Name: Evaluación del vaciamiento gástrico en ratones diabéticos no obesos mediante un 13 C -octanoico prueba del aliento ácido (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 24 s
Description: Aprende a medir el vaciamiento gástrico en ratones no obesos diabéticos mediante la prueba de aliento con ácido octanoico marcado con carbono-13. Este método no invasivo permite realizar mediciones repetidas para estudiar la gastroparesis.

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Esta publicación vídeo fue posible gracias al financiamiento del Instituto Nacional de Diabetes y Enfermedades Digestivas y Renales (NIDDK) para el Proyecto de Programa de Subsidios &quot;Biopatología del sistema entérico&quot; DK 68055. Christopher T. Creedon fue apoyada por el Programa de Mentores de Rochester Public Schools. Agradecemos al Sr. Gary Stoltz para la asistencia técnica, la Sra. Kristy Zodrow para asistencia secretarial y el Dr. Douglas Baer de Los Gatos Research, Inc (Mountain View, CA).

1. La formación y habituación de los Ratones <ol><li> Antes del análisis, poner todos los ratones en las cámaras de ensayo para 2-4 horas con flujo de aire constante a fin de habituar a las condiciones de prueba. Esto reduce considerablemente los niveles de estrés que podrían causar detección aberrante del vaciamiento gástrico retardado. Tratar los ratones de la misma manera como si el experimento vaciado gástrico se ejecuta. Preparar yema de huevo (véase más adelante) sin añadir el ácido octanoico y alimentar a 0,2 g para cada ratón. </li><li> Repita este proceso hasta que los ratones están suficientemente formados (típicamente de 2-3 veces). Los ratones normalmente se habitúan fácilmente siempre que las condiciones ambientales se mantienen iguales. </li></ol> Nota: no habituados ratones continúan moviéndose alrededor por alrededor de 1 hora después de la transferencia a la cámara, y defecar y orinar con frecuencia, mientras que los ratones habituados rápidamente establecerse en su nuevo entorno y descanse relajado. Note: Durante el experimento: los animales vigilar los signos de pérdida de la habituación como exceso de orina, la defecación, la falta de interés en comer el huevo. Si este es el caso de la posibilidad de volver habituar en una cámara vacía 1-2 veces antes de obtener los datos de vaciado gástrico. La consistencia es muy importante al hacer este experimento. Hacer las cosas exactamente de la misma manera cada vez que es la única manera de obtener resultados confiables y reproducibles. Esto incluye dar tratamiento (por ejemplo, insulina) cada día, al mismo tiempo, no separación de los ratones de su jaula compañeros de menos que sea absolutamente necesario, en ayunas a los ratones y de iniciar la prueba de vaciado gástrico al mismo tiempo, y el manejo de los ratones de la misma manera. 2. Preparación de la prueba de isótopos que contienen harina de <ol><li> Comenzar con el pesado de 5 g de yema de huevo en un tubo Falcon de 50 ml. Repita estos pasos cada día experimental para preparar una comida de prueba nueva. </li><li> Añadir 10 l de ácido octanoico con un concentración de 2 l / g al tubo Falcon de 50 ml que contiene el huevo y mezclar vigorosamente durante 1 min con una espátula en el tubo Falcon. </li><li> El huevo se transfiere entonces a un vaso de precipitados de vidrio y se calentó con un mechero Bunsen hasta que se coagula y su consistencia es adecuado para hacer bolas pequeñas. Esto tarda típicamente entre aproximadamente 30 sec. </li></ol> Nota: Las bolas de la yema de huevo debe pesar 0,2 g por ratón. Esto es importante para mantener la dosis acumulativa constante en todos los ratones. 3. A partir del experimento <ol><li> Una vez capacitados y listos para el vaciado gástrico, rápido a los ratones durante la noche (12 horas) en un metal &quot;malla de fondo&quot; rack ayuno para evitar la coprofagia. Asegúrese de que tengan libre acceso al agua potable. Dado que los ratones diabéticos se utilizan en el experimento actual, que no deben estar en ayunas durante más de 16 h. </li><li> Comience por la creación de las cámaras de vaciado gástrico. Utilizar cámaras limpias y las cubiertas que han sido secados al aire. También, cualquiertubos de conexión de las cámaras para el analizador o el CO 2 de suministro de aire debe ser libre de humedad, el agua puede interferir con la señal leída por el analizador </li><li> Conectar las cámaras a los tubos de entrada que proporcionan un flujo de aire constante. A continuación, conecte los tubos de salida de las cámaras a la máquina. Cerrar los tubos y conecte la corriente de aire. </li></ol> Nota: Aplicar una cantidad muy pequeña de vaselina en el extremo de las tapas de cubierta para que cerrar fácilmente y se sellan con seguridad. Este sello hermético es necesario recoger todo el dióxido de carbono producido por los ratones. 4. Procedimientos Experimentales <ol><li> Comience pesando cada ratón. El peso corporal es una medida de su buena salud continua. Luego coloca cada ratón en la cámara apropiada. Por supuesto, es importante contar con el aire que fluye a las cámaras en este momento. </li><li> Para iniciar la medición, permite a los ratones para aclimatarse a las cámaras antes de ajustarING los niveles de aire. </li><li> Una vez que los ratones parecer tranquilo, que puede tardar unos minutos, ajustar el caudal de aire en cada cámara del ratón. Esto puede ser diferente para cada ratón. Típicamente, el flujo de aire se ajusta al comienzo del experimento para asegurarse de que el CO exhalado 2 alcanza niveles detectables por cualquier equipo que se está utilizando, y para asegurarse de que el nivel se mantiene lo suficientemente bajo como para asegurar rotación aire saludable. Utilizamos iniciales niveles de CO 2 entre 1.000 y 1.500 partes por millón. </li><li> Si tiene problemas con los ajustes, compruebe si hay fugas de aire. A continuación, repita el proceso para cada una de las cámaras y ver para otra ronda de mediciones para ver si los ajustes realizados para el flujo de aire se ha corregido el nivel de CO 2. Es importante para obtener una línea base estable de lectura antes de alimentar a los ratones. Nosotros usamos una máquina con una función de calibración automática. Si este no es el caso de calibración debe ser comprobado. </li><li> Cuando esto se logra, administrar la comida huevoal primer ratón y el registro del tiempo que cada ratón recibe el alimento. </li><li> Llevamos a cabo el procedimiento durante 4 horas para obtener los valores suficientes para ajustar la curva de 13 CO 2 enriquecimiento para cada ratón. Compruebe en los ratones cada 30-60 minutos para asegurarse de que los niveles de CO 2 siguen siendo seguros para los ratones. </li><li> Preparar nuevas cajas que contienen los alimentos antes del final de la prueba de modo que los ratones pueden comenzar a comer inmediatamente después de la prueba ha terminado. </li></ol>

