPE a partir de muestras de sangre periférica, procedimiento invasivo no es importante para la cosecha de estas células. Además, el EPC son autólogas, por lo tanto, el riesgo de una reacción inmune al implante de células cabeza de serie, se elimina. Los principios que demostró en su protocolo se puede utilizar no sólo para los tubos de Ti, pero para muchos otros biomateriales, que se utilizan en la medicina cardiovascular. Los pasos críticos de este protocolo son la limpieza minuciosa de los tubos de Ti, como se comprueba que una película adherente de la adhesión celular contaminante compromisos. Además, una baja velocidad de rotación (inversamente proporcional al diámetro del tubo) es esencial durante el proceso de siembra, de manera que poco a poco EPCs pueden resolver y se adhieren a la superficie como el tubo de Ti está en movimiento. Nuestro método de siembra inmediatamente antes de la implantación evita práctico ex casos la cultura vivo, las células se adhieran de forma individual y luego formar una hoja confluente en vivo, evitando la posibilidad de la embolización como una hoja inmediatamente después de la re-establecimiento del flujo. Nuestros estudios previos muestran que una vez que el EPC ha crecido a una capa confluente, hacen una matriz extracelular a la que se adhieren firmemente, además, reducir al mínimo cualquier posible desprendimiento de una capa de endotelio. Aunque la posibilidad de desprendimiento de embólicos no se puede descartar del todo, parece ser múltiple riesgo menor que la trombosis de la superficie del dispositivo completo, el problema de que esta terapia está diseñada para prevenir. Nuestro enfoque de implantación en el corte bajo, el medio ambiente protrombótico de la vena cava inferior utiliza uno de los modelos animales más grandes de confianza para la investigación de la compatibilidad de sangre y la trombosis de los dispositivos de 5,6. Tenga en cuenta que todo el cuidado de los animales y la experimentación se llevó a cabo de acuerdo con el Instituto Nacional de Pautas de Salud para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y sólo después de la aprobación de la Universidad de Duke Cuidado de Animales institucional y el empleo. Con el fin de utilizar con éxito este método para probar la implantación de biomateriales y dispositivos, es importante esqueletizar pacientemente el segmento de vena cava inferior y ligar todos los buques de rama venosa en la preparación para la inserción del dispositivo, de forma que no presente sangrado alrededor del dispositivo se origina en una &quot;falsa luz. Otro paso importante es la adición de DPBS en el lumen del dispositivo de tal manera que las células en la superficie interior del tubo permanecer húmeda durante el cierre de la veinotomy y antes de la reperfusión se inicia. Si el dispositivo no se puede encontrar en el lugar donde se implantó, que pueden haber migrado &quot;hacia arriba&quot; en la vena cava inferior. Esto se puede prevenir mediante la colocación de una sutura (4-O Prolene) a través de la pared de la vena ya través de un 2 a 3 mm de sección de la tubería de PVC para que el tubo está firmemente anclada en su actual ubicación. En caso de que el investigador tiene dificultades para encontrar las células con fluorescencia pre-etiquetados se muestra en la Figura 8 después de la explantación en un tubo de otro modo patente, es probable que las células se han pelado como una hoja coherente. Esto se puede prevenir mediante la disección muy suave alrededor de la vena o desmontaje de las tres secciones del tubo del Ti, después de la fijación de la vena junto con el tubo. Nuestra tecnología ofrece una prueba de concepto para el dispositivo de prevención de la trombosis cardiovascular a través de EPC-siembra. Esta tecnología se puede utilizar en el desarrollo de &quot;biogénico&quot; alineado con los implantes de los pacientes propias células progenitoras endoteliales. El estudio de viabilidad de nuestro modelo animal porcino establece los primeros pasos para la traducción de esta &quot;medicina personalizada&quot; en la práctica clínica.