2 vasos Oclusión / Hipotensión: un modelo de rata de isquemia cerebral global

El objetivo general es inducir un evento isquémico transitorio en el cerebro para simular la agresión cerebral causada por el paro cardíaco y la reanimación. En primer lugar, la hipotensión sistémica es inducida por la extracción de sangre de la arteria femoral. A continuación, se ocluyen las arterias carótidas para restringir el flujo sanguíneo al cerebro.

El cerebro se mantiene en un estado isquémico durante ocho minutos mediante un estricto control de la presión arterial sistémica. Finalmente, se retiran las pinzas y se vuelve a introducir la sangre extraída. En última instancia, el daño neuronal se puede cuantificar en diferentes momentos después de la isquemia.

La principal ventaja de esta técnica sobre los métodos existentes como el paro cardíaco y la reanimación, es que el evento isquémico cerebral se puede simular sin la mortalidad y las comorbilidades asociadas a la isquemia sistémica. La demostración visual de esta cirugía nos permite enfatizar la importancia de matices particulares del procedimiento para asegurar la reproducibilidad: Comience por la fabricación de un catéter vascular. Para hacer esto, corte un tubo de polietileno 50 de ocho pulgadas de largo e inserte una aguja desafilada de calibre 23 en un extremo.

Asegure esta aguja en un puerto de una llave de paso de tres vías y colóquela. Otra llave de paso de tres vías en el puerto opuesto. Heparinizó las llaves de tope y el catéter mediante la aplicación de solución salina de heparina en todo el proceso.

A continuación, conecte una jeringa de solución salina de 10 mililitros en la llave de tope, perpendicular y distal al catéter. Conecte la llave de paso distal al catéter al tubo transductor de presión. Llene el sistema con solución salina y elimine las burbujas de aire.

Intubar una rata anestesiada para permitir la administración continua de anestesia. Después de administrar una inyección IP de ketamina, reduzca el isof de flúor al 1,5% y controle el nivel de anestesia durante todo el procedimiento. Una vez anestesiada, afeita la región del cuello y la pelvis derecha donde el muslo se une con el abdomen, coloca a la rata en posición supina sobre una manta térmica.

Después de aplicar lubricante en los ojos e insertar un termómetro rectal, frote las áreas de incisión con aplicaciones repetidas de Betadine y etanol al 70%. Coloque un campo quirúrgico sobre la rata y haga agujeros para exponer las áreas de incisión. Después de confirmar la profundidad adecuada de la anestesia, un bisturí para hacer una incisión en la línea media a lo largo del cuello disecciona el tejido sin romos a través del tejido para llegar a los músculos esternohioides y esternomastoides.

Separe cuidadosamente el músculo mediante disección roma hasta que se visualice la arteria carótida común. Aísle las arterias carótidas de ambos lados pasando una sutura de seda por debajo. Limpie cualquier fascia de los vasos en la hendidura donde los músculos de las extremidades traseras se unen con el abdomen.

Haga una segunda incisión. Disecciona debajo del músculo abdominal a lo largo de los músculos del muslo hasta llegar al ligamento inguinal. Exposición del haz neurovascular femoral.

Aísle cuidadosamente la arteria femoral pasando una sutura de seda por debajo y retire cualquier fascia, dejando de cinco a siete milímetros de vaso expuesto. Una vez expuesta, haz un nudo permanente en el extremo distal de la arteria. Coloque otra sutura de seda alrededor del extremo proximal de la arteria y haga un nudo suelto.

A continuación, aplique tracción en la sutura en el extremo proximal para ocluir el flujo sanguíneo y haga una pequeña incisión en la parte superior del vaso con unas tijeras oftálmicas. Use un introductor vascular para insertar el tubo del catéter en el vaso. Una vez que el catéter esté en su lugar, haga un nudo suelto alrededor del vaso y el catéter para asegurarlo.

Inserte el tubo del catéter en el vaso, de siete a nueve milímetros más allá de la incisión del vaso y hacia la línea media. Retire la tracción del recipiente y permita que se alinee de forma natural. Después de administrar 0,3 mililitros de heparina, enjuague la sangre del catéter con una pequeña cantidad de solución salina para evitar la coagulación.

