Name: Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Aprende a inducir hemorragia subaracnoidea estandarizada en ratones mediante perforación endovascular del Círculo de Willis. Este modelo permite monitorizar presión intracraneal y perfusión cerebral para estudiar mecanismos patológicos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

La investigación actual está financiada por la Fundación para la Investigación Solorz-Zak.

Todos los procedimientos quirúrgicos fueron sometidos a una evaluación ética y aprobados por el Gobierno de la Alta Baviera (número de referencia: 55.2-1-54-2532.3-13-13 y -2532-136-11). Los animales son macho C57BL / 6 ratones con un peso corporal de aproximadamente 25 g. 1. Preparación de los animales <ol><li> Inducir la anestesia al poner el ratón en una cámara. Limpie la cámara con el 5% de isoflurano hasta que el animal pierda el conocimiento. </li><li> Inyectar anestésicos premezclados por vía intraperitoneal: fentanilo (0,05 mg / kg), midazolam (5 mg / kg) y medetomidina (0,5 mg / kg). Compruebe los reflejos antes y periódicamente durante el procedimiento. Reinyectar un tercio de la cantidad inicial por hora para mantener la anestesia. </li><li> Intube orotracheally con un tubo hecho de un G catéter venoso 11 20. Para la intubación fijar el animal sobre una plataforma inclinada (30 °), retraer la lengua con unas pinzas dobladas, visualizar las cuerdas vocales con un microscopio de operación e insertar el tubo en la tráqueadurante la inspiración. </li><li> Coloque el ratón en una posición boca abajo y comprobar la correcta colocación del tubo con un trozo de algodón o una microcapnograph. </li><li> Conecte el tubo de intubación al respirador. Ventilar el ratón con aire ambiente, complementado con 25% de oxígeno con una frecuencia de 180-220 respiraciones / min y un volumen de carrera de 200-250 l. </li><li> Conecte el tubo de la intubación a la microcapnograph. Mantener el final de la espiración pCO 2 a 30 mm de Hg mediante el ajuste de la frecuencia de ventilación. </li><li> Inserte una sonda de temperatura rectal y colocar el animal en una almohadilla de calefacción con el fin de mantener 37 ° C de temperatura corporal central. </li><li> Aplique el sensor pulsoxímetro anular en la pata trasera derecha. </li><li> Abra la piel sobre el cráneo con un par de tijeras. La incisión debe ser de aproximadamente 0,5 cm de largo y entre el oído y el ojo. </li><li> Diseccionar el músculo temporal izquierdo con un bisturí desde el hueso temporal. </li><li> Pegue el medidor de flujo Doppler láser (LDF) de la sonda deel hueso temporal izquierdo. Mantenga la sonda en una posición fija hasta que el pegamento se endurece. </li><li> Perforar un agujero de aproximadamente 1,5 mm de diámetro con un taladro dental en el hueso temporal izquierdo. Enfriar la médula con solución salina para evitar el daño por calor. </li><li> Inserte la sonda de ICP en la cavidad craneal. Empuje hacia delante como dorsalmente como sea posible para evitar daños en el tejido cerebral y hemorragia. </li><li> Si la sonda está en la posición correcta, corregir y sellarlo con cemento. Deje secar el cemento durante 5 min. </li><li> Ponga el ratón con cuidado a una posición supina. </li><li> Para la monitorización continua de la presión arterial, la cateterización de la arteria femoral izquierda. </li><li> Conectar el catéter femoral para el dispositivo de control de presión de la sangre. </li></ol> 2. SAH Inducción <ol><li> Abra la piel con unas tijeras desde el esternón hasta la barbilla (2 cm). Diseccionar el tejido conectivo sin rodeos y empuje las glándulas salivales a un lado. </li><li> Exponer la arteria carótida común izquierda (CCA) y movilizarla. Preservar ladel nervio vago, que se ejecuta en la misma vaina de tejido conjuntivo como el CCA. Mueva craneal y exponer y movilizar a la ACI y la ECA con la misma técnica. </li><li> Ligar el ECA en la medida de lo posible craneal. </li><li> Prefijo dos ligaduras más para el filamento de la vuelta de la ECA. </li><li> Ocluir la CCA y el ICA temporalmente con microclips. Coloque los microclips con un aplicador microclip. Asegúrese de que los clips se aplican correctamente tirando suavemente hacia atrás. </li><li> Corte un agujero para la inserción de filamentos en el ECA con una tijera de los vasos. </li><li> Inserte un filamento Prolene 5-0 con 12 mm de longitud en la LCE. </li><li> Cierre el sitio de inserción con una ligadura preestablecido. </li><li> Retire los microclips con un aplicador microclip del CCA y el ICA. </li><li> Haga avanzar el filamento con una pinza en la ICA hasta que el ICP se eleva. Un aumento repentino de la ICP indica la inducción de sangrado. </li><li> Retirar el filamento de inmediato y ligar la ECA mediante el cierre de los dos prligaduras earranged consecutivamente. Esto evita el sangrado fuera del sitio de inserción. </li><li> La sutura de la piel herida. </li><li> Monitorear los parámetros fisiológicos de los animales durante otros 20 minutos. </li><li> Retire la PIC y sondas LDF y suturar la piel herida. </li></ol> 3. Fin del Experimento <ol><li> Perfundir el animal transcardialmente con 20 ml de solución salina (temperatura ambiente) seguido de 20 ml de PFA al 4% en PBS (4 ° C). </li><li> Diseccionar el cerebro fuera del cráneo. Cortar el cráneo en la línea media y entre las cavidades orbitales. A continuación, pelar el hueso desde el cerebro. </li><li> Evaluar la distribución de la sangre en el espacio subaracnoideo. </li></ol> 4. Consideraciones en el caso de la cirugía de la supervivencia (no se muestra en el video) <ol><li> Inyectar Carprofeno (4 mg / kg por vía subcutánea) para la analgesia postoperatoria directamente después de la inducción de la anestesia. Durante el periodo de observación post-operatorio carprofeno (4 mg / kg por vía subcutánea) se inyecta cada 24 horas. </li&gt; <li> En lugar de medir la presión arterial invasiva hacen uso de un sistema de monitoreo de la presión arterial no invasiva. </li><li> Para la terminación de la inyección de anestesia agentes antagonizar por vía subcutánea: naloxona (1,2 mg / kg), flumazenilo (0,5 mg / kg) y atipamezol (2,5 mg / kg). </li><li> Retirar la intubación del animal. </li><li> Después de recuperar de los reflejos poner al animal en una cámara de precalentado. Mantenga al animal en aproximadamente 32 ° C durante 24 horas. </li><li> Los animales son controlados regularmente por la respiración espontánea y su estado general durante las primeras horas después de la cirugía. Si el tronco cerebral se ve afectada animales presentan problemas de respiración y deben ser sacrificados. </li><li> Los animales se comprobaron diariamente para su estado general y el peso corporal, así como para los déficit neurológicos y sensoriales 15. </li></ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
<li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
<li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm%3A+methodological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li>
<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

