Name: Modelos de ratón para Arteriosclerosis Graft (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 37 s
Description: Aprende a desarrollar un modelo de arteriosclerosis de injerto en ratón mediante la disección de la aorta torácica del donante y su implantación en la aorta abdominal del receptor. Este método permite evaluar el impacto de modificaciones genéticas en la patogénesis de la enfermedad vascular.

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Este trabajo fue apoyado por el NIH subvenciones R01 HL109420 de WM y AHA 9320033N a LY.

Ratón del injerto y modelo de trasplante de injerto singénico Todos los estudios con animales fueron aprobados por el Cuidado de Animales institucional y comités de uso de la Universidad de Yale. Para el modelo de aloinjerto, segmentos de aorta torácica de macho, 4-5 semanas de edad WT (C57BL/6J) o ratones IFN-γR-KO se interponen en la aorta abdominal de la hembra receptora, 8-12 semanas de edad WT utilizando un extremo a -end anastomosis microquirúrgica técnica (véase el siguiente para más detalles). Para el modelo de injerto singénico, los segmentos de la aorta torácica, 4-5 semanas de edad, los ratones WT macho se interponen en la aorta abdominal del macho, 8-12 semanas de edad IFN-γR1-KO con un extremo-a-extremo microquirúrgico técnica anastomótica. En 1 semana después de la cirugía, los animales fueron inoculados intravenosamente con Ad5.CMV-ratón IFN-γ o Ad5.CMV-LacZ (Qbiogene) a 1 x 10 9 PFU. Suero de ratón IFN-γ niveles se midieron por ELISA (eBioscience) a 1 y 5 semanas después de la administración de adenovirus. Algunos animales recibieron BrdU(Sigma-Aldrich) a 100 mg / kg sc durante 2 semanas antes del sacrificio. End-to-end anastomosis microquirúrgica técnica (Video se tomará para esta parte): 1. Procedimiento de Donantes <ol><li> Anestesiar a los ratones donantes con inyecciones intraperitoneales de ketamina (50 mg / kg) y xilazina (10 mg / kg). </li><li> Después de asegurarse de anestesia adecuada, colocar los ratones donantes bajo el microscopio de operación en X8-30 magnificación en una bandeja en una posición supina, y el uso de yodo cojín de la preparación y alcohol cojín de la preparación para la preparación de la pared torácica. </li><li> Una incisión en la pared anterior del tórax a través de las costillas y el diafragma para exponer el corazón. </li><li> Abra la aurícula derecha, inyectar 10 ml de heparina (100 U / ml) de solución salina en el ventrículo izquierdo para eliminar los ratones usando una jeringa de 10 ml con una aguja de calibre 25. </li><li> Resecar el corazón y los pulmones para exponer toda la longitud de la aorta torácica. </li><li> Disección de la aorta torácica con cuidado para minimizar el trauma directo, while identificar, ligar y dividir las ramas de madera con 11-0 sutura cerca de la aorta. </li><li> Una vez que la aorta torácica está libre de tejido circundante, especiales toda la aorta torácica para el trasplante. </li><li> Enjuague el extremo cortado de la aorta de donantes con heparinizada (100 U / ml) solución salina, y almacenarla en la misma solución en hielo (hasta 6 horas) hasta el trasplante. </li></ol> 2. Procedimiento destinatario <ol><li> Inyectar los ratones receptores con ketoprofeno IP (5 mg / kg) para la analgesia, y thenanesthetize los ratones con ketamina IP (50 mg / kg) y xilazina (10 mg / kg). Los ratones receptores se anestesiaron profundamente dentro de los 10 minutos por una duración de 60 a 90 min. Durante la cirugía, el nivel de anestesia se evalúa cada 15 min por pellizcar la pared abdominal anterior o el pie usando fórceps. Si el animal reacciona a los estímulos nocivos en cualquier momento durante la cirugía, una dosis adicional de ketamina y xilazina (1/4 o 1/3 de la dosis inicial) será administrado por sc o im </li><li> Después de asegurarse de anestesia adecuada, rapó el pelo en la pared