Name: Imagen no invasiva de rechazo agudo del aloinjerto después Rat Trasplante Renal Uso 18 F-FDG PET (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 17 min 13 s
Description: Aprende a evaluar el rechazo agudo de aloinjertos renales en ratas mediante PET con 18F-FDG de forma no invasiva. Este método permite monitorear metabólicamente el trasplante y mejorar el entendimiento de los mecanismos de rechazo.

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Este trabajo fue apoyado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB 656, Münster, Alemania, los proyectos de C7 y C6) y el IZKF Münster (Core unidad SMAP). Los autores agradecen a Truc Van Le, Anne Kanzog, Ute Neugebauer, Wiebke Gottschlich y Priebe romana por su excelente asistencia técnica y Daniel Burkert y Sven Fatum para la producción de radiotrazadores.

1. La recuperación del donante de órganos <ol><li> Configure el microscopio estereotáctica, peso récord de la vieja rata de 8-10 semanas (donante y el peso corporal del receptor debe coincidir). </li><li> Anestesiar la rata donante (Lewis Brown Noruega F1, F1 LBN) el uso de oxígeno / inhalación de isoflurano (isoflurano 4% / 2 L / min de oxígeno). Mantener la anestesia mediante la reducción de isoflurano al 2-2,5%. </li><li> Coloque la rata anestesiada en la plataforma de la cirugía. Fijar extremidades de la rata con cinta adhesiva sobre la almohadilla y aplicar pomada oftálmica (Bepanthen, Bayer) a los ojos de la rata. </li><li> Shave y desinfectar el abdomen de la rata y realizar una incisión de línea media ventral desde el pubis hasta el borde caudal del hígado. Exponer el riñón izquierdo y sus vasos moviendo cuidadosamente el intestino hacia el lado derecho. Colocar una hoja delgada de gasa sobre el riñón izquierdo y humedecerlo con solución salina isotónica calentada para evitar la desecación. </li><li> Diseccionar cuidadosamente el tejido graso con Dumont Pinzas punta en ángulo (SS-Dumont45 Pinzas Inox Médico, Herramientas de Bellas Ciencia, n º de cat 11203-25) que envuelve el uréter izquierdo. Evite el contacto directo con el uréter, en cambio, movilizar con suficiente tejido graso circundante. </li><li> Separe la vena renal izquierda de la arteria renal con pinzas Dumont punta en ángulo. Quite toda grasa y tejido conectivo de los dos vasos y cauterizar los vasos adrenales y testiculares. </li><li> Diseccionar la aorta y la vena cava inferior (VCI) por encima y por debajo de su unión con la arteria renal izquierda y la vena, respectivamente, y todas las arterias cauterizar salientes. </li><li> Sujete la aorta suprarrenal con una pinza de microcirugía (Micro Serrefines, Herramientas de Bellas Ciencia, n º de cat 18055-04) por encima de la arteria renal izquierda, lo más cerca posible a la arteria mesentérica superior. Ligar la aorta infrarrenal con seda quirúrgica (5-0, Vömel, ref. 14739) aproximadamente 5 mm por debajo de la arteria renal izquierda. </li><li> Ligar la VCI infrarrenal con seda quirúrgica (5-0, Vömel) y sujetar el IVC suprarrenalcon una pinza de microcirugía (Serrefines Micro, Herramientas de Bellas Ciencia, art 18055-03). </li><li> Cortar la vena renal lo más cerca posible de la IVC con tijeras finas (Iris Scissors - ToughCut rectas 11,5 cm, Herramientas de Bellas Ciencia, art 14058-11). </li><li> Poco a poco la perfusión del riñón in situ con 2 solución de perfusión HTK ml de helado (CUSTODIOL HTK, Dr. Franz Köhler Chemie) mediante la inserción de una cánula (Microlance 3 27G ¾, BD, cat.no. 302200) en la aorta infrarrenal. Confirme que los cambios de color renales (ahora oliva teñido). </li><li> En primer lugar, seccionar la aorta suprarrenal, a continuación, la aorta infrarrenal y, finalmente, el uréter lo más cerca posible a la vejiga urinaria. </li><li> Retire el riñón y en la irrigación vascular junto con el uréter y la tienda en solución de perfusión HTK en hielo. </li><li> La eutanasia a la rata donante mediante la eliminación de las pinzas vasculares y la escisión consecutiva del corazón bajo anestesia. </li></ol> 2. Receptor Preparación y Transplantación <ol><li> Configure el microscopio estereotáctica, peso record de la rata. </li><li> Anestesiar la rata receptora (Lewis) con isoflurano 4%. Mantener la anestesia mediante la reducción de isoflurano al 2-2,5%. </li><li> Coloque la rata anestesiada en la plataforma de la cirugía. Fijar las extremidades de la rata con cinta adhesiva sobre la almohadilla y aplicar el ungüento oftálmico de los ojos de la rata `s. Monitor y control de la temperatura corporal central usando un sensor de temperatura rectal y una almohadilla de calentamiento. Durante la cirugía repetitivamente controlar la temperatura, la respiración y la frecuencia cardiaca del animal. </li><li> Shave y desinfectar el abdomen y realizar una incisión de línea media ventral desde