Name: Guiada por imagen de ultrasonido de inyección intracardiaca de desarrollar un modelo de ratón de cáncer de mama metástasis cerebrales Seguido por Longitudinal MRI (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-03-06T13:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 36 s
Description: Aprende a establecer un modelo de metástasis cerebral de cáncer de mama en ratón mediante inyección intracardiaca guiada por ultrasonido. El seguimiento longitudinal con MRI de alta resolución permite monitorizar la progresión tumoral de forma no invasiva.

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Agradecemos a los Dres. Diane Palmieri y Patricia Steeg del NCI para que nos proporciona las células MDA-MB231Br. Agradecemos al Dr. Ralph Mason, el Sr. Jason Reneau y la Sra. Ramona Lopes para el apoyo técnico y colegial. Este trabajo fue apoyado en parte por el IDEA DOD Premios W81XWH-08-1-0.583 y W81XWH-12-1-0.317. Experimentos de resonancia magnética se realizaron en el Centro de Investigación de Imagen Avanzados, un centro de NIH BTRP # P41-RR02584, y la inyección intracardiaca guiada por ecografía se realizó con VisualSonics Vevo 770 bajo 1S10RR02564801.

Todos los animales procedimientos fueron aprobados por el Comité de la Universidad de Texas Southwestern Medical Center Institucional Cuidado de Animales y el uso. 1. Preparación de las células MDA-MB231/Br-GFP <ol><li> Recuperar y cultivar las células MDA-MB231/Br-GFP (amablemente proporcionados por los Dres. Palmieri y Steeg, NCI) en medio DMEM que contiene 10% de SFB, 1% de glutamina y 1% de penicilina / estreptomicina. </li><li> Observar la condición de las células y de color del medio, y reemplazar el medio cada 2-3 días. </li><li> Tripsinizar y recoger las células cuando se alcanza el 80% de confluencia como se indica en los pasos 1.3.1-1.3.5: <ol><li> Retire el medio viejo por completo y añadir 5 ml de PBS (1x) para lavar las células suavemente. Retire el PBS del plato. </li><li> Añadir 1,5 ml de tripsina en el plato; inclinar el plato suavemente para asegurar que todas las células están cubiertas por la tripsina. Coloque el plato de nuevo a la incubadora de células y la mantendrá a 37 ° C durante 1 min. </li><li> Sacar la fuente de la incubadora y observarlas células bajo microscopio óptico para asegurar las células desprenden de la placa. </li><li> Añadir 3 ml de medio para detener el efecto de la tripsina. Recoger la mezcla de células en un tubo de centrífuga. Centrifugar la mezcla a 2000 rpm durante 5 min. </li><li> Retire el medio con cuidado y volver a suspender las células en 5 ml de medio libre de suero hasta que sea homogénea. </li></ol></li><li> Contar el número apropiado de células y resuspender en medio DMEM libre de suero con una concentración final de 1,75 x 10 5 células en 100 l de volumen. <ol><li> Tomar 50 l mezcla de células y añadir 50 l de azul de tripano. Después de mezclar, se toma 10 l mezcla y con cuidado añadir a la diapositiva recuento celular. Utilice varias muestras para asegurar el número de células estimación precisa. </li><li> Pegue en la diapositiva recuento celular, uno de los extremos a la vez y el contador de células empieza a contar automáticamente. Tome promedio de todos los resultados del recuento y calcular el número total de células. </li><li> Centrifugar las células de nuevo y resuspender enel volumen apropiado de medio libre de suero para dar lugar a la concentración final de 1,75 x 10 5 células/100 l de volumen. </li></ol></li><li> Coloque las células en hielo antes de la inyección intracardiaca. </li></ol> 2. Guiada por imagen de ultrasonido de inyección intracardiaca <ol><li> Utilice ratones desnudos hembra (BALB / c nu / nu) entre 6-8 semanas de edad. </li><li> Entrar en el sistema de imágenes. Inicialice el transductor 704 (40 MHz). </li><li> Iniciar un nuevo estudio y complete la información. </li><li> Anestesie (3% isoflurane/100% O 2 en una cámara de inducción) y mantener los animales con isoflurano (2%) en el 100% de O 2 (1 dm 3 / min) durante todo el procedimiento a través de un cono de la nariz. La anestesia se confirma cuando