<ol><li>Yeung, C. K., McCurrie, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+to+investigate+the+inhibitory+effects+of+drugs+on+gastric+emptying+in+the+mouse+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">A simple method to investigate the inhibitory effects of drugs on gastric emptying in the mouse in vivo.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 45, 235-240 (2001).</li>
<li>Osinski, M. A., Seifert, T. R., Cox, B. F., Gintant, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+method+of+evaluation+of+drug-evoked+changes+in+gastric+emptying+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">An improved method of evaluation of drug-evoked changes in gastric emptying in mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 47, 115-120 (2002).</li>
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<li>Symonds, E. L., Butler, R. N., Omari, T. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+gastric+emptying+in+the+mouse+using+the+%5B13C%5D-octanoic+acid+breath+test%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Pharmacol.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of gastric emptying in the mouse using the [13C]-octanoic acid breath test.</a> Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 27, 671-675 (2000).</li>
<li>Verhulst, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+ghrelin+in+the+relationship+between+hyperphagia+and+accelerated+gastric+emptying+in+diabetic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Role of ghrelin in the relationship between hyperphagia and accelerated gastric emptying in diabetic mice.</a> Gastroenterology. 135, 1267-1276 (2008).</li>
<li>Schoonjans, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+13C-octanoic+acid+breath+test%3A+validation+of+a+new+noninvasive+method+of+measuring+gastric+emptying+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">The 13C-octanoic acid breath test: validation of a new noninvasive method of measuring gastric emptying in rats.</a> Neurogastroenterol. Motil. 14, 287-293 (2002).</li>
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<li>Camilleri, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+practice.+Diabetic+gastroparesis%5BTitle%5D)+AND+%22N.+Engl.+J.+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical practice. Diabetic gastroparesis.</a> N. Engl. J. Med. 356, 820-829 (2007).</li>
<li>Choi, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+protects+interstitial+cells+of+Cajal+from+oxidative+stress+and+reverses+diabetic+gastroparesis%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 protects interstitial cells of Cajal from oxidative stress and reverses diabetic gastroparesis.</a> Gastroenterology. 135, 2055-2064 (2008).</li>
<li>Kashyap, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+monoxide+reverses+diabetic+gastroparesis+in+NOD+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+GI%22%5BJournal%5D)">Carbon monoxide reverses diabetic gastroparesis in NOD mice.</a> Am. J. Physiol. GI. G298, G1013-G1019 (2010).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses en conflicto financieros.