el pubis hasta el borde caudal del hígado. Utilice un forcutting escalpelo de la piel con el fin de minimizar el trauma de la piel. Exponer el riñón izquierdo y sus vasos moviendo el intestino hacia el lado derecho. </li><li> Retire con cuidado la cápsula renal con pinzas Dumont punta en ángulo y los hisopos de algodón. </li><li> Ocluir la arteria renal izquierda, vena y uréter cerca de la renalhilo con dos ligaduras con hilo quirúrgico (Mersilene 4-0, Ethicon, cat. no. EH6732H). Impuestos Especiales de la mayor parte del riñón, dejando sólo el hilio renal. Limpie la superficie de corte con hisopos de algodón y compruebe si el sangrado. Añadir otra ligadura si es necesario. </li><li> Diseccionar cuidadosamente sin rodeos a través del tejido conectivo que cubre la aorta infrarrenal y la vena cava caudal en el sitio con hisopos de algodón. </li><li> Separe cualquier nervio visible desde la aorta infrarrenal y la vena cava utilizando pinzas Dumont punta en ángulo. </li><li> Diseccionar cuidadosamente a través de la hoja de tejido conectivo entre la aorta infrarrenal y la vena cava, formando dos aberturas de 2-4 mm de longitud: El primero por debajo de la ramificación de los vasos testiculares, y el segundo por encima de la bifurcación de los vasos ilíacos comunes. Cauterize iliolumbar las arterias y las venas en el medio. </li><li> Dibuje un solo hilo quirúrgico (Mersilene 0;. Ethicon, gato no.EH6665E) a través de cada una de las dos aberturas. El uso de estos hilos tiran de la infrarrenalaorta y la vena cava suavemente hacia el lado derecho del animal para obtener acceso a los vasos de ramificación en el sitio dorsal. Cauterize cualquiera de estos vasos entre las dos aberturas y quitar los hilos quirúrgicos a partir de entonces. </li><li> A continuación, ocluir la aorta y la vena cava inferior mediante la aplicación de las agujas del reloj cuatro pinzas de microcirugía (Micro Serrefines, Fine Science Tools, n º de cat 18055-04) que comienzan en la apertura superior con la aorta y terminando con la vena cava en la abertura superior (micro Serrefines , Science Tools Bellas, art 18055-03). </li><li> Después cuidadosamente perforar el final superior de la parte aislada de la aorta con una aguja (27G Microlance 3 ¾, BD, cat.no. 302200), inserte la hoja inferior de un resorte de tijera fina (Vannas Tijeras primavera - 3 mm Hojas, Fine Ciencia Herramientas, cat.no 15000-00) a través de la abertura de punción y realizar una incisión longitudinal corto. Enjuague la aorta aislada con solución de perfusión HTK-helada para eliminar la sangre restante. </li><li> Del mismo modo, cuidadosamente perforarel final inferior de la parte aislada de la vena cava con una aguja, insertar la cuchilla inferior de un resorte de tijera fina a través de la abertura de punción y realizar una incisión longitudinal que termina poco por debajo de la incisión de la aorta. Otra vez, enjuague el recipiente para eliminar cualquier resto de sangre. </li><li> Retire el injerto renal de la solución de almacenamiento. Colóquelo debajo de la posición anterior del riñón izquierdo, y asegúrese de que está correctamente orientado. </li><li> Compruebe la orientación de la arteria renal de los injertos y asegurarse de que no haya torceduras. A continuación, colocar una hoja delgada de gasa sobre el injerto y humedecerlo con solución de perfusión HTK enfriado con hielo para que se enfríe, y para evitar la desecación. </li><li> Fijar la abertura de la parte de la pieza suprarrenal de la aorta en la que la arteria renal del injerto se abre en con hilo quirúrgico (9-0 Ethilon, Ethicon, n º de cat 2809G..) - Primero en la parte superior, a continuación, en el extremo inferior de la incisión de la aorta. Cierre la incisión hacia la derecha con una sutura continua con hilo quirúrgicoEthilon (9-0), Dumont forceps punta en ángulo y un porta-agujas Castroviejo curva (Herramientas de Bellas Ciencia, cat.. No 12061-01). Luego, cubra la primera sutura de tejido conectivo a través de una segunda sutura continua hacia la izquierda. Ahora, sólo la parte inferior de la pieza aórtica del injerto sigue siendo a ser cerrado. Regularmente enfriar la solución de perfusión del injerto con HTK enfriado con hielo. </li><li> Perfundir el injerto con 1 ml de solución de perfusión HTK enfriado en hielo a través de una aguja de punta roma se inserta en el extremo abierto de la pieza aórtica injertos de validación de la estanqueidad y la integridad de la sutura, así como la eliminación de la sangre restante en el injerto. Después, ligar el extremo abierto de la pieza aórtica con seda quirúrgica (5-0, Vömel). </li><li> Compruebe la orientación de la vena renal injertos y asegurarse de que no haya torceduras. </li><li> Fijar la abertura de la vena del injerto con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0) - primero