Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

El objetivo general de este procedimiento es inducir una hemorragia subaracnoidea estandarizada en ratones. Esto se logra conectando primero al animal anestesiado a dispositivos de monitoreo para supervisar las condiciones fisiológicas durante la cirugía. El segundo paso es aplicar sensores para la perfusión cerebral y la medición de la presión intracraneal como parámetros clave para la inducción de la hemorragia.

A continuación, se induce la hemorragia subaracnoidea mediante la perforación endovascular del filamento. El paso final es perfundir al animal y aislar el cerebro para visualizar la distribución de sangre extravasada. La principal ventaja de realizar esta técnica en ratones en lugar de Rex es que podemos hacer uso de animales transgénicos.

Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades porque la intubación, el monitoreo de la fisiología multimodal y la preparación de los vasos son bastante difíciles de realizar en ratones. La demostración visual de este método es fundamental ya que los pasos quirúrgicos son difíciles de aprender. Catherine Shula, una estudiante de doctorado de mi laboratorio, demostrará el procedimiento.

Tiene más de dos años de experiencia en la realización de este modelo de MAH. Para empezar, un animal anestesiado sobre una plataforma inclinada que trabaja bajo un microscopio, retrae la lengua con pinzas dobladas para localizar las cuerdas vocales. Una vez visualizado, intuble durante la inspiración con un tubo hecho de un catéter venoso de calibre 20.

A continuación, coloque el ratón en posición prona y compruebe la correcta colocación del tubo con un trozo de algodón o un micro capnógrafo si está correctamente colocado. Conecte el tubo de intubación al respirador. Ventile el ratón con aire ambiente, complementado con un 25% de oxígeno.

Conecte el tubo de intubación al micro capnógrafo. Mantener la presión parcial final espiratoria de dióxido de carbono a 30 milímetros de mercurio ajustando la frecuencia de ventilación. Después de insertar una sonda de temperatura rectal, coloque al animal en una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal A 37 grados centígrados, coloque un sensor de oxímetro de pulso anular en la pata trasera derecha.

A continuación, haga una incisión desde el ojo hasta la oreja. Retraiga la piel y diseccione el músculo temporal izquierdo del hueso temporal. Una vez expuesto, pegue una sonda de flujo de medidor láser doppler en el hueso temporal izquierdo.

Sostenga la sonda en una posición fija hasta que el pegamento se endurezca. Taladre un orificio de aproximadamente 1,5 milímetros de diámetro en el hueso temporal izquierdo mientras perfora. Enfríe el hueso con solución salina.

Para evitar el daño por calor, inserte la sonda de presión intracraneal en la cavidad craneal y empújela hacia adelante lo más dorsalmente posible para evitar el daño tisular y el sangrado. Una vez colocada correctamente la sonda, fíjala y sella con cemento y déjala secar durante cinco minutos. Cuando el cemento esté seco, gire el ratón con cuidado hasta la posición supina.

Mediante el uso de técnicas estándar, se realiza un cateterismo en la arteria femoral izquierda para una monitorización continua de la presión arterial. Una vez colocado, conecte el catéter femoral al dispositivo de control de la presión arterial. Primero, abra la piel con el par de tijeras desde el esternón hasta el mentón romo.

Diseccionar a través del tejido conectivo y empujar las glándulas salivales a un lado para exponer la arteria carótida común izquierda. Aísle el CCA del tejido circundante, teniendo cuidado de no dañar el nervio vago ubicado en la misma vaina de tejido conectivo. A continuación, exponga y aísle cuidadosamente la arteria carótida interna y la arteria carótida externa.

Una vez aislado, ligar el ECA lo más lejos posible, predispuesto dos ligaduras adicionales alrededor del ECA para su uso posterior utilizando un aplicador ocluyor, el CCA y el ICA temporalmente con micro clips. Tire suavemente de los clips hacia atrás para asegurarse de que estén colocados correctamente. Para la inducción del sangrado, utilizamos un filamento proline five zero de 12 milímetros de largo.

Corta un pequeño agujero en el ECA con unas tijeras para recipientes e inserta el filamento. Una vez que el filamento esté en su lugar, cierre el sitio de inserción usando una de las ligaduras preestablecidas. A continuación, retire los micro clips con el aplicador de micro clips para inducir el sangrado.

Avance el filamento en el ICA hasta que el ICP suba. Un aumento brusco de la PIC indica la inducción de la hemorragia, retire el filamento inmediatamente y lige el ECA cerrando ambas ligaduras preestablecidas consecutivamente. Esto evita el sangrado fuera del sitio de inserción.

Suturar la herida cutánea y monitorizar los parámetros fisiológicos del animal durante otros 20 minutos. Al final de este período, retire las sondas ICP y LDF después de la perfusión transcárdica. Extraiga el cerebro y evalúe la distribución de la sangre en el espacio subaracnoideo antes de sangrar, la ICP es de alrededor de cuatro milímetros.

La purga por mercurio provoca un aumento brusco de la PIC de hasta 120 milímetros. Los valores de ICP de mercurio se estabilizan en cinco minutos a aproximadamente 30 milímetros de mercurio. Además, la presión arterial aumenta inmediatamente después del sangrado.

Los valores representativos del medidor de flujo láser Doppler por inducción después de la inducción de la hemorragia muestran una disminución drástica en la perfusión cerebral, la reperfusión a un nivel individualmente diferente ocurre dentro de los cinco minutos posteriores a la agresión. En este ejemplo, se observa la distribución de la sangre a lo largo de las arterias que irrigan el cerebro y las fisuras cerebelosas. Tres horas después de la hemorragia, las líneas rojas indican la distribución de la sangre a lo largo de las arterias que irrigan el cerebro.

El lado ipsilateral a la hemorragia estaba cubierto con más sangre que el hemisferio contralateral observado. Esta es la curva de supervivencia después de la HSA en 49 ratones machos, C 57 BL seis. Al intentar este procedimiento, es importante monitorear las condiciones fisiológicas para asegurar una cantidad reproducible de sangrado después de su desarrollo.

Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la hemorragia subretiniana exploraran los mecanismos de la vía de la isquemia cerebral temprano después de la agresión.