se observa ningún reflejo de retirada con pizca dedo del pie. </li><li> Ajuste la temperatura de la tabla de imagen a 37 ° C. Pegue el ratón anestesiado en la mesa de formación de imágenes se calienta en posición supina. </li><li> Mantener el gel de ultrasonido a 37 ° C antes de imenvejecimiento. Aplique el gel en el pecho del ratón. </li><li> Monte el transductor en el soporte. Baje el transductor hasta que se alcanza la profundidad de imagen deseada. Mueva la etapa hasta el ventrículo izquierdo se identifica con la aorta ascendente como punto de referencia (Figura 1 A). Bloquee la etapa en la que se visualiza una vista clara del ventrículo izquierdo. </li><li> Dibujar 100 l de mezcla de células en una jeringuilla de 1 ml con una aguja de calibre 22. Colocar y fijar la jeringa en el montaje de jeringa. </li><li> Mueva la jeringa hacia adelante hacia el pecho del ratón y mover con cuidado de lado a lado hasta que la punta de la aguja está en el campo de la imagen de la vista (antes de entrar en el ratón). </li><li> Ajuste la altura de la aguja y el ángulo para apuntar hacia abajo el ventrículo izquierdo. </li><li> Penetrar la aguja de la jeringa en el espacio intercostal con prontitud a través de capas de piel y músculo en el ventrículo izquierdo, bajo la guía de la ecografía. Una indicación de la inserción con éxito de la aguja en el ventrículo izquierdoCLE es el reflujo de la sangre arterial fresca (de color rosa en contraste con la sangre venosa de color rojo oscuro) en la jeringa </li><li> Inyectar la mezcla de células lentamente (Figura 1B). </li><li> Al terminar, retire la aguja, levante el transductor, limpiar el gel de ultrasonido con una gasa humedecida y retire la cinta. </li><li> Prepare una jaula limpia con una almohadilla precalentado. </li><li> Colocar el animal en el teclado y observe al animal hasta la recuperación completa. </li><li> Monitorear el comportamiento del animal cada 24 horas durante dos días. </li><li> Condiciones generales y signos neurológicos de complicaciones en ratones experimentales se monitorean rutinariamente. </li></ol> 3. MRI Seguimiento del desarrollo del tumor intracraneal <ol><li> Utilice un Tesla imán 9.4 para supervisar el desarrollo de las metástasis cerebrales intracraneales. </li><li> Iniciar MRI dos semanas después de la implantación del tumor y repetir una vez por semana durante un máximo de tres semanas. </li><li> Sedar a los animales con un 3% isoflurano y mantenerlos bajo genanestesia ral (1,5% de isoflurano). </li><li> Controlar y mantener la temperatura corporal del animal y la respiración constante durante todo el experimento. </li><li> Alta resolución multicorte (14 cortes con 1 mm de espesor, sin espacio) T 1 - y en T2 imágenes coronales, que abarca la región del lóbulo frontal en la fosa posterior, se adquieren con los siguientes parámetros: T imágenes potenciadas en 1: girar eco rebanada múltiple (SEMS), TR / TE = 400 msec/20 ms, matriz: 256 x 256, FOV 20 x 20 mm, de resolución del plano: 78 x 78 m 2. T imágenes ponderadas 2: giro rápido eco de slice múltiple (FSEMS) secuencias, TR / TE = 2500 msec/48 ms, 8 trenes de eco, matriz: 256 x 256, FOV 20 x 20 mm, de resolución del plano: 78 x 78 micras 28,9. Lesiones tumorales aparecen más brillantes que los tejidos cerebrales normales en las imágenes potenciadas T-2. </li><li> El tamaño del tumor se determina en T-2 imágenes ponderadas por esbozar manualmente el accesporción de la masa cing en cada imagen mediante el uso de programas de MATLAB escritas por nosotros 8. Habida cuenta de la mayor parte del tumor diámetros son menores que el espesor de corte (1 mm), el tamaño tumoral se presenta como en la zona de avión y no el volumen. </li></ol> 4. H &amp; E tinción Confirmando las metástasis <ol><li> Sacrificar los ratones inmediatamente después de escanear el último MR, diseccionar los cerebros con tumores e incrustarlo en el medio de octubre y congelado en -80 ° C. </li><li> Sección de una serie de 10 micras de espesor cerebro coronal especímenes con criostato. </li><li> Realizar tinción H &amp; E en las secciones del cerebro. </li></ol>