en la parte superior, a continuación, en el extremo inferior de la incisión en la vena cava. Cierre de la incisiónhacia la derecha con una sutura continua con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0), Dumont pinzas punta en ángulo y un porta-agujas Castroviejo curvo. Regularmente enfriar la solución de perfusión del injerto con HTK enfriado con hielo. </li><li> Antihorario eliminar las abrazaderas de microcirugía, comenzando con la vena cava superior abrazadera. Después de quitar el último pinzamiento aórtico, deje cuidadosamente sangrado leve finalmente con hisopos de algodón. Después de unos segundos, el injerto se volverá rosa teñida, y debe aparecer contracciones uretric. </li><li> Para la inserción del uréter en la vejiga injertos `s destinatario retire con cuidado una pequeña porción de la musculatura en la parte superior de la vejiga usando una tijera primavera Vannas (Estudiante Vannas tijera primavera rectas, Herramientas de Bellas Ciencia, n º de cat 91500-09 ). A continuación, retire el tejido circundante (principalmente grasa) del uréter de injerto utilizando pinzas Dumont punta en ángulo. Por lo tanto, tomar cuidadosamente la punta del uréter y suavemente separar el tejido circundante de grasa, conectivo y de los vasos incrustados lado a otrom que tirando de ellas en la dirección opuesta. Fijar la punta uretric en el extremo de un hilo quirúrgico (6-0 Prolene, Ethicon, gato.. Ninguna 8697H) y perforar la parte superior previamente preparada de la vejiga con la aguja fija. Tire el uréter a través de la vejiga y salir de ella en la base a través de una segunda perforación. </li><li> Fijar el previamente del uréter separados tejido en la parte superior de la vejiga con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0). Corte la punta del uréter con el hilo quirúrgico adjunto y tire el uréter hacia la vejiga, presionando suavemente desde abajo. A continuación, cierre la segunda punción vesical con hilo quirúrgico (Ethilon 9-0). </li><li> Cierre de la pared abdominal y la piel por dos suturas continuas pero separado utilizando hilo de sutura quirúrgica (Mersilene 0). Desinfectar la herida con yodo Pividon y administrar buprenorfina (0,1 mg por kg / peso corporal / día) sc durante tres días después de la cirugía para controlar el dolor de la herida. </li></ol> 3. Imágenes aloinjerto Rechazo<ol><li> Anestesiar la rata postprandiales utilizando isoflurano 2-2,5%. </li><li> 30 MBq de FDG (30 MBq de FDG en 0,1 ml de NaCl al 0,9%) se administró iv a través de la cateterización de una vena lateral de la cola con un G catéter 24 (Braun, Introcan, 4252500-01). Después, purgar el catéter con 0,9 ml de solución de NaCl al 0,9%. </li><li> Agregar la rata en una inmovilización sin anestesia hasta el inicio de la exploración y el hidrato de animales por inyección iv de 1 ml de solución de NaCl al 0,9% por hora. </li><li> Rata reanestesiar utilizando isoflurano 2% inmediatamente antes de que comience la exploración. </li><li> Coloque rata anestesiada en una alta resolución de la cámara basada en múltiples hilos animales cámara quadHIDAC PET (Positron Systems Ltd Oxford, Oxford, Reino Unido). La resolución espacial del escáner de PET es de 1,0 mm y es constante en todo el campo de visión (diámetro, 165 mm de longitud axial, 280 mm). Supervisión y control de la temperatura corporal durante el análisis utilizando un sensor de temperatura rectal y la anestesia de control con un oxímetro de pulso. </li><li> Inicio adquisición dinámico para 60 men el inicio de 180 minutos después de la FDG-inyección para reducir la acumulación de trazador en los riñones causado por la excreción renal de FDG. </li><li> Aplicar 5 MBq de 18 iv F-fluoruro y realizar otra exploración PET inmediatamente después de la inyección de 18 F-fluoruro durante 60 min sin mover la posición de la rata en el escáner para la identificación de parénquima renal y para el cálculo de 18 F-5 aclaramiento. Reconstruir imágenes de ambas exploraciones. Trazar manualmente un volumen de interés (VOI) en las imágenes reconstruidas 2 minutos después de la inyección de 18 F-fluoruro (perfusión de fase) en torno a la corteza renal y transferir el VOI a las imágenes FDG. Excluir cuidadosamente la pelvis renal del VOI. Reconstruir imágenes de ambos análisis y trazar manualmente un volumen de interés (VOI) alrededor de la corteza renal. De datos en modo de lista fueron reconstruidas en imágenes con un tamaño de voxel de 0,4 × 0,4 × 0,4 mm 3. Excluir cuidadosamente la pelvis renal del VOI. </li><li> Calcular la captación de FDG por la relación Of recuentos totales y volumen y calcular el porcentaje de dosis inyectada (% ID). Se utilizó MATLAB (versión R2011b, MathWorks, Natick, MA, EE.UU.) y la obtención de imágenes tomográficas (TIM) Versión 2.8 para el análisis de imágenes. </li></ol>