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reactivo </td><td> Nombre de compañía </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Acepromacina </td><td> Boehringer-Ingelheim </td><td> BIC670025 </td><td> NAC # 10280002 </td></tr><tr><td> Alconox limpiador de precisión Desarrollado </td><td> Alconox </td><td> 1104 </td><td></td></tr><tr><td> Balfour quirúrgica Retractor </td><td> Adler </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Baytril </td><td> Bayer </td><td> APVMA 46028/0705 </td><td></td></tr><tr><td> Mariposa con aguja (19G) </td><td> Terumo </td><td> SV19CLK </td><td></td></tr><tr><td> Clorhexidina </td><td> 3M </td><td> 9200 </td><td></td></tr><tr><td> Abrazaderas (45 grados) </td><td> Aesculap </td><td> FC339T </td><td></td></tr><tr><td> DPBS (-/-) </td><td> Gibco </td><td> 14190-144 </td><td></td></tr><tr><td> DPBS (+/+) </td><td> Gibco </td><td> 14040-133 </td><td></td></tr><tr><td> DuraPrep </td><td> 3M </td><td> 8635 </td><td></td></tr><tr><td> EBM-2 medianas </td><td> Lonza </td><td> CC-3156 </td><td> Base para los medio de cultivo libre de suero y completa </td></tr><tr><td> EGM-2 SingleQuots </td><td> Lonza </td><td> CC-3162 </td><td> Se utiliza con EBM-2, tanto para el medio de cultivo libre de suero y completa </td></tr><tr><td> Herramienta de electrocauterio </td><td> Valleylab </td><td> SurgII-20 </td><td></td></tr><tr><td> Materia esmeril </td><td> 3M </td><td> 60-0700-0425-8 </td><td> Grano 240 </td></tr><tr><td> Euthasol solución de la eutanasia </td><td> Virback Sanidad Animal </td><td></td><td> ANADÁ #: 200-071 </td></tr><tr><td> Fentanilo parche </td><td> Actavis </td><td></td><td> NDC 67767-120-18 # </td></tr><tr><td> Flunixina </td><td> Schering-Plough </td><td></td><td> NAC #: 10470183 </td></tr><tr><td> Sonda Foley (16F) </td><td> Bardo </td><td> 730116 </td><td></td></tr><tr><td> HBSS </td><td> Sigma </td><td> H8264-500ML </td><td></td></tr><tr><td> Pistola de aire caliente </td><td> Milwaukee </td><td> 8988-20 </td><td></td></tr><tr><td> Heparina </td><td></td><td></td><td> NDC #: 25021 </td></tr><tr><td> Histopaque-1077 </td><td> Sigma </td><td> H8889-500ML </td><td></td></tr><tr><td> Intubación Tubo </td><td> Mallinckrodt </td><td> 86113 </td><td></td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td> MWI, Meridian </td><td></td><td> NDC # 13985-030 </td></tr><tr><td> IV catéter (18G) </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 381547 </td><td></td></tr><tr><td> La ketamina </td><td> Fort Dodge </td><td></td><td> NDC # 0856-2013 </td></tr><tr><td> Nivel </td><td> Swanson </td><td> LLA001 </td><td></td></tr><tr><td> Luer-Lock tapón en el extremo </td><td> CML suministro </td><td> 909-001 </td><td></td></tr><tr><td> Bupivacaína </td><td> Hospira </td><td></td><td> NDC #: 0409-1560-10 </td></tr><tr><td> Metzenbaum </td><td> Adler </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Micro-introductor (5F) </td><td> Galt </td><td> KIT 002-01 </td><td></td></tr><tr><td> Pinzas mosquito </td><td> Adler </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Motor </td><td> Herbach y Rademan </td><td> H1-08 </td><td></td></tr><tr><td> Oximorfona </td><td> Endo Laboratorios </td><td></td><td> NDC: 63481-624-10 </td></tr><tr><td> PKH26 tinte Kit </td><td> Sigma </td><td> PKH26GL-1KT </td><td></td></tr><tr><td> Suero porcino </td><td> Gemini Bio-Productos </td><td> 100-115 </td><td> 2% de concentración en el medio de cultivo completo </td></tr><tr><td> Potts Tijeras </td><td> Adler </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Vista la piel precisa de la grapadora </td><td> 3M </td><td> 3998 </td><td></td></tr><tr><td> Tubo de PVC </td><td> McMaster-Carr/Insultab </td><td> 7132K117 </td><td> ampliado ID 15,88 mm, recuperado ID 7,95 mm </td></tr><tr><td> Tamaño medio del ángulo derecho </td><td> Adler </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Hoja de bisturí (# 10-15) </td><td> Bardo </td><td> 373910 </td><td></td></tr><tr><td> Tubo de silicona </td><td> McMaster-Carr </td><td> 51735K26 </td><td> 16,64 mm OD, 9,52 mm de diámetro </td></tr><tr><td> Jeringa (5 cc) </td><td> Becton-Dickinson (BD) </td><td> 309603 </td><td></td></tr><tr><td> Tegaderm </td><td> 3M </td><td> 90001 </td><td></td></tr><tr><td> Llave de tres vías </td><td> Kendall </td><td> 170060 </td><td></td></tr><tr><td> Ti tubo </td><td> Tico de titanio </td><td> N / A </td><td> Especifica como ½ &quot;OD, .065&quot; de pared, 0.370 ID &quot;, 0,1737 libras / pie </td></tr><tr><td> Tripsina </td><td> Lonza </td><td> CC-5012 </td><td></td></tr><tr><td> Neutralizar la solución de tripsina (TNS) </td><td> Lonza </td><td> CC-5002 </td><td> 0,03% </td></tr><tr><td> Vetropolycin </td><td> Pharmaderm Sanidad Animal </td><td></td><td> NAC #: 12920110 </td></tr><tr><td> Sutura Vicryl (3-0) </td><td> Ethicon </td><td> J808T </td><td></td></tr><tr><td> Agua baño de ultrasonido </td><td> Branson </td><td> B200 </td><td></td></tr></tbody></table>