abdominal anterior con una máquina de afeitar eléctrica, limpie la piel con yodo Prep Pad y Alcohol Prep Pad, cubra los ojos con ungüento oftálmico. Durante la cirugía, las siguientes técnicas asépticas se utilizarán para las operaciones, incluyendo la limpieza de la mesa de operaciones con 10% de lejía, el uso de guantes estériles y el uso de instrumentos de microcirugía esterilizados (instrumentos de vapor-esterilizados para el inicio de la operación, a continuación, de vidrio caliente del grano-esterilizada instrumentos entre múltiples operaciones, etc.) </li><li> Coloque los ratones receptores bajo el microscopio de operación con un aumento de X8-30 en una bandeja en una posición supina. </li><li> Una incisión en la pared abdominal en la línea media de xifoides hasta el pubis, y la propagación de la pared abdominal, aparte utilizando un micro-retractor para exponer la cavidad abdominal. </li><li> Retirar el intestino superior y envolver con una gasa humedecida con solución salina. Los ratones receptores se congelan por la pérdida de la Ley de Educación Superiort externalizados a través de los intestinos. Es importante mantener el calor animal. Sin embargo, la placa de calefacción no se utiliza durante la cirugía como modesta hipotermia es de beneficio en la prevención de lesión de la médula durante la oclusión del flujo sanguíneo aórtico, así como no hay transferencia de calor ineficiente con el flujo sanguíneo ausente a la mitad inferior del cuerpo de los ratones. </li><li> Mueva los órganos reproductivos inferiormente, envuelva las áreas del abdomen de ratones receptores con una gasa con solución salina solución humedecido, y lo utilizan para retraer el recto hacia el lado derecho del abdomen. Los tejidos expuestos se riegan periódicamente con una solución salina durante el trasplante. </li><li> Diseccionar sin rodeos un segmento de la aorta infrarrenal entre el vaso renal proximal y distalmente bifurcación aórtica y separarse de la vena cava inferior (IVC) cuidadosamente. </li><li> Identificar y ligar todas las ramas pequeñas provenientes de este segmento de la aorta abdominal con sutura monofilamento de poliamida 11-0. </li><li> Pinzamiento del segmento aislado de unaaorta bdominal utilizando dos pinzas vasculares aproximadamente 5 mm aparte, uno en cada extremo. </li><li> Corte transversal de la aorta abdominal entre las pinzas afiladas utilizando micro-tijeras para crear los sitios de anastomosis. </li><li> Resecar un pequeño segmento de la aorta abdominal (hasta 0,4 mm de longitud) de un extremo de corte seccionado la aorta receptor para alojar el injerto aórtico donante. </li><li> Lave los segmentos de aorta entre las abrazaderas con solución salina heparinizada para eliminar la sangre residual. Los segmentos aórticos entre las abrazaderas y el donante de injerto aórtico se riegan periódicamente con heparinizada (100 U / ml) solución salina (hasta 40 ml / kg) durante la anastomosis. </li><li> Corte transversal de ambos lados de la aorta de donantes con micro-tijeras afiladas para crear un injerto de segmento de 2,5 mm de longitud para el trasplante. </li><li> Coloque el injerto aórtico donante en la posición ortotópica, anastomosis extremo proximal y distal del injerto del donante a la proximal y distal extremo cortado del destinatario de la aorta abdominal, respectivamente, con un extremo-tpatrón o de fondo utilizando 11-0 poliamida monofilamento de sutura. </li><li> Para las suturas continuas, coloque las suturas a los 3 y nueve posiciones en primer lugar. Entre dos suturas de sujeción a cada lado del injerto, se anastomosan ambos bordes de corte en 3-4 puntos de sutura usando las suturas continuas, y atan las suturas continuas para pasar suturas con un nudo doble. Dado que ambas capas de cierre son continuas, el riesgo de dehiscencia se incrementa. El injerto aórtico de donantes debe ser de longitud