<ol><li>Wu, O., Levy, A. R., Briggs, A., Lewis, G., Jardine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+and+chronic+nephropathy%3A+a+systematic+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Acute rejection and chronic nephropathy: a systematic review of the literature.</a> Transplantation. 87, 1330-1339 (2009).</li>
<li>Miller, B. F., Gonzales, E., Wilchins, L. J., Nathan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Kidney transplantation in the rat.</a> Nature. 194, 309-310 (1962).</li>
<li>Reuter, S., Schnöckel, U., Schröter, R., Schober, O., Pavenstädt, H., Schäfers, M., Gabriëls, G., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+imaging+of+acute+renal+allograft+rejection+in+rats+using+small+animal+F-FDG-PET%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS.+One%22%5BJournal%5D)">Non-invasive imaging of acute renal allograft rejection in rats using small animal F-FDG-PET.</a> PLoS. One. 4, e5296(2009).</li>
<li>Reuter, S., Schnöckel, U., Edemir, B., Schröter, R., Kentrup, D., Pavenstädt, H., Schober, O., Schlatter, E., Gabriëls, G., Schäfers, M. Potential of noninvasive serial assessment of acute renal allograft rejection by 18F-FDG PET to monitor treatment efficiency. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aReuter%2C+S+%22J.+Nucl.+Med%22">J. Nucl. Med</a>. 51, 1644-1652 (2010).</li>
<li>Schnöckel, U., Reuter, S., Stegger, L., Schlatter, E., Schäfers, K. P., Hermann, S., Schober, O., Gabriëls, G., Schäfers, M. Dynamic 18F-fluoride small animal PET to noninvasively assess renal function in rats. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSchn%C3%B6ckel%2C+U+%22Eur.+J.+Nucl.+Med.+Mol.+Imaging%22">Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging</a>. 35, 2267-2274 (2008).</li>
<li>Grabner, A., Schnöckel, U., Kentrup, D., Schäfers, M., Reuter, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+Non-Invasive+Molecular+Imaging+of+Acute+Allograft+Rejection+by+Gamma+Scintigraphy+and+Positron+Emission+Tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Radiopharm%22%5BJournal%5D)">Strategies for Non-Invasive Molecular Imaging of Acute Allograft Rejection by Gamma Scintigraphy and Positron Emission Tomography.</a> Curr. Radiopharm. 4, 10-23 (2011).</li>
<li>Racusen, L. C., Solez, K., Colvin, R. B., Bonsib, S. M., Castro, M. C., Cavallo, T., Croker, B. P., Demetris, A. J., Drachenberg, C. B., Fogo, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Banff+97+working+classification+of+renal+allograft+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">The Banff 97 working classification of renal allograft pathology.</a> Kidney Int. 55, 713-723 (1999).</li>
<li>Edemir, B., Reuter, S., Borgulya, R., Schröter, R., Neugebauer, U., Gabriëls, G., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+modulates+gene+expression+in+the+collecting+duct%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Soc.+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Acute rejection modulates gene expression in the collecting duct.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 19, 538-546 (2008).</li>
<li>Velic, A., Gabriëls, G., Hirsch, J. R., Schröter, R., Edemir, B., Paasche, S., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+rejection+after+rat+renal+transplantation+leads+to+downregulation+of+Na%2B+and+water+channels+in+the+collecting+duct%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Acute rejection after rat renal transplantation leads to downregulation of Na+ and water channels in the collecting duct.</a> Am. J. Transplant. 5, 1276-1285 (2005).</li>
<li>Reuter, S., Velic, A., Edemir, B., Schröter, R., Pavenstädt, H., Gabriëls, G., Bleich, M., Schlatter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+role+of+NHE-3+inhibition+in+rat+renal+transplantation+undergoing+acute+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Pflugers+Arch%22%5BJournal%5D)">Protective role of NHE-3 inhibition in rat renal transplantation undergoing acute rejection.</a> Pflugers Arch. 456, 1075-1084 (2008).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

