Name: Prueba de esfuerzo cardíaco inducida por dobutamina y supervisado por cateterismo cardíaco en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-02-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 45 s
Description: Aprende a realizar una prueba de esfuerzo cardíaco con dobutamina y cateterismo en ratones para evaluar función cardíaca. Este protocolo revela enfermedades subclínicas en modelos obesos inducidos por dieta alta en grasas.

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Agradecemos al Dr. Helio Salgado, Lataro Renata y Mauro de Oliveira, Facultad de Medicina de Ribeirão Preto de la Universidad de Sao Paulo y el Dr. Ben Janssen, Instituto de Investigación Cardiovascular de Maastricht, Maastricht University, por la generosa ayuda durante el proceso de configuración. Este trabajo fue financiado por FONDECYT N º 11090114 de subvención para la COSUDE

Protocolo fue aprobado por el Comité de Ética de la Facultad de Medicina Clínica Alemana-Desarrollo Universidad del. I. Preparación de la infusión de dobutamina <ol><li> Disolver 10 mg de dobutamina en 20 ml de agua destilada estéril, con el fin de obtener una solución madre de 500 mg / ml dobutamina. Dividir en partes alícuotas y se almacena a -20 ° C. Esta solución se puede utilizar por lo menos durante 3 meses. </li><li> Descongelar una alícuota de la solución madre de la dobutamina a temperatura ambiente. </li><li> Diluir solución madre estéril dobutamina en 0,9% de NaCl, con el fin de obtener la solución de trabajo dobutamina, que la concentración se calcula utilizando la fórmula: dobutamina (g / ml) = peso corporal x 0,2. </li><li> Llene una jeringa de 1 ml 29Gx1 / 2 &quot;con dobutamina solución de trabajo. </li><li> Insertar la aguja de la jeringa en un 20 cm PE-10 tubo. </li><li> Ajuste de la jeringa en la bomba de infusión siguiendo instrucciones del fabricante. </li><li> Configure la infusión rampa en un paso-A-paso formato con un aumento de 10 l / min para cada paso, para 6 pasos. </li></ol> II. Preparación del sensor de presión <ol><li> Para minimizar la deriva de la señal, sensor de presión sumergir en agua estéril a 37 ° C durante al menos 15 min. No se moje el catéter más de 0,5 cm de profundidad, con el fin de evitar que la presión hidrostática afecta el sensor de presión. </li><li> Electrónicamente calibrar el sensor de presión a 25 y 100 mmHg. Eléctrica de entrada (V) se convierte en señal de presión (mmHg). </li><li> Ajuste la tasa de muestreo de 2 K / s y utilizar el filtro de paso bajo con un corte a 100 Hz. Ajuste de señal de presión a cero mmHg. </li><li> Marcar el catéter 15 mm de la punta. Distante para llegar al corazón desde el punto de introducción se estimó por ecocardiografía, la detección de la presencia del catéter en el ventrículo izquierdo. </li></ol> III. Preparación del ratón para Cateterización <ol><li> Peso C57BL / 6 ratones machos, 30-32 semanas de edad. </li><li> Inyectar por vía intraperitoneal 60 mg / kg de ketamina y 4 mg / kg de xilazina 1. Nota: Los anestésicos Otras podría ser utilizado, por ejemplo: 350 - 450 mg / kg avertina, 50 mg / kg de pentobarbital o 1,5 - 2% de isoflurano 2-3. </li><li> Afeitar el cuello con una navaja de afeitar eléctrica. </li><li> Coloque el ratón anestesiado en posición supina sobre una placa de calentamiento isotérmico calentada. Asegure sus extremidades con cinta de papel. </li><li> Realice una pizca dedo para confirmar la sedación completa. </li><li> Suavemente inserte una sonda rectal para controlar la temperatura corporal. Uso de la sonda vaselinized se recomienda. </li><li> Si la temperatura del cuerpo varía de 37 ° C ± 0,5 ° C, ajústelo a través de la placa de calentamiento. </li><li> Ponga hocico del ratón cerca del suministro de oxígeno. </li><li> Coloque la región del cuello ratón bajo el microscopio estereoscópico. </li></ol> IV. Adquisición de Datos <ol><li> En la LabChartPro 7 software, seleccione un canal para el registro de presión y un canal para la frecuencia cardiaca (HR)registro. En este último caso, seleccione la opción &quot;Mediciones cíclicas&quot; y la medición de configuración como tipo. </li><li> Para el canal de presión establecer el rango de escala: 0 a 150 mmHg. </li><li> Para HR canal ajustado rango de la escala: desde 200 hasta 600 bpm. </li><li> Pulse la tecla de inicio para iniciar el registro. </li><li> Insertar comentarios que indican los procedimientos realizados, por ejemplo: la administración de la anestesia, el inicio de la infusión de dobutamina, la concentración de la dobutamina, la respiración cambia. </li></ol> V. Cateterismo Cardíaco 4,5 <ol><li> Realizar una pequeña incisión en el lado derecho cerca de la mandíbula. Con unas tijeras separar el tejido conectivo de la piel muscular. </li><li> Realizar una disección longitudinal (1,5 - 2 cm) en el lado derecho de la tráquea. Separar el tejido conectivo y grasa, y músculo con