La técnica descrita en este documento permite repetida y no invasiva de medición in vivo de vaciado gástrico sólido en ratones. Este sistema tiene la ventaja de que los animales no se restringen en la cámara de medición, lo que les permite moverse y girar libremente. Como se trata de un entorno desconocido, los ratones todavía necesitan ser entrenados y acostumbrados a las cámaras de prueba para prevenir los efectos del estrés sobre el vaciado gástrico. En general, se supone que los datos de vaciado gástrico so...

Este manuscrito describe los aspectos técnicos y metodológicos relacionados con la medición no invasiva del vaciamiento gástrico en ratones. Siguiendo el protocolo descrito aquí, los investigadores pueden fiable y reproducible seguir los cambios en el vaciado gástrico debido al desarrollo de la enfermedad, estudiar el impacto de los agentes farmacológicos en el vaciado gástrico y seguir la respuesta de vaciamiento gástrico para el tratamiento de las enfermedades subyacentes o defectos 6,8, 11,12. En las publicaciones anteriores, la aplicación de pruebas de aliento 13 C ácido octanoico ha demostrado ser una forma útil de medir el vaciado gástrico en humanos y animales 3,8. Este trabajo describe en detalle, los procedimientos necesarios para obtener datos fiables sobre la 8 6 a meses necesarios para un estudio longitudinal de vaciamiento gástrico en ratones con diabetes. Las ventajas de seguir este protocolo, en comparación con los métodos publicados anteriormente son que el investigador puede estar seguro de la obtaine datosd será fiable y reproducible. Además, el sistema automatizado de recogida y análisis de las muestras de gas se describe aquí aumenta el número de animales que puede ser seguido de forma simultánea en un estudio. En general, el objetivo de este trabajo es identificar los factores clave que mantienen la habituación de los ratones a la prueba y que reducir la variabilidad en los resultados obtenidos. Para la medición in vivo de vaciado gástrico, los ratones se mantienen en ayunas durante la noche y puesto en las cámaras de ensayo de plástico transparente con flujo de aire constante. Después de que los ratones se habituaron a los tubos, de referencia exhalado 13 niveles de CO 2 se determinan y se ajusta en consecuencia el flujo de aire. A continuación, se administrará una comida de prueba que consiste en la yema de huevo mezclada con 13 C-etiquetados octanoico. Debido a que los ratones se mantienen en ayunas y entrenados, por lo general, comer la comida de prueba dentro de 2 min. El administrarse ácido octanoico no se absorbe en el estómago pero se recogió en el duodeno und conseguirá metaboliza en el hígado en 13 CO 2, que se libera y exhalado, lo que resulta en un enriquecimiento de 13 CO 2 en el aire circundante. Las muestras de aire se recogen a intervalos de tiempo determinados y son analizados por el analizador de isótopo de carbono. La tasa de limitación de paso en este proceso es el vaciado gástrico y la excreción pulmonar de 13 CO 2 se corresponde directamente con el vaciado gástrico de la comida etiquetada. <img src="/files/ftp_upload/50301/50301fig1.jpg" alt="Figura 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50301/50301fig1highres.jpg"/> Figura 1. Esquema de aparato de vaciado gástrico. Después de una noche de ayuno, los ratones se colocaron en cámaras transparentes que les permitan moverse y girar libremente. Un tubo de entrada permite afluencia de aire fresco y una salida constante y conduce al analizador de isótopos para medir el C-13 a-12Relación C en el aire exhalado. La cámara también tiene un orificio central para el suministro de alimentos que contienen [13 C]-ácido octanoico.