autólogo de células progenitoras endoteliales-siembra tecnología y las pruebas de biocompatibilidad para dispositivos cardiovasculares en el modelo animal de gran

Autologous Endothelial Progenitor Cell-Seeding Technology and Biocompatibility Testing For Cardiovascular Devices in Large Animal Model

Dispositivos implantables cardiovasculares son fabricadas con materiales artificiales (por ejemplo, el titanio (Ti), politetrafluoroetileno expandido), que plantean el riesgo de formación de tromboembolias 1,2,3. Hemos desarrollado un método para la línea de la superficie interior de los tubos de Ti con autólogos derivados de la sangre las células progenitoras humanas o porcinas endoteliales (CPE) 4. Mediante la implantación de tubos de Ti contiene una capa confluente de EPCs porcina en la vena cava inferior (VCI) de los cerdos, hemos probado la biocompatibilidad mejorada de la superficie de las células sembradas en el medio ambiente protrombótico de un modelo animal de gran tamaño y lo comparó con modificar las superficies de metal desnudo 5,6,7 (Figura 1). Este método puede ser usado para endothelialize dispositivos en cuestión de minutos de la implantación y prueba de su función antitrombótica in vivo. Sangre periférica se obtuvo a partir de 50 kg Yorkshire porcina y su fracción de células mononucleares de cultivo para aislar CPE 4,8. Ti tubos (9,4 mm de diámetro) se pre-cortado en tres secciones 4,5 cm longitudinal y vuelto a montar con bomba de calor tubo retráctil. Un dispositivo de siembra fue construido, que permite la rotación lenta de las trompas de Ti. Se realizó una laparotomía en los cerdos y exterioriza el intestino y la vejiga urinaria. Disección cortante y contundente fue utilizado para esqueletizar el IVC desde su bifurcación distal de la arteria renal derecha proximal. Los tubos de Ti se rellenaron con fluorescencia marcado autólogo suspensión del CPE y gira a 10 RPH x 30 min para conseguir células de revestimiento uniforme 9. Después de la administración de 100 USP / kg de heparina, ambos extremos de la vena cava inferior y la vena lumbar se sujetaron. A veinotomy de 4 cm se realizó y se inserta el dispositivo y lleno de tampón fosfato salino. A medida que el veinotomy se cerró con una sutura de Prolene 4-0 en funcionamiento, una pinza fue trasladado a al aire de la VCI. Al final del procedimiento, la fascia se aproximó con 0-PDS (sutura de polidioxanona), el espacio subcutáneo cierra con Vicryl 2-0 y la piel con grapas cerrado. Después de 3 a 21 días, los cerdos fueron sacrificados, el dispositivo explantado en bloque y fija. Los tubos de Ti fueron desmontados y las superficies internas de imágenes con un microscopio de fluorescencia. Hemos encontrado que el metal desnudo tubos Ti completamente oculto, mientras que los tubos de EPC cabeza de serie, quedó patente. Además, hemos sido capaces de demostrar una capa confluente de EPC en el interior de la superficie de contacto con la sangre. En conclusión, nuestra tecnología se puede utilizar para endothelialize tubos Ti minutos después de la implantación de EPC autólogos para prevenir la trombosis del dispositivo. Nuestro método quirúrgico permite probar la biocompatibilidad mejorada de estos dispositivos modificados con mínima pérdida de sangre y EPC cabeza de serie, la interrupción de la superficie.