FDG-PET es una nueva opción para el diagnóstico de rechazo agudo. Debido a su naturaleza no invasiva y específicos, la FDG-PET es ventajas en comparación con los diagnósticos clásicos de la biopsia con aguja gruesa. En contraste con el limitado tamaño de muestra de una biopsia, el análisis PET-FDG todo el injerto. Además, se puede aplicar a los pacientes en tratamiento con anticoagulantes, y se puede llevar a cabo medidas de PET repetidamente por ejemplo, para controlar la eficacia del tratamiento 4....

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Equipamiento&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Portaagujas Mathieu - 14 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>12010-14</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas microquirúrgico Castroviejo - 9 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>12061-01</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas - Puntas fina_romas</td><td>Fine Science Tools</td><td>14001-12</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de iris - ToughCut rectas 11,5 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de Vannas de resorte para estudiantes</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de Vannas de resorte - Hojas de 3 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas para tejidos de estudiante - 1x2 dientes 12 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>91121-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Dumont SS-45 - Inox Medical</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>Aparato aplicador de clips Micro-Serrefine con bloqueo</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Serrefine 6 mm x 1 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-03</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Serrefine 4 mm x 0,75 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Reactivo&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Isóflurano (&lt;em&gt;por ejemplo&lt;/em&gt; Forene 100% v/v)</td><td>Abott</td><td></td><td></td></tr><tr><td>antiséptico cutáneo (&lt;em&gt;por ejemplo&lt;/em&gt; Octeniderm)</td><td>Sch&amp;#252;lke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iodo de povidona (&lt;em&gt;por ejemplo&lt;/em&gt; Betaisodona)</td><td>Mundipharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ungüento oftálmico (&lt;em&gt;por ejemplo&lt;/em&gt; Bepanthen)</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (&lt;em&gt;por ejemplo&lt;/em&gt; Temgesic)</td><td>RB Pharmaceuticals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solución de perfusión HTK (&lt;em&gt;por ejemplo&lt;/em&gt; CUSTODIOL HTK)</td><td>Dr. Franz K&amp;#246;hler Chemie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hilo quirúrgico Mersilene 0</td><td>Ethicon</td><td>EH6665E</td><td></td></tr><tr><td>Hilo quirúrgico Mersilene 4-0</td><td>Ethicon</td><td>EH6732H</td><td></td></tr><tr><td>Hilo quirúrgico Prolene 6-0</td><td>Ethicon</td><td>8697H</td><td></td></tr><tr><td>Hilo quirúrgico Ethilon 9-0</td><td>Ethicon</td><td>2809G</td><td></td></tr><tr><td>Seda quirúrgica 5-0</td><td>V&amp;#246;mel</td><td>14739</td><td></td></tr><tr><td>Cánula (&lt;em&gt;por ejemplo&lt;/em&gt; Microlance 3, 27G &amp;#190;)</td><td>BD</td><td>302200</td><td></td></tr></tbody></table>