<ol><li>Schouten, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence+of+brain+metastases+in+a+cohort+of+patients+with+carcinoma+of+the+breast%2C+colon%2C+kidney%2C+and+lung+and+melanoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Incidence of brain metastases in a cohort of patients with carcinoma of the breast, colon, kidney, and lung and melanoma.</a> Cancer. 94, 2698-2705 (2002).</li>
<li>Lin, N. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS+metastases+in+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">CNS metastases in breast cancer.</a> J. Clin. Oncol. 22, 3608-3617 (2004).</li>
<li>Eichler, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biology+of+brain+metastases-translation+to+new+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Clin.+Oncol%22%5BJournal%5D)">The biology of brain metastases-translation to new therapies.</a> Nat. Rev. Clin. Oncol. , (2011).</li>
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<li>Zhang, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+permeability+of+the+blood-brain+barrier+in+experimental+brain+metastases+produced+by+human+neoplasms+implanted+into+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Differential permeability of the blood-brain barrier in experimental brain metastases produced by human neoplasms implanted into nude mice.</a> Am. J. Pathol. 141, 1115-1124 (1992).</li>
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<li>Gril, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pazopanib+reveals+a+role+for+tumor+cell+B-Raf+in+the+prevention+of+HER2%2B+breast+cancer+brain+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Pazopanib reveals a role for tumor cell B-Raf in the prevention of HER2+ breast cancer brain metastasis.</a> Clin. Cancer Res. 17, 142-153 (2010).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

En el presente estudio, hemos demostrado que el ultrasonido de inyección ventricular izquierda guiada por imagen garantiza la precisión de modo que se observó cada animal en este estudio desarrollado metástasis cerebrales y no la muerte del animal. La belleza de la inyección guiada por imagen es que el camino de la penetración de la aguja de la piel y, finalmente, en el ventrículo izquierdo puede ser controlada y ajustada debajo de la imagen, que es distinto del procedimiento manual que requiere estrictos puntos de refe...

Metástasis cerebral es la neoplasia maligna intracraneal más común en los adultos. El pronóstico es muy malo, con una supervivencia media de 4-6 meses, incluso con tratamiento agresivo. El cáncer de mama es una de las tres principales cánceres primarios con una elevada morbilidad de metástasis cerebral 1-3. Varias líneas de cáncer de mama cerebro-trópicos son capaces de desarrollar metástasis cerebrales después intracardiaca o inyección intracarotídea 4. La inyección directa de las células tumorales en el ventrículo izquierdo puede pasar por alto el lecho capilar pulmonar y por lo tanto aumentar la incidencia de la formación de metástasis cerebrales y reducir al mínimo las metástasis viscerales. La línea MDA-MB231Br es una de las líneas humanas de cáncer de mama más utilizados para el desarrollo de metástasis cerebral en modelos de roedores 5,6. Al igual que muchos otros estudios 4,7, hemos llevado a cabo un procedimiento manual de la inyección intracardiaca en nuestros estudios anteriores. Sin embargo, la tasa de éxito sólo 50% se obtuvo con el manual deinyección y una fracción de los ratones murieron a causa de los procedimientos invasivos repetidos si los ensayos anteriores fracasaron. Aquí, estamos introduciendo el uso de un procedimiento de imagen guiada para asegurar la inyección de células de cáncer de mama en busca del cerebro hacia el ventrículo izquierdo de los ratones atímicos. Longitudinal alta resolución MRI se aplica a seguir el desarrollo de las metástasis cerebrales intracraneales.

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>HyClone</td><td>SH30022.01</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Tripsina</td><td>Mediatech</td><td>25-051-C1</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Contador de células automático</td><td>BioRad</td><td>TC10</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Baxter International Inc.</td><td>1001936060</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Sistema de imágenes de alta resolución VisualSonics Vevo 770&nbsp;</td><td>Visual Sonics Inc.</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Imán de diámetro horizontal de 9,4 T con un sistema Varian INOVA Unity&nbsp;</td><td>Agilent</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Compuesto O.C.T.</td><td>Sakura Finetek USA</td><td>4583</td><td>&nbsp;</td></tr></tbody></table>

guiada por imagen de ultrasonido de inyección intracardiaca de desarrollar un modelo de ratón de cáncer de mama metástasis cerebrales seguido por longitudinal mri