pinzas curvas, con el fin de exponer la arteria carótida derecha, cerca de la tráquea. </li><li> Coloque una ampliación situada en el lado derecho de los animales para exponer la arteria carótida. Pulsátilla presión generada por el corazón, facilita la identificación de la arteria. La vena yugular, que es de color rojo oscuro, está a la derecha. </li><li> Se separa la arteria de los tejidos adyacentes con pinzas curvas. El nervio vago, que se asemeja a un hilo blanco, se encuentra a lo largo de la arteria. </li><li> Corte un pedazo de 20 cm de 6/0 hilo de seda y &quot;doble&quot; la misma. </li><li> Pase el &quot;doble&quot; hilo por debajo de la arteria, de izquierda a derecha. Cortar el hilo, con el fin de obtener extremos separados. </li><li> Pasar un tercer hilo (10 cm) por debajo de la arteria. </li><li> Atar un nudo en el hilo colocado cerca de la cabeza, y una suelta en la rosca más distal. </li><li> Atar un nudo flojo en el hilo medio, y fijar el extremo derecho de la rosca media a la almohadilla de calefacción con una cinta de papel. </li><li> Mantener la arteria carótida húmedo dejando caer estéril al 0,9% de NaCl. Secar el exceso de líquido con bastoncillos de algodón. </li><li> Estire el hilo inferior con una pinza hemostática. </li><li> Fijar la posición de la tijera pinza hemostática por pavanza poco a poco la piel del abdomen, que se extiende el hilo superior, a fin de ocluir el flujo sanguíneo. Verificar que el tejido conectivo alrededor de la arteria se ha eliminado. La arteria debería estar lleno de sangre y privados de pulso. Prevenir hilos de producir una fuerza de torsión sobre la arteria. </li><li> Hacer una sección transversal nick cerca de la parte inferior de la arteria con un Vannas micro-tijera. Gotas de sangre será derramada. </li><li> Insertar el catéter en la arteria carótida. Asegúrese de introducir el sensor de presión completo. Verificar que no hay pérdida de sangre. </li><li> Ajuste suavemente el nudo hilo medio, con el fin de mantener el catéter en su lugar. No comprima demasiado, el sensor de presión es muy frágil. </li><li> Suelte las tijeras hemostáticas del abdomen animal. </li><li> Mantener el catéter con la mano y empuje el hilo medio, a fin de evitar la pérdida de sangre. Nota: arteria debería estar lleno de sangre. </li><li> Iniciar la grabación de señales de presión. </li><li> Cuando el catéter está en el interior, laseñal de presión arterial fluctúa desde 60 hasta 70 a 100-120 mmHg. La forma de la señal de presión se muestra en la Figura 1.A. Nota: si usted está interesado en, en este punto de tiempo se puede registrar la presión arterial si la señal es estable por lo menos durante 5 min. Valores de la HR se obtuvieron de las formas de onda de presión considerando un intervalo de 30 segundos de señal de registro. Es posible utilizar también un método de ECG para la medición directa de HR, de acuerdo con los objetivos de investigación. </li><li> Empuje suavemente el catéter hasta observar un cambio en la forma de la señal de presión (Figura 1.B). Una vez que el catéter está en el interior del ventrículo izquierdo, la señal de presión fluctúa de 0 a 100-120 mmHg. Si es difícil deslizar el catéter, pellizcar pecho animal con dos dedos. </li><li> Controlar de forma continua la velocidad de respiración, la temperatura corporal, el nivel de anestesia y la señal de presión. Todos ellos deben permanecer estables. </li></ol> VI. La infusión de dobutamina <ol><li&gt; Para canulación de la vena yugular asegúrese de cáscara de nuevo el tejido adiposo alrededor de la vena, con el fin de evitar su perforación. El procedimiento quirúrgico para la oclusión de la vena es similar al procedimiento que se muestra para la arteria carótida. </li><li> Introducir un tubo de PE-10 en la vena. Confirmar que el flujo sanguíneo no se bloquea moviendo hacia atrás el émbolo de la jeringa. </li><li> Infusión de dobutamina se inicia con 10 l / min y terminar con 60 l / min. En cada paso, la velocidad de perfusión se mantiene durante 2 min 6. </li><li> Después de la última dosis de dobutamina, la eutanasia a los animales con una sobredosis de anestesia. </li></ol> VII. Análisis de Datos <ol><li> Para el análisis de datos, seleccione la sección de los datos registrados de su interés. Asegúrese de considerar un intervalo de tiempo en que la señal de presión es estable. </li><li> Seleccione el icono de configuración en el módulo de la tensión arterial. Indicar el tipo seleccionado de la señal de presión. </li><li> Automáticamente los LabChartPro 7 pantallas de software media, máximoy los valores mínimos de HR, presión sistólica (P max), la presión diastólica (P min), la presión diastólica final (EDP), desarrollo máximo de presión positiva (dP / dtmax) y el desarrollo máximo de presión negativa (dP / dt min). Además, los parámetros cardíacos se pueden representar en el trazado de la presión. </li></ol>