adecuada para conectar proximal y distal extremo cortado del destinatario de la aorta abdominal. </li><li> Para las suturas interrumpidas, la construcción de cuatro anastomosis en 3 y nueve posiciones en ambos lados del injerto en primer lugar, y anastomosis de ambos bordes de corte en 3-4 puntos de sutura entre dos suturas de sujeción a cada lado del injerto. </li><li> Suelte la pinza distal para permitir que el flujo retrógrado en injerto, identificar los sitios de sangrado y hacer puntos adicionales a los 3 minutos. </li><li> Después de comprobar la hemostasia satisfactoria, suelte la pinza proximal. </li><li> Confirmar la permeabilidad del injerto por la presencia de la pulsación vigorosa en el injerto y el segmento adyacente proximal de la aorta abdominal nativa, en particular en el segmento adyacente distal de la aorta abdominal y la arteria mesentérica inferior. Considere la posibilidad de trombosis en sitios anastomóticas si la pulsación disminuye en unos pocos minutos después de la restauración del flujo sanguíneo. </li><li> Volver los intestinos en la cavidad abdominal. </li><li> Sutura cerrar la pared abdominal con sutura de nylon 5-0 en la capa muscular y la capa de la piel, respectivamente. </li><li> Coloque los ratones receptores en una jaula limpia en la parte superior de una almohadilla de calefacción, y esperar 1-2 horas para los ratones para recuperar la conciencia y recuperarse de la anestesia. Es importante mantener el calor animal adecuada durante la recuperación. Mantener los ratones en la jaula cálido y seco antes de estela animales de la anestesia. </li><li> Evaluación de la función motora de las extremidades posteriores después de la recuperación ratones, y de nuevo en el segundo día. Será confirmado una cirugía de trasplante con éxito if sin disfunción de las extremidades posteriores se observó en ratones receptores en el segundo día. </li><li> Administrar los ratones receptores con ketoprofeno en el agua potable (5 mg / kg / d = 27 ug / ml en el agua potable) durante 48 horas. Si cualquier ratones receptores sufren de dolor no se alivia con los analgésicos postoperatorios como se evidencia por la pérdida de la movilidad, la ausencia de limpieza, agrupado postura anormal, etc, se practicó la eutanasia. Los animales se sacrificaron a los predefinidos puntos finales después de 1-60 días. </li></ol> Análisis del injerto Injertos de arteria de aloinjerto se adquirieron a las 4 semanas y de los injertos en el modelo de injerto singénico eran 6 semanas después de la operación (5 semanas después de la infección viral) y se analizaron mediante técnicas histológicas estándar para Gieson (EVG) tinción Elastica-furgoneta, hematoxilina y eosina (HE) tinción y la tinción de inmunofluorescencia. Las fotografías fueron tomadas con un sistema de microscopio de inmunofluorescencia (Zeiss). Recuento de células de núcleos rodeados por inmunotinción positiva era realizared con gran aumento y un promedio de 5 secciones para cada injerto. Las mediciones de área de injerto de la luz (en el endotelio), íntima (entre el endotelio y la lámina elástica interna, IEL), los medios de comunicación (entre el IEL y la lámina elástica externa, EEL), espesor de la pared (entre el endotelio y la lámina elástica externa) y el recipiente entero (dentro de la EEL) se calcula a partir de 5 secciones transversales de serie, 150 micras de distancia para cada injerto, utilizando el análisis de imagen asistido por ordenador y NIH Image 1.60 ( <a href="http://rsbweb.nih.gov/nih-image/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/nih-image</a> ). El análisis estadístico Todos los datos se expresan como media ± SEM. Dos colas, pares de pruebas t y un análisis de dos vías ANOVA se realizaron con el programa de software Prism (GraphPad Software). Las diferencias con p &lt;0,05 fueron considerados estadísticamente significativos.