Ultrasound Imaging-guided Intracardiac Injection to Develop a Mouse Model of Breast Cancer Brain Metastases Followed by Longitudinal MRI

Metástasis cerebrales del cáncer de mama, que se producen en el 30% de los pacientes con cáncer de mama en estadio IV, se asocia con una elevada mortalidad. La mediana de supervivencia es de sólo 6 meses. Es fundamental contar con modelos animales adecuados para imitar la propagación hemodinámico de las células metastásicas en el escenario clínico. Aquí, estamos introduciendo el uso de la ecografía de pequeños animales para guiar una inyección precisa de las células de cáncer de mama tropical cerebrales en el ventrículo izquierdo de los ratones atímicos. RM longitudinal se utiliza para evaluar la iniciación intracraneal y el crecimiento de las metástasis cerebrales. Inyección intracardiaca guiada por ultrasonido garantiza no sólo una inyección precisa y por la presente una mayor tasa de éxito, pero también disminuyó significativamente la tasa de mortalidad, en comparación con nuestro procedimiento manual anterior. In vivo de alta resolución MRI permite la visualización de lesiones multifocales hiperintensas, tan pequeñas como 310 micras de diámetro en T 2 imágenes con ponderación a las 3 semanas después de la inyección. Follow de la RM revela el crecimiento del tumor intracraneal y aumento del número de metástasis que distribuyen a lo largo de todo el cerebro.

Con la alta resolución espacial de la RM (78 micras de resolución del plano), lesiones hiperintensas pueden ser identificados tan pequeñas como 310 micras de diámetro (Figura 2). Dado que las metástasis en este estudio son muy pequeñas y el desarrollo de necrosis y edema es mínima, la lesión hiperintensa en las imágenes potenciadas T 2-realmente representaba la masa tumoral. Estudios de resonancia magnética longitudinales permiten en la evaluación no inva...

Un cáncer de cerebro modelo murino de metástasis de mama se establece con ultrasonido intracardiaco inyección guiada por imágenes de células MDA-MB231/Br-GFP. Desarrollo de las metástasis intracraneales multifocales ha sido supervisado longitudinalmente utilizando alta resolución 9.4 T MRI.

Guiada por imagen de ultrasonido de inyección intracardiaca de desarrollar un modelo de ratón de cáncer de mama metástasis cerebrales Seguido por Longitudinal MRI

Breast cancer brain metastasis, occurring in 30% of breast cancer patients at stage IV, is associated with high mortality. The median survival is only 6 ...