<ol><li>Hart, C. Y., Burnett, J. C., Redfield, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+avertin+versus+xylazine-ketamine+anesthesia+on+cardiac+function+in+normal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 281, H1938-H1945 (2001).</li>
<li>Janssen, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthetics+on+systemic+hemodynamics+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthetics on systemic hemodynamics in mice.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 287, H1618-H1624 (2004).</li>
<li>Lorenz, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+practical+guide+to+evaluating+cardiovascular%2C+renal%2C+and+pulmonary+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A practical guide to evaluating cardiovascular, renal, and pulmonary function in mice.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 282, R1565-R1582 (2002).</li>
<li>Lorenz, J. N., Robbins, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+intraventricular+pressure+and+cardiac+performance+in+the+intact+closed-chest+anesthetized+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Measurement of intraventricular pressure and cardiac performance in the intact closed-chest anesthetized mouse.</a> Am. J. Physiol. 272, H1137-H1146 (1997).</li>
<li>Nemoto, S., DeFreitas, G., Carabello, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+catheterization+technique+in+a+closed-chest+murine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Top.+Lab+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cardiac catheterization technique in a closed-chest murine model.</a> Contemp. Top. Lab Anim. Sci. 42, 34-38 (2003).</li>
<li>Daniels, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+cardiac+functional+reserve+in+type+2+diabetic+db%2Fdb+mice+is+associated+with+metabolic%2C+but+not+structural%2C+remodelling%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol.+%28Oxf%29%22%5BJournal%5D)">Impaired cardiac functional reserve in type 2 diabetic db/db mice is associated with metabolic, but not structural, remodelling.</a> Acta Physiol. (Oxf). 200, 11-22 (2010).</li>
<li>De Celle, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+structural+and+functional+consequences+of+cardiac+ischaemia-reperfusion+injury+in+vivo+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Long-term structural and functional consequences of cardiac ischaemia-reperfusion injury in vivo in mice.</a> Exp. Physiol. 89, 605-615 (2004).</li>
<li>Huntgeburth, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transforming+growth+factor+beta+oppositely+regulates+the+hypertrophic+and+contractile+response+to+beta-adrenergic+stimulation+in+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Transforming growth factor beta oppositely regulates the hypertrophic and contractile response to beta-adrenergic stimulation in the heart.</a> PLoS One. 6, e26628(2011).</li>
<li>Reddy, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+function+in+young+and+old+Little+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gerontol.+A.+Biol.+Sci.+Med.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cardiac function in young and old Little mice.</a> J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 62, 1319-1325 (2007).</li>
<li>Christoffersen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+lipid+accumulation+associated+with+diastolic+dysfunction+in+obese+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Cardiac lipid accumulation associated with diastolic dysfunction in obese mice.</a> Endocrinology. 144, 3483-3490 (2003).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Prueba de esfuerzo cardíaco inducido por la dobutamina y supervisado por cateterismo cardíaco es laborioso. Sin embargo, siguiendo el protocolo aquí describir y con un corto tiempo de formación, es posible evaluar seis parámetros hemodinámicos en un solo experimento que dura aproximadamente una hora. Los pasos críticos del protocolo presentado aquí son los canulaciones de los vasos sanguíneos. En cuanto a la canulación de la arteria carótida, la incisión realizada debe ser lo suficientemente...