Un método para la siembra de titanio contacto con la sangre de biomateriales con células autólogas y las pruebas de biocompatibilidad se describe. Este método utiliza células progenitoras endoteliales y los tubos de titanio, cabeza de serie en cuestión de minutos de implantación quirúrgica en porcino venas cavas. Esta técnica se puede adaptar a muchos otros dispositivos biomédicos implantables.

Autólogo de células progenitoras endoteliales-Siembra Tecnología y las pruebas de biocompatibilidad para dispositivos cardiovasculares en el modelo animal de gran

Los dispositivos cardiovasculares implantables se fabrican con materiales artificiales (p. ej., titanio (Ti), politetrafluoroetileno expandido), los cuales plantean el riesgo...

El objetivo general de este experimento consiste en sembrar implantes vasculares con células progenitoras endoteliales derivadas de sangre autóloga y luego observar el efecto de este tratamiento sobre la trombosis en un modelo animal de gran tamaño. Esto se logra obteniendo una muestra de sangre periférica de cerdo para aislar células progenitoras endoteliales porcinas de crecimiento tardío. A continuación, un dispositivo implantable.El tubo de titanio en nuestro estudio de prueba de principio se implanta con las PC autólogas. A continuación, el dispositivo se implanta en la vena cava inferior del cerdo. Los resultados muestran protección contra la trombosis basada en la permeabilidad del tubo de titanio revestido con EPC, en contraste con el tubo de metal desnudo de control que se ocluyó.La cirugía de Duke se compromete a fomentar una investigación innovadora y pionera. La siguiente presentación es un ejemplo de cómo trabajamos entre departamentos y disciplinas para avanzar en la medicina. El Dr. EK ha estado liderando un esfuerzo de investigación para desarrollar una tecnología de asentamiento celular que prevendrá la trombosis revistiendo la superficie de contacto sanguíneo de los dispositivos vasculares con las propias células progenitoras del paciente.Dado que estas células se han obtenido de los mismos pacientes que recibirán el implante, evitamos el rechazo por parte del sistema inmunológico. Nuestro éxito y los métodos descritos aquí son el resultado de un gran esfuerzo conjunto. La implantación quirúrgica será demostrada por Sean Gage, de la sección de cirugía vascular, Whitney Lane, estudiante de medicina en Duke, y por mí mismo.Ahora me gustaría presentar a Alexander Janssen, un estudiante de doctorado del Departamento de Ingeniería Biomédica, quien nos guiará a través del proceso de siembra celular en detalle. Demostraré cómo sembrar tubos de titanio con células progenitoras endoteliales derivadas de sangre poco antes de su implantación en un modelo porcino. Este método sirve como prueba de concepto, y los mismos principios básicos pueden aplicarse a muchos otros dispositivos implantables, como stents de nitinol y dispositivos mecánicos de asistencia circulatoria. Las CPE se aíslan mediante el cultivo de la fracción de células mononucleares de sangre porcina y generalmente aparecen después de aproximadamente siete días.Se pueden reconocer por su morfología típica de adoquín. Amplíe las EPC hasta un número total de 9 millones de células en cultivo. Lave las EPC preparadas dos veces con medio sin suero, teniendo cuidado de limitar su exposición a la luz durante y después del marcado.Luego cubra las células con una etiqueta fluorescente, PKH 26, y registre la cantidad de solución aplicada. Incube las células a temperatura ambiente durante cuatro minutos. Detenga la reacción de etiquetado agregando un volumen igual de suero porcino a la solución de colorante un minuto después.Diluya las