Los autores tienen nada que revelar.

Las opciones de tratamiento después de la HSA son escasos y en su mayoría ineficaces. Por lo tanto la fisiopatología del daño cerebral post-hemorrágica necesita ser entendido más con el fin de identificar nuevas dianas terapéuticas y desarrollar nuevos enfoques terapéuticos. Estandarizados y modelos animales bien reproducibles en animales modificados genéticamente, es decir, ratones, son cruciales para tales investigaciones. El modelo de CWP se ha convertido en un modelo ampliamente utilizado para HSA ya que se...

SAH es el subtipo tiempos con el resultado menos beneficioso para los pacientes: el 40% de los pacientes mueren dentro de un mes después de que el sangrado 1 y sobrevivientes raramente tienen un desenlace clínico favorable. La gran mayoría del SAHS espontáneos (80%) son causados ​​por la ruptura de aneurismas intracraneales, que se encuentran principalmente a lo largo de la anterior y la arteria comunicante posterior, la arteria basilar, y la arteria cerebral media (ACM) 2. Tales aneurismas son difíciles de modelar en los animales y por lo tanto los modelos animales de la HSA se llevan a cabo ya sea por inyección de sangre en el espacio / ventrículos cerebrales subaracnoidea o por perforación endovascular de un recipiente subaracnoidea. Inyección de sangre autóloga en la cisterna magna es fácil de realizar y reproducible como el volumen de la sangre puede ser controlado directamente 3. Desgraciadamente, algunos aspectos de la fisiopatología HSA, por ejemplo, ellesión de los vasos, no puede ser modelado por este procedimiento. Otro enfoque técnico para la inducción de la HSA es la apertura de una vena intracisternal 4. Sin embargo, la CWP intraluminal en la sucursal de la CRM parece ser el procedimiento que los modelos de la fisiopatología de los seres humanos más estrechamente 5. El método fue desarrollado y descrito primero en ratas por Bederson y colegas y al mismo tiempo por Veelken y colegas 6,7. Más tarde, el modelo de perforación intraluminal se adaptó a ratones 8,9. Un filamento se inserta en la arteria carótida externa (ACE) y avanzó a la base del cráneo a través de la arteria carótida interna (ACI). En el punto de la MCA ramificación filamento perfora el recipiente e induce una hemorragia en el espacio subaracnoideo en la base del cráneo. Luego, la sangre se distribuye en el espacio subaracnoideo restante a lo largo de las fisuras y los vasos sanguíneos. El sangrado se detiene por la formación del coágulo en el sitio de la perforación, pero rebleedings, WHich suelen ser perjudiciales en pacientes 10, pueden ocurrir. Por consiguiente, el modelo de filamento endovascular se convirtió en un modelo de HSA ampliamente utilizado durante los últimos años. La desventaja del modelo de perforación filamento más frecuentemente mencionado es que el volumen de sangrado no se puede controlar directamente y por lo tanto puede ser variable. Esta variabilidad puede ser reducida significativamente por un control estricto de la fisiología animal y la PIC posthemorrágica. Los ratones tienen la gran ventaja de que un gran número de cepas modificadas genéticamente están disponibles. Sin embargo, debido a su pequeño tamaño de los procedimientos quirúrgicos tienden a ser más complejo que en especies más grandes, por ejemplo, ratas o conejos. Por lo tanto la reducción de escala de las técnicas desarrolladas para las ratas a los ratones a menudo no da lugar a los resultados deseados, por ejemplo, como los ratones tienen un peso corporal y el volumen de sangre muy limitadas técnicas no invasivas para la presión arterial y análisis de gases en sangre, así como para la saturación de la hemoglobina y la monitorización de la frecuencia cardíacadeberá aplicarse siempre que sea posible. Por consiguiente, el objetivo de la publicación actual es para describir el modelo de perforación filamento para HSA en ratones y para demostrar cómo este modelo se puede realizar de una manera estandarizada y altamente reproducible.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>operation microscopio</td><td>Vaporizador</td> de isoflurano Leica <td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Vaporizador</td><td></td>de flujo continuo <td>de Harvard Instruments</td></tr><tr><td>respirador</td><td>Hugo Sachs</td><td>Microcapnógrafo Minivent 845</td><td></td></tr><tr><td>Hugo</td><td>Sachs Controlador de</td><td>temperatura Tipo 340</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Controlador</td> de <td>temperatura FHC DC taladro</td><td></td></tr><tr><td>dental</td><td>Paggen</td><td>Labset- N</td><td></td></tr><tr><td>monitor ICP</td><td>Codman</td><td>Monitor</td><td></td>ICP</tr><tr><td>monitor de presión arterial</td><td>AD Instruments</td><td>Bridge Amp FE221</td><td></td></tr><tr><td>bomba de jeringa</td> World <td>Precision Instruments</td><td></td> pulsoxímetro SP101IZ <td></td></tr><tr><td></td><td>Kent</td><td>Scientific MouseSTAT</td><td></td></tr> Monitor de datos <tr><td>analógico LDF</td><td>Perimed</td><td>Periflux 5000</td><td></td></tr><tr><td></td><td>AD Instruments</td><td>Power Lab 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Material</cemento fuerte></td></tr> <tr><td>para la fijación de sondas ICP</td> Pegamento de <td>cemento</td><td></td>carboxilato <td>Speiko</td></tr><tr><td>para la fijación de sondas LDF</td><td>Pegamento de cianoacrilato Bob Smith Industries (Maxi Cure e Insta Set)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>catéter venoso</td><td>Johnson Johnson</td><td>Jelco alado por vía intravenosa; Tubo</td> de <td>intubación modificado</td>REF 4076</tr><tr><td>para catéter femoral</td> Tubo de polietileno de diámetro fino de <td>Smiths Medical</td><td>; ID 0,28 mm, OD 0,61 mm; REF 800/100/100</td><td>filamento cortado a 30 cm</td></tr><tr><td>de longitud para la perforación de vasos</td><td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>cortado a 12 mm de longitud</td></tr><tr>equipo<td>quirúrgico</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>pinza médica #5, tijera para vasos de 8 cm, mandíbula</td><td></td> microclip de 4 mm</tr></tbody></table>