<table border="1"><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reactivos </td></tr><tr><td> PE-50/10 </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0752 </td><td></td></tr><tr><td> Hilo de seda 6/0 HR17 </td><td> Tagum </td><td> SN0713K </td><td></td></tr><tr><td> Xylacin 20 mg / ml </td><td> Laboratorio Centrovet </td><td></td><td></td></tr><tr><td> La ketamina 100 mg / ml </td><td> Drag Pharma </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cloruro de sodio 0,9% </td><td> Laboratorio Sanderson SA </td><td></td><td></td></tr><tr><td> El clorhidrato de dobutamina </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D0676 </td><td></td></tr><tr><td> Jeringa de insulina U-100 29G x ½ &quot; </td><td> Terumo Medical Co. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pinzas de disección micro 11,5 cm Estilo 7 </td><td> LawtonMedizintechnik </td><td> 09-0959 </td><td></td></tr><tr><td> Graefe Pinza Cvd 0.7mm 7cm </td><td> Lawton Medizintechnik </td><td> 62-0263 </td><td></td></tr><tr><td> Clamps bulldog Dieffenbach Cl Str. 38 mm </td><td> Lawton Medizintechnik </td><td> 60-010 </td><td></td></tr><tr><td> Tijeras Vannas 8 cm Str. Fh </td><td> Lawton Medizintechnik </td><td> 63-1400 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Equipo </td></tr><tr><td> SPR-671 Mikro-Tip catéter de presión </td><td> Millar Instruments </td><td> 840-6719 </td><td></td></tr><tr><td> PCU-2000 Unidad de Control de Presión </td><td> Millar Instruments </td><td> 880-0129 </td><td></td></tr><tr><td> PowerLab 4/30 </td><td> ADInstruments Pty Ltd. </td><td> ML866 </td><td></td></tr><tr><td> LabChartPro 7 </td><td> ADInstruments Pty Ltd. </td><td> MLU260 / 7 </td><td></td></tr><tr><td> Legato200 Bomba de Infusión </td><td> KdScientific </td><td> KD-KDS210P </td><td></td></tr><tr><td> TCAT-2LV Controlador de temperatura y la placa de calentamiento isotérmico </td><td> Physitemp instrumentos Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> El suministro de oxígeno médico </td><td> Indura </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Sonda rectal </td><td> ADInstruments Pty Ltd. </td><td> MLT1404 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio trinocular, iluminación axial </td><td> LW Scientific </td><td> Z2B-TRI-Etne, ILP-1502-LTS1, ILP-1502-DGGF </td><td></td></tr></tbody></table>

prueba de esfuerzo cardíaco inducida por dobutamina y supervisado por cateterismo cardíaco en ratones