imagen no invasiva de rechazo agudo del aloinjerto después rat trasplante renal uso<sup&gt; 18</sup&gt; f-fdg pet

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

El número de pacientes con enfermedad renal en etapa terminal, y el número de receptores de aloinjertos renales aumenta continuamente. Los episodios de rechazo del injerto celular agudo (AR) son un factor pronóstico negativo para la supervivencia del injerto a largo plazo, y su diagnóstico oportuno es crucial para la función del injerto 1. En la actualidad, AR puede sólo puede ser diagnosticado por biopsia central con aguja, la cual, como un método invasivo, descubre riesgo significativo de lesión del injerto o incluso la pérdida. Por otra parte, las biopsias no son factibles en los pacientes que toman medicamentos anticoagulantes y el sitio de muestreo limitado de esta técnica puede dar lugar a resultados falsos negativos si el AR es focal o en parches. Como consecuencia, esto dio lugar a una búsqueda constante de nuevos métodos de detección de AR, que a menudo tiene que hacerse en animales, incluyendo el uso de varios modelos de trasplante. Desde principios de los 60 la rata trasplante renal es un método experimental bien establecido para el exación y el análisis de AR 2. Estamos aquí presentes además pequeña tomografía por emisión de positrones animales (PET) con 18 F-FDG (FDG) para evaluar la AR en una rata renal modelo uninefrectomizadas trasplantes alogénicos, y proponer injerto imágenes FDG-PET como una nueva opción para un no-invasivo, específico y el diagnóstico precoz de la AR también para la situación humana 3. Además, este método puede ser aplicado para el seguimiento para mejorar el seguimiento de rechazo del trasplante 4.

Histología Durante los leucocitos AR, es decir, principalmente los linfocitos T son reclutados en el trasplante, mientras que la severidad del rechazo se refleja por el grado de inflamación. En la tinción de ácido periódico de Schiff (PAS) se muestra aquí (Figura 1), el aloinjerto renal muestra signos histológicos significativos de AR, es decir glomerulitis, tubulitis, endotelialitis e infiltración del injerto (Figura 1, ATX POD4) (POD = día del postop...

Nos en este documento presentamos un modelo de trasplante renal de rata para evaluar de forma no invasiva el rechazo agudo del aloinjerto mediante tomografía por emisión de positrones con 18F-fluorodesoxiglucosa.

Imagen no invasiva de rechazo agudo del aloinjerto después Rat Trasplante Renal Uso<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

El número de pacientes con enfermedad renal terminal y el número de receptores de aloinjertos renales aumentan continuamente. Los episodios de rechazo celular agudo...

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Este artículo describe la imagen multimodal de tejidos cancerosos con imágenes diagnósticas PET y CT mediante el uso de un radiotrazador 18F-FDG. El tejido canceroso con alta actividad glucolítica absorbe más de 18F-FDG.

Tomografía por emisión de positrones y tomografía computarizada basada en FDG: un método de uso de radiotrazadores para obtener imágenes no invasivas del metabolismo tumoral

El daño cerebral resultante de la isquemia cerebral puede ser visualizado y estudiado de forma no invasiva en ratas utilizando tomografía preclínica por emisión de positrones junto con la sonda radiactiva inyectable, 18F-fluorodesoxiglucosa. Además, el uso de herramientas de software modernas que incluyen plantillas cerebrales de volumen de interés (VOI) aumenta drásticamente la información cuantitativa obtenida de estos estudios.