<table border="1"><tbody><tr><td> NOMBRE </td><td> EMPRESA </td><td> N º de </td><td> COMENTARIOS </td></tr><tr><td> Una fuente de constante de suministro de aire, el flujo y la composición </td><td> central de suministro de aire en la instalación de investigación </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 130 ml cámara de muestreo que tiene aire de entrada, de salida de aire, y la apertura de la administración de alimentos Tubos de plástico para el suministro de aire </td><td> Dentro de la casa construida </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ácido octanoico </td><td> Cambridge isótopo laboratorios (Andover, MA) </td><td> CLM-293-1 </td><td></td></tr><tr><td> Para preparar la comida huevo: <ul><li> pequeño vaso de precipitados </li><li> 50 ml tubo de plástico </li><li> Mechero Bunsen </li><li> huevo </li><li> espátula </li></ul></td><td> Cualquier proveedor </td><td></td><td> Trata deser coherente con el proveedor de huevo ya que el contenido nutricional y la palatabilidad de los huevos puede afectar el vaciado gástrico y la ingestión de la comida </td></tr><tr><td> El dióxido de carbono isótopo analizador </td><td> Los Gatos Research Inc. (Mountain View, CA) </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

evaluación del vaciamiento gástrico en ratones diabéticos no obesos mediante un [<sup&gt; 13</sup&gt; c]-octanoico prueba del aliento ácido

Assessment of Gastric Emptying in Non-obese Diabetic Mice Using a [13C]-octanoic Acid Breath Test

Estudios de vaciamiento gástrico en ratones han sido limitada por la incapacidad de seguir cambios de vaciado gástrico en el mismo animal ya que las técnicas más comúnmente usadas requieren la matanza de los animales y de recuperación post mortem del 1,2 comida. Este método evita que los estudios longitudinales para determinar los cambios en el vaciado gástrico con la edad y la progresión de la enfermedad. El uso común [13 C]-octanoico prueba de aliento ácido 3 para los seres humanos ha sido modificado para su uso en ratones y ratas 4-6 y 7 que anteriormente mostró que esta prueba es fiable y sensible a los cambios en el vaciado gástrico en respuesta a los fármacos y durante progresión de la enfermedad diabética 8. En este vídeo de presentación del principio y la aplicación práctica de esta prueba modificada se explica. Al igual que en el anterior estudio, los ratones NOD LTJ se utilizan, un modelo de diabetes tipo 1 9. Una parte de estos ratones desarrollan los síntomas de la gastroparesia, una complicación de la diabetes caracterizado por un vaciado gástrico retardado sin obstrucción mecánica del estómago 10. En este trabajo se muestra cómo entrenar a los ratones para probar, cómo preparar la comida de prueba y obtener 4 hr gástricas datos vaciado y cómo analizar los datos obtenidos. El analizador de isótopo de carbono usado en el presente estudio es adecuado para el muestreo automático de las muestras de aire de hasta 12 ratones al mismo tiempo. Esta técnica permite el seguimiento longitudinal de vaciamiento gástrico de los grupos más grandes de ratones con diabetes u otras enfermedades de larga duración.

A los datos representativos, creados a partir de tres diferentes ratones se muestra en la Figura 2. El gráfico negro representa los puntos de datos de un ratón con el vaciamiento gástrico normal. Se muestra la fracción de C 13 que se recupera en el aire exhalado expresada como un porcentaje de la dosis administrada por hora expresada como una función del tiempo. La curva azul es de un ratón con un vaciado gástrico acelerado con un valor medio T de 40 min y la curva roja es de un ratón con un ...

Determinación del vaciamiento gástrico con un no-invasivo [<sup&gt; 13</sup&gt; C]-octanoico prueba de aliento de fuego para la gastroparesia seguimiento en mujeres ratones NOD LTJ.