soluciones combinadas al uno a uno con medio de crecimiento completo. Luego aspire el líquido y enjuague las células tres veces con medio de crecimiento completo, seguido de dos lavados con DPBS sin cloruro de calcio ni de magnesio. A continuación, cubra las células con tripsina, anotando el volumen utilizado, e incúbelas a 37 grados Celsius.Después de tres minutos de incubación, utilice microscopía para verificar que las células se hayan desprendido y, en ese caso, agregue el doble de volumen de solución de neutralización de tripsina del que se añadió inicialmente. Combine las suspensiones celulares en un solo tubo y mida la densidad celular con un hemocitómetro. Por último, centrifugue la suspensión celular para formar un sedimento y resuspenda las células en al menos 4,5 mililitros de medio libre de suero.Después de preparar al cerdo para la cirugía, haga una incisión en la línea media con una hoja de bisturí número 15 desde el segundo par de glándulas de memoria. Diríjase cranealmente hasta el penúltimo par de glándulas utilizando electrocauterización. Continúe la disección hasta alcanzar la fascia abdominal.Levante el peritoneo con pinzas mosquito y entré en él cuidadosamente con tijeras Metzenbaum, exteriorice la vejiga urinaria y coloque una sutura en bolsa de gato de Vicryl 3-0 en la pared de la vejiga. Realice una incisión punzante en su centro e inserte un catéter Foley de 16 French en la incisión. Luego administre líquidos intravenosos para ajustar el flujo urinario a al menos un mililitro por kilogramo por hora durante la cirugía.A continuación, exteriorice el intestino delgado ligeramente agrandado y coloque dos retractor quirúrgicos Bour para exponer la cara posterior de la cavidad peritoneal e identifique la vena cava inferior mediante disección afilada y roma. Libere cuidadosamente la vena cava inferior de los tejidos circundantes. Luego, despegue el vaso desde la arteria renal derecha proximal hasta la bifurcación distal de la vena cava inferior.Extremar la precaución durante la disección de la VCI, ya que incluso un defecto muy pequeño en la VCI puede provocar una hemorragia rápida y la exsanguinación del animal. Ligar todas las ramas laterales del segmento de la VCI, prestando especial atención a la disección y ligadura de las dos grandes venas lumbares posteriores inmediatamente proximales a la bifurcación de la VCI. A menudo hay una vena lumbar grande en la cara posterior.Disecar esta vena libremente y controlarla con bucles para vasos. Ahora, paralelamente a la cirugía, comenzar a sembrar el implante con CEP antes de iniciar este procedimiento. Los andamios de asiento tisular de tubo de titanio deben estar completamente ensamblados y listos para usar en un campo estéril.Abrir el ensamblaje de tubo de titanio esterilizado con gas en una jeringa de cinco cc. Luego retirar el émbolo de la jeringa de cinco cc, pero no desecharlo. Colocar una tapa fija al extremo de la jeringa. Utilizar una pipeta para llenar la jeringa con la suspensión de EPC.Luego, reemplace el émbolo. Retire la tapa e inserte el extremo con cebo de la jeringa en el tubo de silicona abierto del ensamblaje hasta que quede ajustado, pero sin avanzar más. Elimine cualquier burbuja avanzando lentamente la solución celular hasta que alcance la parte superior de la pieza superior.Luego, cierre el ensamblaje con una tapa cebo y séllelo con cinta en un guante estéril. Inserte todo el ensamblaje en un soporte mecanizado para jeringas y colóquelo en un incubador a 37 grados Celsius. Utilice un medidor para asegurarse de que las cámaras de asiento estén niveladas y permita que el ensamblaje incube con rotación suave.Continúe la cirugía justo después