un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

En esta publicación de vídeo se presenta un modelo estandarizado de ratón de la hemorragia subaracnoidea (HSA). El sangrado es inducida por el Círculo endovascular de perforación Willis (CWP) y probado por (ICP) de control de presión intracraneal. De este modo se consigue una distribución homogénea en la sangre espacios subaracnoideos que rodean la circulación arterial y fisuras del cerebelo. Fisiología animal es mantenido por la intubación, ventilación mecánica y monitorización continua en línea de diversos parámetros fisiológicos y cardiovasculares: la temperatura corporal, la presión arterial sistémica, la frecuencia cardíaca y saturación de la hemoglobina. De este modo la presión de perfusión cerebral se puede monitorizar bien que resulta en un volumen de menos variable de sangre extravasada. Esto permite una mejor estandarización de perforación filamento endovascular en ratones y hace que todo el modelo altamente reproducible. Por lo tanto, es fácilmente disponible para estudios farmacológicos y fisiopatológicos en tipo salvaje y genéticaLY alterado ratones.

Mortalidad Una vez que la técnica de cirugía que se domina el procedimiento no provoca ninguna mortalidad intraoperatoria. También sangrado se puede lograr en casi todos los animales. La mortalidad postoperatoria es del 30-40%, con la mayoría de los animales mueren en el día 1 después de la cirugía (Figura 5). ICP valora después de la HSA El ICP antes del sangrado es de alrededor de 4 mmHg. Sangrado resultado en un fuerte a...

Un modelo de ratón estándar de la hemorragia subaracnoidea por el Círculo de Willis intraluminal perforación se describe. Perforación de vasos y hemorragia subaracnoidea son monitoreados por el monitoreo de la presión intracraneal. Además diversos parámetros vitales se registran y se controlan para mantener las condiciones fisiológicas.

Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

El objetivo general de este procedimiento es inducir una hemorragia subaracnoidea estandarizada en ratones. Esto se logra conectando primero al animal anestesiado a dispositivos de monitoreo para supervisar las condiciones fisiológicas durante la cirugía. El segundo paso es aplicar sensores para la perfusión cerebral y la medición de la presión intracraneal como parámetros clave para la inducción de la hemorragia.A continuación, se induce la hemorragia subaracnoidea mediante la perforación endovascular del filamento. El paso final es perfundir al animal y aislar el cerebro para visualizar la distribución de sangre extravasada. La principal ventaja de realizar esta técnica en ratones en lugar de Rex es que podemos hacer uso de animales transgénicos.Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades porque la intubación, el monitoreo de la fisiología multimodal y la preparación de los vasos son bastante difíciles de realizar en ratones. La demostración visual de este método es fundamental ya que los pasos quirúrgicos son difíciles de aprender. Catherine Shula, una estudiante de doctorado de mi laboratorio, demostrará el procedimiento.Tiene más de dos años de experiencia en la realización de este modelo de MAH. Para empezar, un animal anestesiado sobre una plataforma inclinada que trabaja bajo un microscopio, retrae la lengua con pinzas dobladas para localizar las cuerdas vocales. Una vez visualizado, intuble durante la inspiración con un tubo hecho de un catéter venoso de calibre 20.A continuación, coloque el ratón en posición prona y compruebe la correcta colocación del tubo con un trozo de algodón o un micro capnógrafo si está correctamente colocado. Conecte el tubo de intubación al respirador. Ventile el ratón con aire ambiente, complementado con un 25% de oxígeno.Conecte el tubo de intubación al micro capnógrafo. Mantener la presión parcial final espiratoria de dióxido de carbono a 30 milímetros de mercurio ajustando la frecuencia de ventilación. Después de insertar una sonda de temperatura rectal, coloque al animal en una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal A 37 grados centígrados, coloque un sensor de oxímetro de pulso anular en la pata trasera derecha.A continuación, haga una incisión desde el ojo hasta la oreja. Retraiga la piel y diseccione el músculo temporal izquierdo del hueso temporal. Una vez expuesto, pegue una sonda de flujo de medidor láser doppler en el hueso temporal izquierdo.Sostenga la sonda en una posición fija hasta que el pegamento se endurezca. Taladre un orificio de aproximadamente 1,5 milímetros de diámetro en el hueso temporal izquierdo mientras perfora. Enfríe el hueso con solución salina.Para evitar el daño por calor, inserte la sonda de presión intracraneal en la cavidad craneal y empújela hacia adelante lo más dorsalmente posible para evitar el daño tisular y el sangrado. Una vez colocada correctamente la sonda, fíjala y sella con cemento y déjala secar durante cinco minutos. Cuando el cemento esté seco, gire el ratón con cuidado hasta la posición supina.Mediante el uso de técnicas estándar, se realiza un cateterismo en la arteria femoral izquierda para una monitorización continua de la presión arterial. Una vez colocado, conecte el catéter femoral al dispositivo de control de la presión arterial. Primero, abra la piel con el par de tijeras desde el esternón hasta el mentón romo.Diseccionar a través del tejido conectivo y empujar las glándulas salivales a un lado para exponer la arteria carótida común izquierda. Aísle el CCA del tejido circundante, teniendo cuidado de no dañar el nervio vago ubicado en la misma vaina de tejido conectivo. A continuación, exponga y aísle cuidadosamente la arteria carótida interna y la arteria carótida externa.Una vez aislado, ligar el ECA lo más lejos posible, predispuesto dos ligaduras adicionales alrededor del ECA para su uso posterior utilizando un aplicador ocluyor, el CCA y el ICA temporalmente con micro clips. Tire suavemente de los clips hacia atrás para asegurarse de que estén colocados correctamente. Para la inducción del sangrado, utilizamos un filamento proline five zero de 12 milímetros de largo.Corta un pequeño agujero en el ECA con unas tijeras para recipientes e inserta el filamento. Una vez que el filamento esté en su lugar, cierre el sitio de inserción usando una de las ligaduras preestablecidas. A continuación, retire los micro clips con el aplicador de micro clips para inducir el sangrado.Avance el filamento en el ICA hasta que el ICP suba. Un aumento brusco de la PIC indica la inducción de la hemorragia, retire el filamento inmediatamente y lige el ECA cerrando ambas ligaduras preestablecidas consecutivamente. Esto evita el sangrado fuera del sitio de inserción.Suturar la herida cutánea y monitorizar los parámetros fisiológicos del animal durante otros 20 minutos. Al final de este período, retire las sondas ICP y LDF después de la perfusión transcárdica. Extraiga el cerebro y evalúe la distribución de la sangre en el espacio subaracnoideo antes de sangrar, la ICP es de alrededor de cuatro milímetros.La purga por mercurio provoca un aumento brusco de la PIC de hasta 120 milímetros. Los valores de ICP de mercurio se estabilizan en cinco minutos a aproximadamente 30 milímetros de mercurio. Además, la presión arterial aumenta inmediatamente después del sangrado.Los valores representativos del medidor de flujo láser Doppler por inducción después de la inducción de la hemorragia muestran una disminución drástica en la perfusión cerebral, la reperfusión a un nivel individualmente diferente ocurre dentro de los cinco minutos posteriores a la agresión. En este ejemplo, se observa la distribución de la sangre a lo largo de las arterias que irrigan el cerebro y las fisuras cerebelosas. Tres horas después de la hemorragia, las líneas rojas indican la distribución de la sangre a lo largo de las arterias que irrigan el cerebro.El lado ipsilateral a la hemorragia estaba cubierto con más sangre que el hemisferio contralateral observado. Esta es la curva de supervivencia después de la HSA en 49 ratones machos, C 57 BL seis. Al intentar este procedimiento, es importante monitorear las condiciones fisiológicas para asegurar una cantidad reproducible de sangrado después de su desarrollo.Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la hemorragia subretiniana exploraran los mecanismos de la vía de la isquemia cerebral temprano después de la agresión.

a-murine-model-of-subarachnoid-hemorrhage

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Hemorragia subaracnoidea aneurismática (HSA) es la hemorragia que se produce en el espacio subaracnoideo cuando un aneurisma se rompe. Mientras que la morbilidad y la mortalidad por este evento ha estado en un declive debido a la mejora de los métodos de tratamiento, el riesgo de vasoespasmo después de la hemorragia subaracnoidea continúa siendo el mismo que era hace unos años. La importancia de establecer un modelo animal completo y reproducible para identificar sucesos iniciadores de...