Evaluación del vaciamiento gástrico en ratones diabéticos no obesos mediante un [<sup&gt; 13</sup&gt; C]-octanoico prueba del aliento ácido

Gastric emptying studies in mice have been limited by the inability to follow gastric emptying changes in the same animal since the most commonly used ...

El objetivo general de este procedimiento es establecer un método para la medición in vivo del vaciamiento gástrico en ratones utilizando una prueba respiratoria con ácido octanoico 13 carbonado. Los ratones y otros animales pequeños han sido, por supuesto, muy útiles para ayudarnos a comprender la fisiopatología de las enfermedades; en nuestro laboratorio estudiamos la gastroparesia, y uno de los problemas con la gastroparesia es que, para estudiar la enfermedad, necesitamos seguir el vaciamiento gástrico a lo largo del tiempo. Este ha sido un problema con las técnicas actuales, ya que estas requieren introducir una sustancia, en forma líquida o sólida, en el estómago del ratón y luego sacrificar al animal algún tiempo después para estimar cuánto ha salido del estómago.Lo que queríamos hacer era establecer una técnica no invasiva para medir el vaciamiento gástric, y lo que hicimos fue adaptar la prueba respiratoria conocida con 13 carbono de aminoácidos para poder utilizarla en ratones. Esto nos permite realizar mediciones repetidas a lo largo del tiempo y luego correlacionar lo que observamos con la histología y la fisiología. El equipo que utilizamos aquí nos permite automatizar el procedimiento, aunque por supuesto también se puede realizar manualmente.La ventaja de la automatización no solo radica en que podemos realizar muchas más mediciones de vaciamiento gástrico a lo largo del tiempo, sino también en que podemos hacerlo en múltiples ratones simultáneamente. Lo que mostraremos es un método mediante el cual podemos trabajar con hasta 12 ratones al mismo tiempo. La siguiente animación muestra el montaje de nuestro experimento de vaciamiento gástrico para la medición in vivo del vaciamiento gástrico.Los ratones se colocan en tubos de plástico transparentes con un flujo de aire constante. Después de que los ratones se habitúan a los tubos y de ajustar el flujo de aire, se les administra una comida de prueba consistente en yema de huevo mezclada con ácido octanoico marcado con 13 carbonos. Debido a que los ratones están sujetos y entrenados, generalmente consumen la comida de prueba.En menos de dos minutos, el ácido OCT NOIC administrado será absorbido en el duodeno y metabolizado en el hígado, liberado y exhalado, lo que resulta en un enriquecimiento de dióxido de carbono con 13 carbono en el aire circundante, el cual luego es medido por nuestro analizador de isótopos. Veamos con más detalle lo que ocurre en el cuerpo del ratón. Después de ingerir la comida de prueba que contiene el ácido OCT NOIC marcado con 13 carbono, esta entra en el estómago.El ácido OCT NOIC permanece intacto en el estómago. Tras el paso a través del píloro, se absorbe rápidamente en el duodeno. El compuesto marcado llega al hígado a través de la vena porta y se metaboliza en dióxido de carbono marcado con 13 carbonos.El dióxido de carbono marcado se libera en la sangre venosa y es exhalado. El paso limitante de la velocidad en todo este proceso es el vaciamiento gástrico. Esto significa que la excreción pulmonar del dióxido de carbono 13 corresponde directamente con el vaciamiento gástrico de la comida marcada.Las muestras de aire se recolectan a intervalos de tiempo determinados y se analizan mediante el analizador de isótopos de carbono. Se pueden utilizar varios analizadores de isótopos. En este estudio, elegimos usar un analizador de isótopos de carbono LGR 13 de investigación GATOS de bajo consumo.La recolección de muestras durante cuatro horas proporciona una cinética reproducible de dióxido de carbono marcado con 13 carbono, que refleja la velocidad del vaciamiento gástrico. Ajuste de curvas. El uso de regresión no lineal permite el cálculo de los tiempos de semivaciamiento.Este procedimiento es adecuado para el seguimiento de ratones con enfermedad crónica. En