Cardiac Stress Test Induced by Dobutamine and Monitored by Cardiac Catheterization in Mice

La dobutamina es un agonista β-adrenérgico con una mayor afinidad por el receptor que se expresa en el corazón (β 1) que para los receptores expresados ​​en las arterias (β 2). Cuando la administración sistémica, aumenta la demanda cardiaca. Por lo tanto, la dobutamina desenmascara ritmo anormal o áreas isquémicas potencialmente en riesgo de infarto. Monitorización de la función cardíaca durante una prueba de esfuerzo cardiaco puede ser realizada por ecocardiografía o cateterismo cardíaco. Esta última es una técnica invasiva pero más preciso e informativo que el primero. Prueba de estrés cardíaco inducido por la dobutamina y monitoreado por cateterismo cardíaco lograrse como se describe aquí permite, en un solo experimento, la medición de los siguientes parámetros hemodinámicos: frecuencia cardiaca (HR), la presión sistólica, presión diastólica, la presión diastólica final, la presión positiva máxima desarrollo (dP / dtmax) y pulse negativo máximoure desarrollo (dP / dt min), en condiciones basales y bajo dosis crecientes de dobutamina. Como era de esperar, en ratones normales se observó una dobutamina aumento dosis-dependiente en HR, dP / dt max y min dP / dt. Además, en la dosis más alta probada (12 ng / g / min), la descompensación cardíaca de alto contenido de grasa inducida por dieta ratones obesos fue desenmascarado.

La señal de presión arterial se define por la presión sistólica y diastólica. Cuando el sensor de presión está dentro del ventrículo izquierdo, su presión (LVP) de forma de onda se caracteriza por una caída a cero de la presión diastólica y la aparición de la contracción de la aurícula izquierda antes de la contracción del ventrículo (Figura 1). En su estado básico, ketamina-xilazina ratones normales anestesiados tenía HR de 280 ± 24, P max de 107 ± 8, P min de 5 ± 1, EDP de 14 ± 2...

Se describe el protocolo para llevar a cabo una prueba de estrés cardíaco inducido por la dobutamina y monitoreado por cateterismo cardíaco en ratones normales. También se muestra su aplicación a desenmascarar la enfermedad cardíaca subclínica en altos de grasa inducida por dieta ratones obesos.

Prueba de esfuerzo cardíaco inducida por dobutamina y supervisado por cateterismo cardíaco en ratones

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the ...

Prueba de esfuerzo cardíaco inducida por dobutamina y monitorizada por cateterismo cardíaco en ratones. En este vídeo, presentaremos una descripción paso a paso de una prueba de esfuerzo cardíaco inducida por dobutamina y monitorizada por cateterismo cardíaco realizada en ratones normales. También mostraremos su aplicación para desenmascarar la enfermedad cardíaca subclínica en ratones obesos inducidos por una dieta alta en grasas.El ratón anestesiado se coloca en una placa termorregulada. El suministro de oxígeno se administra a través de un tubo de plástico y la temperatura corporal se controla mediante una sonda rectal para el cateterismo cardíaco. En un procedimiento torácico cerrado, se utiliza la arteria carótida ya que el acceso a través del sensor de presión en la punta del catéter es lo suficientemente fino como para entrar en la arteria y medir la presión arterial.El catéter se introduce aproximadamente 10 milímetros. La forma de onda de la presión arterial se ve así. Para medir la presión ventricular, el catéter debe seguir la vía rectilínea del RE y pasar a través de la válvula aórtica hasta la cámara ventricular.La forma de la onda de presión cambia cuando el sensor de

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