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</ol>

No tenemos nada que revelar.

Los protocolos descritos se centran en modelos de ratón GA. Los procedimientos se pueden aplicar a otros modelos de trasplante de injerto. Estos modelos incluyen xenoinjertos humanizado (es decir, los segmentos de las arterias coronarias humanas interponen a la aorta infra-renal de ratones inmunodeficientes), y el modelo GA mouse rechazo agudo (es decir, una aorta del ratón de una cepa genética en otro destinatario línea genética). Nuestros modelos de ratón descritos son más para cerrar lesiones GA hum...

Arteriosclerois injertados (GA), también llamados vasculopatía del injerto, es una lesión patológica que se desarrolla durante meses a años en los órganos trasplantados se caracterizan por la estenosis difusa, circunferencial de todo el árbol vascular del injerto 7. Las etapas iniciales pueden causar estenosis excéntricas y focal que son más evidentes en las arterias, por lo tanto se asemeja más estrechamente estenosis visto en la aterosclerosis convencional. La pérdida de lumen de los vasos de injerto resultados de la expansión la íntima debido a la infiltración de células T del huésped y de los macrófagos y, especialmente, a la acumulación de matriz extracelular y de músculo liso como las células se originó a partir del injerto, principal o con ambos 5, 13, 19, que se compensa adecuadamente por el remodelado vascular hacia el exterior. En aloinjertos cardíacos, las lesiones clínicamente más significativos son los de las arterias coronarias epicárdicas y intramiocárdica. En última instancia, GA de las arterias coronarias se causar insuficiencia cardíaca isquémica. GA es la causa principal de la tarde gr cardiacapérdida de popa. Las estenosis de GA se detienen en las líneas de sutura, lo que implica fuertemente la respuesta del huésped a aloantígenos injerto en su patogenia y que nos lleva a clasificar GA como una forma de rechazo crónico 3. Sin embargo, otras formas de lesión arterial pueden aumentar el riesgo de GA, ya sea mediante el aumento de la carga neta de la lesión o mediante la intensificación y / o modulación de la respuesta aloinmune. La célula (CE) revestimiento endotelial de las arterias del injerto se conserva en GA humana y las regiones más superficiales de la íntima adyacente al forro de CE es el sitio más fuertemente infiltrado por el anfitrión derivado de IFN-γ-la producción de células T y macrófagos 11; en algunos pacientes GA se asocia con el desarrollo de aloanticuerpos donante-específicos que se unen a injerto CE 16 pero los vasos muestran poca evidencia de la necrosis fibrinoide que es característica de rechazo agudo mediado por anticuerpos 11. El componente más crítico de GA patogénesis es laproliferación de células de músculo liso, como en la íntima, y ​​si este proceso puede ser detenido, GA es poco probable que el progreso. Trabajos previos de nuestro grupo ha demostrado que intimas de segmentos de la arteria coronaria humana interpuestos en las aortas infra-renal de ratones inmunodeficientes se expanden en respuesta a transferidas adoptivamente células T humanas alogénicas para el donante arteria y que este proceso podría ser inhibida mediante la neutralización de IFN- γ 18. Además exógena de IFN-γ humano podría causar la íntima (y medial) la proliferación de células del músculo liso (VSMC) vascular en estos injertos arteriales en la ausencia de células T humanas 15, 17. (Es importante tener en cuenta que el ser humano y el ratón IFN-γ no se cruzan las especies, descartando los efectos indirectos en el host del ratón en este sistema experimental.) Estos modelos de ratón humanizado tienen el beneficio de recapitular humana de células T / interacciones de las células vasculares y la íntima Las lesiones se componen en gran parte de las células humanas (es decir injerto derivado),como se ha observado en muestras clínicas, pero no completamente recapitular la situación clínica porque ignoran el papel de los macrófagos de acogida y posiblemente otros tipos de células que intervienen en las lesiones de trasplantes clínicos. Un modelo de ratón convencional de este proceso podría teóricamente frente a este problema, como complemento de las limitaciones del modelo humanizado mediante la participación de un sistema inmune del huésped completa y proporcionar la ventaja adicional de permitir que el poder de enfoques genéticos de ratón para ser aplicado a GA. Los dos modelos de ratón más utilizados incluyen el trasplante heterotópico de corazón y la arteria trasplante ortotópico 1. Las lesiones que se desarrollan en las arterias de los injertos de corazón heterotópico están mayoritariamente compuestas de células huésped, probablemente de origen de médula ósea, mientras que las células de la íntima de las arterias en los injertos de corazón humano son en su mayoría de origen injerto de 5, 13, 19. Esta es una distinción importante que ha llevado a desarrollar modelos alternativos de ratón. Interposición deuna aorta de ratón a partir de una cepa a otra cepa de ratón receptor es aún más limitado como un modelo para el rechazo crónico en los seres humanos debido a la respuesta de rechazo mediado por células aguda en este modelo de ratón elimina por completo todas las células vasculares derivadas del donante del injerto dentro de dos-tres semana 19. En consecuencia, los cambios subsiguientes visto en el segmento de vaso interpuesta son únicamente una respuesta de las células huésped que han repobladas la descelularizado recipiente de andamio, la creación de una situación altamente artefactual de importancia limitada como un modelo para los cambios en los vasos de injerto que se producen en la clínica. Hemos desarrollado recientemente dos nuevos modelos de ratón para eludir estos problemas 21. El primer modelo consiste en la interposición de un segmento de vaso de un ratón macho en una hembra receptora de la misma cepa endogámica (C57BL/6J). El segundo modelo consiste en la interposición de un segmento de la arteria de un tipo salvaje C57BL/6J donante ratón en un ratón de acogida de la misma cepa y género que carece de la receptor de IFN-γ (IFN-γR-KO), seguido por la administración de IFN-γ de ratón (se entrega a través de la infección del hígado de ratón con un vector adenoviral. A continuación, describimos protocolos detallados y las ventajas de nuestros modelos GA ratón.