este estudio particular, utilizamos ratones hembra diabéticos no obesos, N-O-D-L-T-J, que son un modelo para la diabetes tipo uno humana. Antes del análisis, se permite que todos los ratones se habitúen en las cámaras de prueba para minimizar los niveles de estrés.Dado que un retraso en el vaciamiento gástrico es un indicador característico de estrés en ratones, los ratones no habituados continúan moviéndose durante aproximadamente una hora después de su traslado a la cámara, defecando y orinando. Con frecuencia, se considera que los ratones están adecuadamente habituados cuando se adaptan rápidamente a su nuevo entorno. Tras su traslado a la cámara, después de un breve período de exploración, los ratones habituados permanecen tranquilos en la cámara.En ratones habituados, los resultados de la prueba de vaciamiento gástrico deben mostrar una diferencia de menos del 10 % en la variabilidad intra-mouse. Una vez entrenados y listos para la evaluación del vaciamiento gástrico, los ratones deben ser sometidos a ayuno el día anterior al experimento. Los ratones permanecen en ayuno durante la noche en una rejilla de ayuno con fondo de malla metálica.Para prevenir la afasia, asegúrese de que tengan acceso libre al agua potable. Los ratones diabéticos no deben ayunar más de 16 horas. La consistencia es extremadamente importante durante un experimento de MCN gástrico.Factores como manipular a los ratones de la misma manera, ayunar a los ratones a la misma hora todos los días, verificar los niveles de glucosa y administrar insulina a la misma hora cada día. Para el usuario, usar la misma colonia y la misma bata de laboratorio todos los días es extremadamente importante, ya que todos estos factores alterarán los datos de MTN gástrica. Los materiales que utilizamos para la preparación de la comida de huevo son un ácido oleico de huevo, un vaso de precipitados de vidrio, un tubo tipo falcón y una espátula con extremo doblado.Comience por pesar cinco gramos de yema de huevo en un tubo cónico de 50 mililitros. A continuación, agregue 10 microlitros de ácido okin NOIC con una concentración de dos microlitros por gramo al tubo cónico que contiene el huevo y mezcle vigorosamente con la espátula dentro del tubo. Durante un minuto, luego transfiera la mezcla a un vaso de precipitados de vidrio y caliéntelo sobre un mechero Bunsen hasta que coagule y su consistencia sea adecuada.Para hacer bolitas pequeñas, esto normalmente toma alrededor de 30 segundos. Las bolitas de yema de huevo deben pesar 0,2 gramos por ratón. Es importante mantener constante la dosis acumulada en todos los ratones.Nuestro rango de recuperación aceptable de dosis acumulada es del 55 al 100 %. Comience por configurar las cámaras de vaciamiento gástrico. Utilice cámaras y tapas limpias que hayan sido secadas al aire. Asimismo, todos los tubos que conecten la cámara al analizador o al suministro de aire de dióxido de carbono deben estar libres de humedad.La humedad puede interferir con la señal roja detectada por el analizador. Conecte las cámaras a los tubos de entrada que proporcionan un flujo de aire libre de hidrocarburos. Es importante que este aire sea siempre constante porque cualquier variación en la cantidad de dióxido de carbono podría alterar el valor de la línea base.Luego conecte los tubos de salida de las cámaras a la máquina, cierre los tubos y encienda el flujo de aire. Aplique una cantidad muy pequeña de vaselina en el extremo de las tapas para que cierren y queden selladas de forma fácil y segura. Este sellado hermético es necesario para recolectar todo el dióxido de carbono producido por los ratones.Pese los ratones utilizando un sujetador pequeño para ratones para reducir los niveles de estrés. El peso corporal se determina como una medida de su buena salud continua. Luego, coloque cada ratón en la cámara adecuada.Es importante que en este momento el aire fluya hacia las cámaras. A cada ratón se le implanta un dispositivo de rastreo. Los datos sobre el peso del ratón, la glucosa en sangre y los tratamientos se registran mediante una base de datos informática que