El objetivo general de este procedimiento es utilizar la guía por ultrasonido para establecer un modelo de ratón de metástasis cerebral de cáncer de mama que luego pueda monitorizarse mediante resonancia magnética (MRI). Esto se logra recolectando células de cáncer de mama con tropismo cerebral e inyectándolas en el ventrículo izquierdo. Con la ayuda de la guía por ultrasonido, se monitoriza entonces el desarrollo de tumores intracraneales.Mediante resonancia magnética (RM) y las metástasis se confirman mediante tinción con hematoxilina y eosina. En última instancia, la inyección precisa guiada por imágenes puede aumentar significativamente el éxito en el seguimiento, la formación y el desarrollo de metástasis cerebrales del cáncer de mama. La RM longitudinal permite un monitoreo no invasivo de la formación y el desarrollo del cáncer de mama.Todos los procedimientos con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Centro Médico de la Universidad del Suroeste de Texas. Para este protocolo, tenga listas las células M-D-A-M-B 2 31 B-R-G-F-P cultivadas en medio DMEM que contiene 10% FBS, 1% glutamina y 1% penicilina. Monitoree siempre el estado de las células y cambie el medio cada dos o tres días. Cuando se alcance el 80% de confluencia, use tripsina para despegar las células y recójalas.Primero, retire completamente el medio antiguo mediante pipeta al vacío. Luego, agregue cinco mililitros de PBS para lavar suavemente las células hasta que todas queden cubiertas por el PBS. A continuación, retire el lavado.A continuación, agregue 1,5 mililitros de tripsina al recipiente. Incline suavemente el recipiente para asegurarse de que todas las células queden cubiertas por la tripsina. Devuelva el recipiente al incubador celular a 37 grados Celsius.Espere un minuto y observe las células bajo un microscopio. Si están redondeadas y flotando, se han desprendido. Añada tres mililitros de medio para detener la digestión y aspire la mezcla celular con una pipeta hacia un tubo de centrífuga.Centrifugar la mezcla a 1.160 G durante cinco minutos. Luego, eliminar cuidadosamente el medio usando una pipeta de vacío. A continuación, resuspender suavemente las células en cinco mililitros de medio sin suero utilizando una pipeta, hasta que no se observe ningún pellet celular evidente y la solución parezca homogénea a 50 microlitros de la mezcla celular.Añada 50 microlitros de azul de tripan una vez mezclado completamente. Añada alícuotas de 10 microlitros a varias láminas para recuento celular. Luego cuente las células a partir de los valores del contador de células.Calcule y utilice el promedio de todos los conteos por onza. Ahora prepare una suspensión celular más precisa. Vuelva a centrifugarlas y resuspenda a 175.000 células por 100 microlitros de medio sin suero.Luego, conserve las células en hielo para la inyección intracardiaca. Para este protocolo, utilice ratones hembra BC desnudos, de seis a ocho semanas de edad. Inicie sesión en el sistema de imágenes e inicialice el transductor.7 0 4 a 40 megahercios. Inicie un nuevo estudio y complete los mensajes informativos en consecuencia. A continuación, anestesie al ratón y administre el anestésico mediante un cono nasal.Durante la inyección guiada, ajuste la temperatura de la mesa de imagenología a 37 grados Celsius y sujete al ratón sobre la mesa en posición supina. Mantenga el gel de ultrasonido a 37 grados Celsius antes de la imagenología y aplique un poco sobre el tórax del ratón. Ahora coloque el transductor en el soporte y bájelo hasta la profundidad de imagenología deseada.A continuación, mueva la platina hasta identificar el ventrículo izquierdo utilizando la aorta ascendente como punto de referencia, y bloquee la platina en la posición donde la imagen sea más nítida. Ahora aspire 100 microlitros de la mezcla celular fría en una jeringa de un mililitro con una aguja de calibre 22. Fije la jeringa cargada en el soporte para jeringas.Luego mueva la jeringa hacia el pecho. Y antes de ingresar al ratón, muévala cuidadosamente de lado a lado hasta que la punta de la aguja esté dentro del campo de visión de la imagen. Ajuste la altura y el ángulo de la aguja para dirigirla hacia el ventrículo izquierdo, y cuando esté en posición, penetre rápidamente la aguja a través de las capas de piel y músculo hasta el ventrículo izquierdo.Bajo la guía de la imagen ecográfica, un indicio de una inserción exitosa en el ventrículo izquierdo es el reflujo de sangre arterial de color rosa brillante hacia la jeringa. A continuación, inyecte lentamente la mezcla celular, retire la aguja, levante el transductor y limpie el gel ecográfico con gasa humedecida. Luego, suelte al animal de la cinta y transfiera al animal a una jaula limpia con una almohadilla precalentada.Observe al ratón hasta que se recupere completamente y, posteriormente, revíselo diariamente durante unos días. Mediante una resolución plana de 78 micrones cuadrados, pueden identificarse lesiones hiperintensas en resonancia magnética con un diámetro de 310 micrones. Debido a que las metástasis en este estudio eran muy pequeñas y la necrosis y el edema eran mínimos, la lesión hiperintensa en las imágenes ponderadas en T2 representaba verdaderamente el tumor.Los estudios longitudinales de MRI de gran tamaño permiten la evaluación no invasiva in vivo del crecimiento tumoral. La MRI de alta resolución fue capaz de detectar varias lesiones pequeñas tres semanas después de la inyección intracardiaca; en la semana cuatro, las lesiones observadas en el escaneo previo aumentaron todas de tamaño. Aparecieron más lesiones nuevas en las imágenes ponderadas en T2.La tinción con H y E reveló lesiones metastásicas difusas o la H y E reveló lesiones metastásicas de tipo en racimo. Con frecuencia se observaron vasos ampliados alrededor del tumor, lo que indica que estaba ocurriendo una angiogénesis no por brotación. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar una inyección guiada por imagen de ultrasonido mediante aguja en el ventrículo izquierdo del corazón de un ratón.

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En la patogénesis de las metástasis óseas, la angiogénesis es un proceso crucial y por lo tanto representa un objetivo de formación de imágenes y terapia. A continuación, presentamos un modelo de rata de sitio específico de metástasis de mama cáncer de huesos y describir las estrategias para la angiogénesis de la imagen de forma no...