<table><tbody><tr><td>C57BL/6J (H-2b)</td><td>Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME)</td><td>000664</td><td>Donante (5 semanas) Receptor (8-12 semanas)</td></tr><tr><td>Inyección de clorhidrato de ketamina </td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053 Solución de</td><td>almacenamiento (50 mg/ml) Solución de trabajo (5 mg/ml)</td></tr><tr><td> Solución estéril de xilacina</td><td>Lloyd Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td>Solución de almacenamiento (100 mg / ml) solución de trabajo (1 mg / ml)</td></tr><tr><td>Ketoprofeno</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01 Solución de</td><td>almacenamiento (100 mg / ml) Solución de trabajo< / > (0.027 mg / ml)</td></tr><tr><td>Heparina Sódica</td><td>Sáldica Farmacéuticos</td><td>NDC 25021-400</td><td>Solución de almacenamiento (1000 U/ml) Solución de trabajo (100 U/ml)</td></tr><tr><td>Solución salina (estéril 0.9% Cloruro de sodio)</td><td>CareFusion</td><td>AL4109</td><td></td></tr><tr><td>Inyección de cloruro de sodio al 0,9%</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td>Para preparar el </td></tr><tr><td>ungüento oftálmico </td> anestésico Vaselina <td>Productos veterinarios Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de preparación de yodo </td><td>Triad Desechables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de preparación de alcohol</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica</td><td>MZ95</td><td></td></tr><tr><td>Micro Tijeras</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5693</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de resorte</td><td>F.S.T</td><td>15009-08</td><td>Para seccionar la aorta del donante o receptor </td></tr><tr><td>Tijeras extraestrechas</td><td>F.S.T</td><td>14088-10</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas/Pinzas</td><td>MICRINS</td><td>MI1542</td><td>Para sujetar la aguja</td></tr><tr><td>Pinzas finas</td><td>F.S.T</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td><td>F.S.T</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de patrón estándar</td><td>F.S.T</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas</td><td>F.S.T</td><td>13011-12</td><td></td></tr><tr><td>LANCASTER Espéculo ocular</td><td>Zepf Medical Instruments</td><td>42-1209-07</td><td></td></tr><tr><td>Micro Vascular Clip</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-6472</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip que aplica pinzas con bloqueo</td><td>Roboz Surgical Instrument Co.</td><td>RS-5440</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de monofilamento de poliamida negra</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>Sutura de #T4A10Q07 10-0 Cat, aguja = 70 micras Sistema de</td><td></td></tr><tr><td>sutura de nailon monofilamento negro</td><td> (Covidien)</td><td>SN-1956</td><td>Sutura 6-0</td></tr><tr><td>No tejida Songes</td><td>McKesson Corp.</td><td>N.º de pedido 94442000</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa de 1 ml</td><td>BD</td><td>REF 309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>REF 309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>REF 309604</td><td></td></tr><tr><td>18G 1 1/2, Aguja hipodérmica</td><td>BD</td><td>REF 305196</td><td></td></tr><tr><td>25G 7/8, Aguja hipodérmica</td><td>BD</td><td>REF 305124</td><td></td></tr><tr><td>27G 1/2, Aguja hipodérmica</td><td>BD</td><td>REF 305109</td><td></td></tr><tr><td>30G 1/2, Aguja Hipodérmica</td><td>BD</td><td>REF 305106</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla de Corazón Sunbeam</td><td></td><td>Z-1228-001</td><td></td></tr><tr><td>Recortadora</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Mesa 2. Reactivos y equipos específicos.</fuerte></td></tr></tbody></table>