utiliza este número.Utilizamos un software que nos permite vincular automáticamente el número de identificación del ratón directamente con los datos almacenados. Por supuesto, esto también puede hacerse manualmente. Para iniciar la medición, permita que los ratones se aclimaten a las cámaras antes de ajustar los niveles de aire.Una vez que los ratones parezcan tranquilos, lo cual puede tardar unos minutos, ajuste la velocidad del flujo de aire para cada cámara de ratón. Esto puede variar para cada ratón. Normalmente, el flujo de aire se ajusta al comienzo del experimento para asegurarse de que el dióxido de carbono exhalado alcance niveles detectables por el equipo que se esté utilizando, y para garantizar que el nivel permanezca lo suficientemente bajo como para asegurar un intercambio adecuado del aire.Utilizamos niveles iniciales de dióxido de carbono entre 1000 y 1500 partes por millón; si se tienen dificultades con los ajustes, revise posibles fugas de aire. A continuación, repita el proceso para cada una de las cámaras y observe una nueva ronda de mediciones para verificar si los ajustes realizados en el flujo de aire han corregido el nivel de dióxido de carbono. Es importante obtener una lectura de referencia estable antes de alimentar a los ratones.Cuando se logre esto, suministre la comida de huevo al primer ratón y registre la hora en que cada ratón recibe su alimento. Realizamos el procedimiento durante cuatro horas para obtener suficientes valores para ajustar la curva de enriquecimiento de dióxido de carbono con 13 carbono para cada ratón. Revise los ratones cada 30 a 60 minutos para asegurarse de que los niveles de dióxido de carbono sigan siendo seguros.Para los ratones, nuestra máquina mide las concentraciones de dióxido de carbono 12, dióxido de carbono 13 y agua cada 25 segundos. Por lo tanto, se pueden analizar simultáneamente 12 ratones con un intervalo de cinco minutos entre lecturas. Si se realiza el muestreo manualmente o se utiliza otro dispositivo, asegúrese de obtener las lecturas con intervalos mínimos de cinco a diez minutos.Prepare nuevas cajas con alimento antes de que finalice la prueba para que los ratones puedan comenzar a comer inmediatamente después de que la prueba haya terminado. Este gráfico representa los puntos de datos de un ratón con vaciamiento gástrico normal. Muestra una fracción de carbono-13 recuperada en el aire espirado, expresada como un porcentaje de la dosis administrada por hora en función del tiempo.Los puntos de datos se ajustan mediante una curva con la siguiente ecuación. ¿Por qué es el porcentaje de carbono 13 recuperado en el aliento por hora y una constante de regresión B y CA? La semivida se calcula introduciendo los parámetros de esta curva en la función gamma inversa, tal como se estableció en un estudio previo en nuestro laboratorio; el tiempo normal de semivaciamiento gástrico para un ratón NOD no diabético de entre nueve y 15 semanas de edad oscila entre 62 y 131 minutos, como se representa mediante el cuadro gris.La curva azul corresponde a un ratón con una evacuación gástrica acelerada con un valor de T media de 40 minutos, y la curva roja corresponde a un ratón con una evacuación gástrica retrasada con un valor de T media de 168 minutos. En conclusión, este video demuestra cómo medir la evacuación gástrica de alimentos sólidos mediante una prueba respiratoria no invasiva. En ratones, mostramos cómo preparar a los animales para la prueba, la elaboración del alimento y la recopilación de los datos.Este método de medición del vaciamiento gástrico sólido mediante la administración de ácido octanoico marcado con 13 carbono fue previamente descrito para humanos, y nosotros adaptamos el protocolo para su uso en ratones. Este protocolo nos proporciona un método valioso para medir repetidamente el vaciamiento gástrico en el mismo ratón, lo que permite investigar el vaciamiento gástrico en el estudio de enfermedades a largo plazo. Existen varias aplicaciones futuras de este método.Por ejemplo, la prueba de diferentes fármacos para el tratamiento de la gastroparesia diabética.