Multimodal de imágenes de la angiogénesis en un modelo de rata desnuda de las metástasis óseas del cáncer de pecho utilizando imágenes de resonancia magnética, tomografía computarizada y la ecografía volumétrica

Inyección intramiocárdica percutánea guiada por ecocardiografía representa una modalidad eficiente, fiable, y objeto de orientación para la entrega de agentes de transferencia de genes o células en el corazón murino. Siguiendo los pasos descritos en este protocolo, el operador puede convertirse rápidamente competente en esta técnica versátil, mínimamente invasivo.

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El cáncer es una enfermedad compleja que se ve influenciada por el tejido que rodea al tumor, así como pro- local y anti-inflamatorias mediadores. Por lo tanto, los modelos de inyección de ortotrópicos, en lugar de los modelos subcutáneos pueden ser útiles para estudiar la progresión del cáncer de una manera que imita mejor la patología humana.

Inyección ortotópico de células de cáncer de mama en el Mamaria Fat Pad de ratones para estudiar el crecimiento del tumor.

metástasis cerebral se ha convertido en una necesidad médica insatisfecha urgente, ya que su incidencia ha aumentado mientras que las opciones terapéuticas se han mantenido paliativos. La creación de modelos animales experimentales de metástasis en el cerebro a través de la inyección arterial intracarotídea de las células cancerosas facilita estudios sobre el mecanismo de la biología de la enfermedad y la evaluación de nuevos regímenes de intervención.

Intracarotídea inyección de las células del cáncer para Producción de ratón Modelos de metástasis cerebral

Aquí, presentamos un protocolo para implantar las células de cáncer de mama en la almohadilla de grasa mamaria de manera sencilla, menos forma invasiva y fácil de manejar, y este modelo Murino ortotópico mama cáncer con un entorno de almohadilla de grasa mamaria adecuada puede utilizarse para investigar diversos aspectos de la cáncer.

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Este trabajo preestablece un protocolo avanzado para evaluar con precisión la carga del tumor mediante la detección de señales de proteína fluorescente verde y bioluminiscencia, así como la integración de la técnica de detección molecular cuantitativa.

Estudio del triple cáncer de mama negativo con el modelo de cáncer de mama ortotópico

El modelado intracraneal de metástasis cerebral se complica por la incapacidad para controlar el tamaño del tumor y la respuesta al tratamiento con métodos precisos y oportunos. La metodología presentada combina la inyección de tumores intracraneales con el análisis de imágenes por resonancia magnética, que cuando se combina, cultiva inyecciones precisas y consistentes, monitorización animal mejorada y mediciones precisas del volumen tumoral.

Modelado de metástasis cerebrales a través de inyección intracraneal e imágenes de resonancia magnética

Describimos un modelo de xenoinjerto de ratón de metástasis cerebral de cáncer de mama generado mediante inyección en la vena de cola de una línea celular de cáncer de mama inflamatorio amplificada endógenamente por HER2.

Modelado de metástasis cerebral mediante inyección en la vena de cola de células inflamatorias de cáncer de mama

La metástasis cerebral es una causa de morbilidad y mortalidad graves en pacientes con cáncer. La mayoría de los modelos de ratón con metástasis cerebral se complican con metástasis sistémicas que confunden el análisis de la mortalidad y los resultados de la intervención terapéutica. Aquí se presenta un protocolo para la inyección carótida interna de células cancerosas que produce tumores intracraneales consistentes con tumores sistémicos mínimos.

Modelado de metástasis cerebrales mediante inyección de células cancerosas en la arteria carótida interna

Aprende a establecer un modelo de metástasis cerebral de cáncer de mama en ratón mediante inyección intracardiaca guiada por ultrasonido. El seguimiento longitudinal con MRI de alta resolución permite monitorizar la progresión tumoral de forma no invasiva.

Guiada por imagen de ultrasonido de inyección intracardiaca de desarrollar un modelo de ratón de cáncer de mama metástasis cerebrales Seguido por Longitudinal MRI (Video) | JoVE Journal

Guiada por imagen de ultrasonido de inyección intracardiaca de desarrollar un modelo de ratón de cáncer de mama metástasis cerebrales Seguido por Longitudinal MRI

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