modelos de ratón para arteriosclerosis graft

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Arteriosclerois injertados (GA), también llamados vasculopatía del injerto, es una lesión patológica que se desarrolla durante meses a años en los órganos trasplantados se caracterizan por la estenosis difusa, circunferencial de todo el árbol vascular del injerto. El componente más crítico de GA patogénesis es la proliferación de células de músculo liso como dentro de la íntima. Cuando un segmento de la arteria coronaria humana se interpone en la aorta infra-renal de ratones inmunodeficientes, las intimas podrían expandirse en respuesta a las células T humanas transferidas adoptivamente alogénico para el donante arteria o exógeno humano IFN-γ en ausencia de células T humanas. La interposición de una aorta de ratón a partir de una cepa a otra cepa de ratón receptor se limita como un modelo para el rechazo crónico en los seres humanos debido a la respuesta de rechazo celular agudo mediado en este modelo de ratón elimina por completo todas las células vasculares derivadas del donante del injerto dentro de dos-tres semana. Recientemente hemos desarrollado dos nuevos mOuse modelos para evitar estos problemas. El primer modelo consiste en la interposición de un segmento de vaso de un ratón macho en una hembra receptora de la misma cepa endogámica (C57BL/6J). El rechazo del injerto en este caso sólo se dirige contra antígenos menores de histocompatibilidad codificado por el cromosoma Y (presente en el macho, pero no la hembra) y la respuesta de rechazo que se produce es suficientemente indolente para conservar las células musculares lisas derivadas del donante durante varias semanas. El segundo modelo consiste en la interposición de un segmento de la arteria de un tipo salvaje C57BL/6J donante ratón en un ratón de acogida de la misma cepa y género que carece del receptor de IFN-γ seguido de la administración de ratón IFN-γ (entregado a través de la infección de ratón hígado con un vector adenoviral. No hay rechazo en este caso como donante y ratones receptores son de la misma cepa y género pero las células del músculo liso donantes proliferan en respuesta a la citoquina mientras que las células derivadas del huésped, que carecen del receptor deesta citocina, no responden. Por retrocruzamiento de cambios genéticos adicionales en el recipiente de donante, ambos modelos pueden ser utilizados para evaluar el efecto de los genes específicos en la progresión de GA. A continuación, se describen los protocolos detallados para nuestros modelos GA ratón.

Ratón modelo de aloinjerto de la arteriosclerosis (GA): En este modelo, una aorta macho donante se trasplanta en hembra receptora para que el host induce respuestas T alorreactivas aloinmunes mediadas por células contra un antígeno Y menor (el menor de histocompatibilidad HY antígeno específica de los machos) expresado en el injerto 12, y a su vez de las células T produce IFN-γ-unidades de la proliferación de VSMC 20 como se observa en otros modelos de trasplante de aloinjerto <sup...

Se describen protocolos para nuestros arteriosclerois de injerto de ratón (GA) modelos que implican la interposición de un segmento de vaso del ratón en un receptor de la misma cepa endogámica. Por retrocruzamiento de cambios genéticos adicionales en el recipiente de donante, el modelo se puede evaluar el efecto de los genes específicos en GA.

Modelos de ratón para Arteriosclerosis Graft

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

El objetivo general del siguiente experimento consiste en trasplantar un vaso donante a la aorta abdominal de un receptor. El primer paso es diseccionar la aorta torácica del ratón donante. A continuación, se crean sitios anastomóticos en la aorta abdominal del ratón receptor.A continuación, el vaso donante se implanta en la aorta abdominal del receptor. En última instancia, el éxito del trasplante puede evaluarse mediante la función motora intacta de la extremidad trasera del ratón receptor. Por lo tanto, este modelo nos ayudará a comprender la patogénesis de la esclerosis arterial del injerto.Y es técnicamente un reto que requiere mucha práctica y que el paciente esté en condiciones óptimas. Para comenzar, el procedimiento será demostrado por el Dr. Chen y asistido por Louanne. Primero, confirme la profundidad adecuada de la anestesia en el ratón donante.Una vez anestesiado, coloque al ratón en posición supina sobre una bandeja bajo un microscopio quirúrgico. Limpie el tórax mediante frotaciones repetidas con yodo y alcohol; tras exponer el corazón y lavarlo con suero salino, retire el corazón y los pulmones para exponer toda la longitud de la aorta torácica. Una vez visualizada,

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Se describe una técnica en la que se trasplanta una sección de la aorta abdominal de un ratón ortotópicamente a justo por debajo de las arterias renales en un receptor alogénico o singénico. Esta técnica puede ser útil en estudios en que se considera el trasplante de las grandes arterias de tamaño uniforme ventajosa.

El trasplante ortotópico aórtica en los ratones para el Estudio de la Enfermedad Vascular

Demostramos un nuevo modelo ligadura arterial en el músculo spinotrapezius murino, incluyendo un procedimiento paso a paso y la descripción de la instrumentación requerida. Se describe la cirugía y las medidas de resultado relevantes relacionados con la remodelación de la red vascular y vasodilatación funcional utilizando microscopía intravital y confocal.