De imagen no invasivas y Análisis de la isquemia cerebral en ratas vivas utilizando Tomografía por emisión de positrones con<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG

Aquí, presentamos un protocolo para estudiar la inmunología del rechazo. El modelo quirúrgico presentado reporta un tiempo quirúrgico corto y una técnica concisa. Dependiendo de la combinación de cepa donante-receptor, el riñón trasplantado puede desarrollar rechazo celular agudo o daño crónico del injerto, definido por fibrosis intersticial y atrofia tubular.

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La cicloadición de Diels-Alder de demanda de electrones inversos bioortogonales se ha aprovechado para crear una estrategia de imagen PET predirigida eficaz y modular para el cáncer. En este protocolo, los pasos de esta metodología se describen en el contexto de un sistema modelo que emplea el anticuerpo dirigido al cáncer colorrectal huA33 y un radioligando marcado con 64Cu.

El aprovechamiento de la demanda Bioorthogonal Inverse Electron Diels-Alder Cicloadición para Pretargeted TEP

La αvβ3 integrina es un tipo de proteína de adhesión que se expresa altamente en las células endoteliales activadas en la angiogénesis. Por lo tanto, evaluar la integridad de la integrina es de gran interés en oncología. Aquí, presentamos un método para preparar 68Ga-con la etiqueta radiopeptides y un método para evaluar su eficacia biológica.

Preparando un 68Ga-etiquetada arginina glicina aspartato (RGD)-péptido angiogénesis

El propósito de este manuscrito y el protocolo es explicar y demostrar en detalle el procedimiento quirúrgico de trasplante ortotópico de riñón en ratas. Este método se simplifica para lograr la correcta perfusión del riñón del donante y acortar el tiempo de reperfusión mediante el uso de la técnica de anastomosis del manguito venoso y ureteral.

Trasplante de riñón de rata ortotópica: un enfoque quirúrgico novedoso y simplificado

El modelo de trasplante renal ortotópico de rata contribuye a investigar el mecanismo de rechazo del aloinjerto renal. El modelo actual aumenta la supervivencia de los receptores sin interferencia con el suministro de sangre y el reflujo venoso de la parte inferior del cuerpo utilizando una anastomosis de extremo a extremo de la implantación renal y un método de "túnel" de extremo a lado de anastomosis uréter-vejiga.

Un modelo de trasplante renal ortotópico de rata para el rechazo del aloinjerto renal

Aquí, presentamos un protocolo para crear xenoinjertos de carcinoma hepatocelular ortotópico con y sin ligadura de la arteria hepática y realizar imágenes no invasivas de tomografía por emisión de positrones (PET) de hipoxia tumoral utilizando [18 F] fluoromisonidazol ([18 F] FMISO) y [18 F] fluorodesoxiglucosa ([18F] FDG).

Imágenes PET/MR no invasivas en un modelo ortotópico de ratón de carcinoma hepatocelular

Aquí, presentamos un protocolo experimental de imagen para la cuantificación de la función cardíaca y la morfología utilizando tomografía por emisión de positrones de alta resolución / tomografía computarizada para animales pequeños. Se consideran tanto ratones como ratas, discutiendo los diferentes requisitos de los agentes de contraste de tomografía computarizada para las dos especies.

Tomografía por emisión de positrones cardíacos de alta resolución/tomografía computarizada para animales pequeños

Aquí, presentamos un protocolo para utilizar imágenes PET/CT [68Ga]-NOTAFAP-2286 para exhibir una alta sensibilidad en la detección y localización precisa de lesiones tendinosas.

PET/CT con [68Ga]-NOTA-FAP-2286 para la obtención de imágenes de lesiones tendinosas en modelos de lesiones del tendón de Aquiles en ratas

Aprende a evaluar el rechazo agudo de aloinjertos renales en ratas mediante PET con 18F-FDG de forma no invasiva. Este método permite monitorear metabólicamente el trasplante y mejorar el entendimiento de los mecanismos de rechazo.

Imagen no invasiva de rechazo agudo del aloinjerto después Rat Trasplante Renal Uso

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