de ligar la vena cava inferior administrando 100 unidades de heparina por kilogramo de cerdo. Luego, coloque inmediatamente un clamp sobre la vena cava inferior en un ángulo de 45 grados distalmente sobre la vena cava inferior y la vena lumbar, y después proximalmente. A continuación, utilice una hoja de bisturí número 11 y tijeras de pot para realizar una venotomía longitudinal de cuatro centímetros entre los clamps proximal y distal.Evacúe toda la sangre de la VCI y lave su luz interna con DPBS estéril. A continuación, inserte el implante con EPC asentadas o un control de metal desnudo en la VCI para evitar que las células se sequen y para eliminar el aire. Llene la VCI con DPBS que contenga cloruro de calcio y cloruro de magnesio.Luego, cierre la venotomía con una sutura continua de prolina 4-0 y retire un clamp proximal para desairear la vena cava inferior mediante una pequeña cantidad de sangrado retrógrado. Después del sangrado, retire el clamp distal para mantener el implante en su lugar. Coloque una sutura de fijación en el tubo de PVC que atraviesa la pared venosa.Cierre la fascia con OPDS en una aguja de CT. Cierre el espacio subcutáneo con dos puntos continuos de Vicryl. Luego cierre la piel con grapas.Administre hasta 20 mililitros de Marcaina al 0,25 % por vía subcutánea a lo largo del sitio de la incisión y cubra la herida con gasa y Tegaderm para aliviar el dolor. Administre flu Nixon y oximorfona por vía subcutánea según sea necesario. Suspender la anestesia y, cuando el cerdo despierte, devuélvalo a su jaula durante los siguientes siete días.Administre atri cada 24 horas como profilaxis antibiótica y asegúrese de que el parche de fentanilo aplicado antes de la cirugía permanezca adherido durante un total de tres días. Después de tres días, se retiraron los implantes de tubos de titanio colocados y se examinaron las superficies internas. Bajo una longitud de onda de excitación de 550 nanómetros, se encontró una capa confluyente de células marcadas con fluorescencia en otro tubo.Las células de la sección se tiñeron adicionalmente con un marcador de adhesión de células endoteliales plaquetarias para visualizar los bordes celulares. Se puede utilizar una gran variedad de coloraciones en este procedimiento. En contraste, un implante de tubo de titanio desnudo se ocluye completamente en el entorno protrombótico de baja tensión de cizalladura de la vena cava inferior.Como se ilustra en las imágenes A y C, el tubo de titanio con células adheridas se muestra en la imagen B y permaneció libre de coágulos tras nuestro procedimiento de aislamiento con sangre periférica. Las CEP aparecen tras un promedio de siete días en cultivo. Durante la realización del procedimiento quirúrgico, es muy importante despojar cuidadosa y suavemente de tejidos la VCI, ya que incluso la más pequeña rotura en la VCI o en sus ramas laterales puede provocar una exanguinación del cerdo. Tras este procedimiento, otros materiales en contacto con la sangre pueden recubrirse rápidamente con endotelio para prevenir la trombosis.Los stents vasculares endoteliales, por ejemplo, con nuestras CEP imitan el revestimiento nativo de la pared del vaso sanguíneo y podrían prevenir la restenosis del stent y la trombosis tras su implantación. Nuestra tecnología Quick See permitirá revestir dispositivos intravasculares con células progenitoras endoteliales derivadas de la sangre del propio paciente en cuestión de minutos, en el quirófano o en el laboratorio de cateterización. Por lo tanto, no será necesaria una prolongada cultura ex vivo.Se evita el tiempo en el dispositivo mismo y la tecnología se vuelve práctica para su traslado a la práctica clínica.