Modelo murino Spinotrapezius para evaluar el impacto de la ligadura arteriolar en la función microvascular y Remodelación

El análisis ex vivo de lesiones arteriales a partir de modelos animales de enfermedad cardiovascular se basa clásicamente en técnicas histológicas e inmunohistoquímicas. Estos proporcionan mediciones bidimensionales en lesiones tridimensionales. Este manuscrito describe la generación de lesiones arteriales para análisis cuantitativo en 3 dimensiones mediante tomografía óptica de proyección.

Generación y cuantificación de 3 dimensiones de las lesiones arteriales en ratones mediante tomografía óptica de proyección

Los modelos animales han demostrado ser herramientas muy valiosas en la definición de mecanismos de acogida y de patógenos específicos que contribuyen al desarrollo de la inflamación crónica. Aquí se describe un modelo de ratón de infección oral con el patógeno humano Porphyromonas gingivalis y metodologías detalle para evaluar la progresión de la inflamación en sitios locales y sistémicos.

Un modelo de ratón para Patógenos inducida inflamación crónica en los sitios locales y sistémicos

Describimos un protocolo para el injerto de interposición aórtica en ratones. El objetivo del protocolo es proporcionar un modelo con el que estudiar los procesos patológicos y las estrategias terapéuticas relevantes para las reacciones aloinmunes en las arterias y los cambios arteriales resultantes que contribuyen al fracaso del trasplante de órganos.

Modelo de ratón de rechazo vascular inducida por aloinmune y Arteriosclerosis Trasplante

Presentamos un modelo de aórtica trasplante ortotópico utilizando la técnica de la manga en ratones. Es un método muy rápido de la anastomosis, que puede emplearse en estudios de enfermedad vascular.

Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo

Los modelos murinos de aterosclerosis son herramientas útiles para investigar vías patógenas a nivel molecular, pero requieren una cuantificación estandarizada del desarrollo de lesiones. Este protocolo describe un método optimizado para determinar el tamaño de la lesión en los vasos arteriales principales, incluyendo la raíz aórtica, el arco aórtico y la arteria braquiocéfala.

Cuantificación de la aterosclerosis en ratones

Este artículo demuestra un enfoque quirúrgico eficiente para establecer la isquemia aguda en ratones con una pequeña incisión. Este enfoque puede ser aplicado por la mayoría de los grupos de investigación sin ninguna actualización de laboratorio.

Un modelo quirúrgico modificado de isquemia de la extremidad posterior en ApoE-/- Ratones que usan una incisión en miniatura

Demostramos la inducción química de la dilatación de grandes vasos sanguíneos en ratones como modelo para investigar la disfunción cerebrovascular, que se puede utilizar para el modelado de la demencia vascular y la enfermedad de Alzheimer. También demostramos la visualización de la vasculatura mediante la inyección de compuesto de caucho de silicona y proporcionamos una guía visual clara para medir los cambios en el tamaño de los vasos sanguíneos.

Un enfoque visual para inducir dolicoectasia en ratones para modelar la disfunción cerebrovascular mediada por grandes vasos

Se propone el método de aguja para la estenosis bilateral asimétrica de la arteria carótida común para crear un modelo de ratón para el deterioro cognitivo vascular y la demencia. Da lugar a resultados a largo plazo en comparación con los modelos establecidos anteriormente y es compatible con la resonancia magnética en vivo. La representación visual que demuestra el procedimiento proporciona orientación para dominar la cirugía.

Un modelo murino para el deterioro cognitivo vascular y la demencia basado en la estenosis bilateral asimétrica de la arteria carótida común guiada por aguja

Aquí, se presenta un protocolo para la implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida del ratón utilizando la técnica del manguito, proporcionando un modelo animal adecuado para investigar los mecanismos de regeneración del tejido vascular.

Implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida de ratón mediante la técnica del manguito

Aprende a desarrollar un modelo de arteriosclerosis de injerto en ratón mediante la disección de la aorta torácica del donante y su implantación en la aorta abdominal del receptor. Este método permite evaluar el impacto de modificaciones genéticas en la patogénesis de la enfermedad vascular.

Modelos de ratón para Arteriosclerosis Graft

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