Por último, encienda el monitor de presión y calibre el equipo. Para garantizar la coherencia entre los procedimientos, es importante mantener registros detallados de la temperatura central, la presión arterial y otras variables fisiológicas durante la cirugía. Cuando esté listo para comenzar, conecte una jeringa heparinizada a la llave de tope perpendicular y proximal al catéter.

Ponga un temporizador durante un minuto y abra la llave de parada para que se pueda extraer la sangre. Retira la sangre lentamente. En un minuto, se deben extraer de siete a nueve milímetros de sangre.

Luego, el PAM debe descender a alrededor de 30 milímetros de mercurio, la presión arterial objetivo para lograr la isquemia. A continuación, aplique clips hemostáticos en las arterias carótidas e inicie un temporizador que se establece en ocho minutos. Controle inmediatamente la presión arterial si el PAM no está a 30 milímetros de mercurio, infunda o extraiga sangre lentamente hasta alcanzar el nivel correcto.

Realice ajustes a lo largo de la isquemia para mantener este nivel. Mantenga la sangre a 37 grados centígrados para evitar que se enfríe antes de que pueda volver a infundirse al final del período isquémico de ocho minutos. Extraer la sangre caliente, extraída anteriormente para la reperfusión, eliminar el eclipse hemostático y volver a infundir la sangre lentamente a unos dos mililitros por minuto cuando la sangre se haya reintroducido, retirar la cánula de la arteria femoral y asegurar dos nudos separados proximales a la incisión en la arteria.

Suturar las incisiones con un patrón discontinuo utilizando una aguja de corte inversa con sutura 5.0 Vicryl. Cuando la herida esté cerrada, apague el flúor iso para desconectar a la rata del ventilador y administre un analgésico. Cuando vuelve la respiración voluntaria.

Extubar al animal y colocarlo en una jaula de recuperación climatizada. Vigile al animal en busca de signos de angustia hasta que se recupere por completo en el momento deseado. Después de la isquemia, fije el cerebro en aldehído paraformado al 4%.

Después de la perfusión trans cardio, la muestra de cerebro se corta en secciones y se tiñe con una imagen violeta crestal. J.Un programa gratuito ofrecido por los Institutos Nacionales de Salud se utiliza para cuantificar las neuronas viables que representan el alcance del daño cerebral. Primero, abra la imagen con el complemento de contador de celdas.

A continuación, seleccione un color de marca y cuente las neuronas dentro de los límites de la escala. Las neuronas de barra se cuentan en base a criterios de inclusión simples para la morfología neuronal. Se trata de una forma de parametal grande o criterios de exclusión para la microglía, la morfología de los astrocitos o las formas tubulares redondas o largas.

Después de registrar los recuentos de neuronas, guarde la ventana del contador de células. La media de todas las imágenes de cada animal proporcionará un único recuento medio de neuronas, que es la medida cuantitativa del daño del hipocampo CA 1. El ejemplo muestra la lesión producida por ocho minutos de isquemia cerebral global 14 días después de la reperfusión.

Aquí, el hipocampo de una rata operada simuladamente exhibe una morfología normal, incluida una ca intacta. Por el contrario, los daños se localizan en una región del hipocampo. En ratas con isquemia y reperfusión, aquí se muestran ventanas de conteo representativas en un animal de control operado de forma simulada y un animal expuesto a isquemia cerebral global.

El CA uno lesionado muestra una tinción que incluye microglía y astrocitos, que parecen pequeños y tubulares o en forma de lágrima. Estas se pueden distinguir de las neuronas intactas del hipocampo, que son grandes con forma circular o parametálica. Finalmente, estos datos demuestran que los recuentos neuronales son mucho más bajos en la región CA uno de los animales isquémicos en comparación con el control.

Después de ver este video, debe comprender cómo crear una isquemia cerebral global transitoria en la rata y cómo cuantificar la lesión asociada. El éxito requiere habilidades quirúrgicas delicadas y un mantenimiento estricto de la anestesia, la hemodinámica y los parámetros fisiológicos después de su desarrollo. Esta técnica allanó el camino para que los investigadores exploraran los eventos cerebrales que ocurren después de la isquemia cerebral global en pacientes que la padecen.

Paro cardíaco seguido de reanimación.