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Este video presenta cómo realizar una prueba de tolerancia oral a la glucosa en un ratón de laboratorio.

Prueba de tolerancia oral a la glucosa (OGTT): medición del metabolismo de la glucosa en ratones

La medición in vivo de las contracciones del músculo liso a lo largo del tracto gastrointestinal de animales de laboratorio sigue siendo una técnica poderosa, aunque infrautilizada. Las galgas extensométricas flexibles de doble elemento no están disponibles comercialmente y requieren fabricación. Este protocolo describe la construcción de galgas extensiométricas fiables y económicas para la implantación aguda o crónica en roedores.

Fabricación e Implantación de miniatura Galgas Extensiométricas Dual-elemento de medición<em&gt; En Vivo</em&gt; Gastrointestinal contracciones en los roedores.

La cirugía bariátrica es la forma más eficiente de reducir el peso corporal y las complicaciones metabólicas mortales (diabetes, obesidad y dislipidemia) frecuentemente asociadas con la obesidad mórbida. Los modelos murinos de cirugía bariátrica representan un activo único para descifrar los mecanismos moleculares detrás de los efectos beneficiosos de estas cirugías sobre la diabetes, la hipertensión y la dislipidemia.

Técnicas de Manga Gástrica y modificación de Roux-en-Y bypass gástrico en ratones

El actual artículo describe la generación y caracterización metabólica de ratones alimentados con dieta alta en grasas como un modelo de resistencia a la insulina inducida por la dieta y la obesidad. Además cuenta con protocolos detallados para realizar la prueba de tolerancia oral a la glucosa y la prueba de tolerancia a insulina, monitoreo de todo el cuerpo alteraciones del metabolismo de la glucosa en vivo.

Estudio In Vivo del metabolismo de glucosa en ratones alimentados con dieta alta en grasas mediante prueba de tolerancia a la glucosa Oral (OGTT) y prueba de tolerancia a insulina (ITT)

La incidencia de la obesidad está aumentando y aumenta el riesgo de enfermedades pulmonares crónicas. Establecer los mecanismos subyacentes y estrategias preventivas, el animal bien definido son necesarios modelos. Presentamos tres métodos (prueba de tolerancia a la glucosa, pletismografía corporal y fijación del pulmón) para estudiar el efecto de la obesidad sobre los resultados de pulmonares en ratones.

Prueba de tolerancia a glucosa intraperitoneal, medición de función pulmonar y la fijación del pulmón para estudiar el impacto de la obesidad y metabolismo deteriorado de resultados pulmonares

El artículo actual describe un protocolo detallado para el ayuno intermitente isocalórico 2:1 para proteger y tratar contra la obesidad y el metabolismo de la glucosa deteriorado en ratones de tipo salvaje y ob/ob.

Evaluación de los efectos metabólicos del ayuno intermitente isocalórico 2:1 en ratones

Este estudio describe la medición directa de la producción hepática de glucosa en un modelo de ratón con síndrome de ovario poliquístico mediante el uso de un trazador de glucosa isotópico estable a través de la vena de la cola en estados de ayuno y ricos en glucosa en tándem.

Evaluación de la producción hepática de glucosa en un modelo de ratón con síndrome de ovario poliquístico

Este protocolo introduce dos métodos para la adquisición de imágenes en la ecografía gástrica. Además, se proporcionan consejos para interpretar esta información para ayudar en la toma de decisiones médicas.

Ecografía gástrica en el punto de atención en adultos: adquisición e interpretación de imágenes

Una batería de pruebas (IMAP) para llevar a cabo una evaluación en profundidad de la audición y las capacidades cognitivas que contribuyen a la capacidad de escucha se describe. Es rápido de administrar, con niños y sin confunde lingüística. Generación de estímulos y la gestión de protocolo son controlados a través de una plataforma de software (RSI-STAR) para asegurar procedimientos reproducibles.

Tener sentido de la escucha: la batería de pruebas IMAP

El amoníaco es un metabolito fisiológico importante relevante para diversas enfermedades y estados de bienestar. También es una molécula difícil de medir en el aliento, lo que exige que se tomen precauciones particulares para obtener resultados precisos. No se conocen todos los factores que influyen en el amoníaco, pero el progreso puede ser difícil si no se tienen en cuenta estos factores.

Rápido y preciso exhalado Amoníaco Medición

Aprende a medir el vaciamiento gástrico en ratones no obesos diabéticos mediante la prueba de aliento con ácido octanoico marcado con carbono-13. Este método no invasivo permite realizar mediciones repetidas para estudiar la gastroparesis.

Evaluación del vaciamiento gástrico en ratones diabéticos no obesos mediante un [

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