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Endoteliales que forman colonias células progenitoras (ECFCs) son una herramienta prometedora para estudiar la homeostasis vascular y la reparación.

El aislamiento y la expansión a gran escala de células humanas adultas Colonia progenitoras endoteliales formación

Aquí se describe una metodología para ofrecer la médula humana derivados de la sangre endoteliales que forman colonias de células (ECFCs) y médula ósea procedentes de células madre mesenquimales (MSC), integrado en un gel de colágeno / fibronectina, por vía subcutánea en ratones inmunodeficientes. Esta combinación de células / gel genera una red humana vascular que conecta con la vasculatura del ratón.

Bioingeniería Humanos redes microvasculares en ratones inmunodeficientes

Para mejorar nuestro conocimiento de la formación de neotejido celular y molecular, un modelo murino de la TEVG fue desarrollado recientemente. Los injertos fueron implantados como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Este modelo logra resultados similares a los obtenidos en nuestra investigación clínica, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto.

Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

Un protocolo de paso a paso para la colocación inter-posicional de ingeniería tisular buques (TEV) en la arteria carótida de una oveja mediante anastomosis de extremo a extremo y la evaluación digital en tiempo real en vivo hasta el sacrificio de animales.

Técnica quirúrgica para la implantación de la ingeniería tisular injertos vasculares y posterior<em&gt; En Vivo</em&gt; Monitoreo

A continuación, presentamos un protocolo para generar ingeniería tisular injertos de vasos que son funcionales para el injerto en ratones por doble siembra de células madre pluripotentes inducidas parcialmente (PIPSC) - deriva células musculares lisas y PIPSC - células endoteliales derivadas de un biorreactor andamio buque descelularizado.

Generación y Acrecentamiento de buques de ingeniería de tejidos en un modelo de ratón

Se describe un enfoque microquirúrgico para la generación de un bucle arteriovenosa (AV) como un modelo para el análisis de la vascularización in vivo en un entorno aislado y bien caracterizado. Este modelo no sólo es útil para la investigación de la angiogénesis, pero también es adecuado de manera óptima para la ingeniería vascularizado axialmente y tejidos trasplantables.

El asa arteriovenosa (AV) en un modelo de pequeños animales para estudiar la angiogénesis e Ingeniería tejido vascularizado

Actualmente cualquier tipo de vascularizado compuesto allotransplantation depende largo-plazo-inmunosupresión, difícil apoyar indicaciones vida crítica. Presentamos un nuevo tibial VCA modelo porcino que puede usarse para estudiar hueso VCA y demostrar el uso de la angiogénesis quirúrgica para mantener la viabilidad del hueso sin la necesidad de modulación inmune a largo plazo.

Angiogénesis quirúrgica en porcino Allotransplantation Tibial: un hueso de Animal grande nuevo vascularizado compuesto Allotransplantation modelo

Aquí, describimos un modelo preclínico de gran animal (porcino) de trasplante de corazón ortotópico que ha sido firmemente establecido y utilizado para investigar nuevas estrategias cardioprotectoras.

Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón

Este protocolo tiene como objetivo trasplantar un parche bioimpreso 3D en el epicardio de ratones infartos modelando insuficiencia cardíaca. Incluye detalles sobre la anestesia, la abertura quirúrgica del pecho, la ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) y la aplicación de un parche bioimpreso en la zona infarta del corazón.

Trasplante de un parche bioimpreso 3D en un modelo murino de infarto de miocardio

Aquí, se presenta un protocolo para la implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida del ratón utilizando la técnica del manguito, proporcionando un modelo animal adecuado para investigar los mecanismos de regeneración del tejido vascular.

Implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida de ratón mediante la técnica del manguito

Este estudio presenta un modelo porcino para la evaluación de injertos de pequeño diámetro en arterias femorales. El modelo imita la dinámica vascular humana y evalúa de forma exhaustiva la permeabilidad del injerto, la hemodinámica y la remodelación vascular. Ofrece una valiosa plataforma para la prueba de injertos vasculares y su seguimiento con ecografía Doppler y angiografía.

Implante de injerto vascular femoral en un modelo porcino para probar injertos vasculares de pequeño diámetro

Aprende a sembrar implantes vasculares con células progenitoras endoteliales autólogas para mejorar la biocompatibilidad en modelos porcinos. Este método reduce el riesgo de trombosis en dispositivos cardiovasculares.

Autólogo de células progenitoras endoteliales-Siembra Tecnología y las pruebas de biocompatibilidad para dispositivos cardiovasculares en el modelo animal de gran (Video) | JoVE Journal

Autólogo de células progenitoras endoteliales-Siembra Tecnología y las pruebas de biocompatibilidad para dispositivos cardiovasculares en el modelo animal de gran

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