Una baja mortalidad modelo de rata para evaluar vasoespasmo cerebral retardado tras la hemorragia subaracnoidea experimental

El video muestra la inducción de hemorragia subaracnoidea a través de la perforación endovascular en un modelo de ratón. Se realiza una incisión en la región del cuello del ratón anestesiado para acceder a la arteria carótida común y su bifurcación. Se inserta un filamento a través de las arterias para perforar una rama de la arteria intracraneal, induciendo una hemorragia subaracnoidea.

Inducción de una hemorragia subaracnoidea en un modelo de ratón mediante perforación endovascular

Este video muestra el procedimiento para establecer un modelo de rata con hemorragia subaracnoidea. A una rata anestesiada se le implantan sondas para medir la presión intracraneal y el flujo sanguíneo cerebral. Se identifica el sitio objetivo y se inserta la aguja en una posición prequiasmática. A continuación, se inyecta sangre autóloga en el espacio subaracnoideo, aumentando la presión intracraneal y disminuyendo el flujo sanguíneo cerebral, estableciendo el modelo.

Establecimiento de un modelo de rata con hemorragia subaracnoidea inducida por inyección de sangre autóloga

El modelo experimental de hemorragia subaracnoidea (HSA) con derivación de sangre intracraneal controlada por presión en el conejo combina los procedimientos estándar: canulación de la arteria subclavia y punción transcutánea de cisterna magna, lo que permite imitar de cerca las condiciones fisiopatológicas humanas después de la HSA. Presentamos instrucciones paso a paso y discutimos los puntos quirúrgicos clave para la creación exitosa de SAH experimental.

El Conejo Modelo Blood-shunt para el Estudio de la aguda y secuelas tardías de Hemorragia subaracnoidea: Aspectos Técnicos

El objetivo de este artículo es presentar un método que permite una reconstrucción 3 dimensional del árbol cerebrovascular en ratones después micro tomografía computada y determinación de volúmenes de segmentos de todo buque que pueden utilizarse para cuantificar el vasoespasmo cerebral en modelos murinos de hemorragia subaracnoidea.

Un método volumétrico para la cuantificación de vasoespasmo Cerebral en un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

Describimos en este protocolo un modelo estandarizado de hemorragia subaracnoidea (SAH) mediante una doble inyección de sangre entera autóloga en la cisterna magna. El alto grado de estandarización del procedimiento de doble inyección representa un modelo de media a aguda de SAH con relativa seguridad con respecto a la mortalidad.

Doble inyección directa de sangre en la Cisterna Magna como modelo de hemorragia subaracnoidea

La hemorragia subaracnoidea sigue conllevando una alta carga de mortalidad y morbilidad en el hombre. Para facilitar la investigación adicional sobre la condición y su fisiopatología, se presenta un modelo pre-quiasmático de inyección única.

Inyección única prequiasmática de sangre autóloga para inducir hemorragia subaracnoidea experimental en un modelo de rata

Aquí presentamos un modelo estandarizado de ratón SAH, inducido por perforación de filamento endovascular, combinado con imágenes de resonancia magnética (MRI) 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y excluir otras patologías intracraneales relevantes.

Modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (IRM)

Un modelo murino de cicatrización de heridas cutáneas que se puede utilizar para evaluar los compuestos terapéuticos en los entornos fisiológicos y fisiopatológicos.

Modelo murino de Curación de Heridas

Modificaciones histológicas y bioquímicas después de aneurisma endoprótesis exclusión aún no están claros. Se describe un nuevo modelo de implantación de endoprótesis en un aneurisma murino. A través del análisis de trombos con y sin circulación de interfaz de flujo de sangre persistente, y la nueva evaluación de biomateriales endovascular, este modelo nos ayudará a entender mejor la exclusión endovascular del aneurisma patobiología.

Un modelo murino Nueva endovascular de aneurismas aórticos

Aprende a inducir hemorragia subaracnoidea estandarizada en ratones mediante perforación endovascular del Círculo de Willis. Este modelo permite monitorizar presión intracraneal y perfusión cerebral para estudiar mecanismos patológicos.

Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

Explorar más videos