Name: Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-04T14:15:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Aprenda a implantar injertos vasculares de ingeniería de tejidos en la vena cava inferior de ratones mediante microcirugía. Este método permite estudiar la formación de neotejido y la integración celular in vivo.

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Este trabajo fue apoyado en parte por una subvención del NIH (HL098228 SR1) de CKB.

NOTA: Todos los animales procedimientos fueron aprobados por el Comité del Hospital Institucional Cuidado de Animales y Uso de los Niños de Nationwide. 1. Injerto de fabricación <ol><li> Hacer la solución ε-caprolactona y L-lactida copolímero P (LA / CL) mediante la adición de 100 mg de P (LA / CL) en 2 ml de dioxano bajo una campana de humos. Coloque la solución en un vórtice y se mezcla continuamente durante 1 a 1,5 horas para disolver completamente. </li><li> Mientras tanto, quitar una hoja de ácido poliglicólico (PGA) se sintió desde el congelador y cortar varias secciones 5 x 8 mm. También cortar la punta de un 0,1-10 l pipeta justo por encima del filtro. </li><li> Inserte una aguja de 19 (1,5 longitud) en el extremo distal de una punta de pipeta y envolver la PGA se sintió alrededor de la aguja utilizando micro forceps. </li><li> Empuje con cuidado el fieltro en el extremo distal de la punta de la pipeta, donde el lumen es más recto que la parte proximal, utilizando una aguja roma 18 g, mientras que el G aguja 19 se inserta en él. </li><li> Pipeta40 l P (CL / LA) solución en la punta de la pipeta de la parte superior. Saturar el PGA sentía con la solución. Luego empuje las burbujas de aire utilizando un dispensador de la pipeta. Repita este proceso si es necesario. </li><li> Coloque los injertos en un tubo de 50 ml y la colocan en un congelador de -80 ° C durante 20 min. Asegúrese de que el jefe de las agujas de bruces. </li><li> Transferir el tubo en un liofilizador y aspirar durante 24 horas. Asegúrese de abrir la tapa del tubo para que el flujo de aire. </li><li> Saque los injertos y sacarlos de las agujas. Corte ambos extremos del injerto dejando una sección de ~ 5 mm y volver a ponerlos sobre las agujas para mantener su forma. Mantener los injertos en un desecador. </li><li> Coloque el andamio a la luz ultravioleta en una siembra de células bioseguridad capó O / N antes. </li></ol> 2. Mononucleares de médula ósea La recolección de la célula y aislamiento <ol><li> La eutanasia a los ratones con sobredosis de ketamina / xilazina (ketamina, 200 mg / kg y xilazina, 20 mg / kg). </li><li> Quite los huesos (fémur und tibias) de 3 ratones durante 10 implantaciones de injerto y colocar en una placa de Petri con 10 cc RPMI. Corte ambos extremos de los huesos y médula ósea ras utilizando una jeringa con una aguja de calibre 25 en una nueva placa de Petri con medio RPMI 3 cc. Recoger la médula ósea y la solución de RPMI en un tubo de 15 cc y se lava la placa de Petri con medio RPMI adicional 2 cc para recoger el resto de BM. </li><li> Toma de muestras (5-10 l) y el recuento de células utilizando un contador de células automatizado o hemocitómetro. Registre el resultado. </li><li> Ponga 5 cc de Ficoll en un tubo de centrífuga de 15 cc y añadir la médula ósea y la solución de RPMI. Añadir la solución muy suavemente para evitar que se mezcla con Ficoll. </li><li> Centrifugar a 528 xg durante 30 minutos con &quot;NO FRENO&quot; a 24 ° C. </li><li> Retire la capa rosada superior. Recoger la capa intermedia clara la Figura 1, que es la capa de MNC, y diluirla con PBS 1:01. </li><li> Centrifugar la solución MNC diluido a 528 xg durante 10 min a 24 ° C. </li><li> Eliminar el sobrenadante y dilaúd el sedimento con 5 ml de PBS. </li><li> Centrifugar la solución de pellets a 528 xg durante 10 min a 24 ° C. </li><li> Eliminar el sobrenadante. Diluir el sedimento con el volumen apropiado de medio RPMI (~ 200 l). </li><li> Tomar una muestra de l 5-10 y contar las células utilizando un contador de células automatizado o hemocitómetro. Registre el resultado. Repita la célula contando una vez más y calcular el número medio de celda. </li><li> Diluir concentración de células a 1.000.000 células/10 l usando medio RPMI. </li></ol> 3. Siembra de células <ol><li> Andamio prehumedecido añadiendo 5 l RPMI luminally durante 5 minutos, luego retire RPMI. </li><li> Añadir 10 l de médula ósea procedentes de células mononucleares en RPMI del Paso 2,12 a luz andamios y esperar 10 minutos para permitir que las células se unan al andamio. </li><li> Cortar una aguja de 19 G hasta 1 cm de longitud y poner la aguja en el lumen del andamio para mantener la forma del andamio. Colocar la muestra en una placa de 24 pocillos. &lt;/ Li&gt; <li> Añadir 1000 l de RPMI a cada pocillo e incubar O / N en una incubadora. </li></ol> 4. Injerto de implantación <ol><li> Autoclave todas las herramientas quirúrgicas antes de la cirugía: 1x tijeras finas, 3x fórceps micro, pinzas vasculares micro de 2x, abrazadera 1x fórceps soliciten, sostenedor 1x micro aguja, tijeras de primavera 1x, 1x retractor. </li><li> 6-8 semanas de edad hembra C57BL / 6 se utilizan como ingeniería tisular receptores de injertos vasculares. Eliminar el ratón de su jaula y se pesa, entonces anestesiar a través de una inyección intraperitoneal en el cuadrante inferior derecho del abdomen con un cóctel de ketamina / xilazina (ketamina, 100 mg / kg y xilazina, 10 mg / kg). Ketoprofeno (5 mg / kg, ip) se usa como un analgésico de pre-anestesia. </li><li> Compruebe el nivel de sedación por pellizcos cuento, a continuación, cortar el pelo abdominal. Lubricar los ojos con un ungüento oftálmico estéril y colocar el ratón en una posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla. Desinfectar el abdomen con almohadillas de betadine y alcohol. CoVer el ratón con un paño estéril y exponer sólo el área de la incisión. </li><li> Hacer una laparotomía de la línea media de la incisión por debajo de la xifoides a la región suprapúbica, e insertar un retractor de auto-retención. Envuelva los intestinos en solución salina gasa humedecida. Francamente definir la aorta infrarrenal y la vena cava. </li><li> Coloque dos pinzas vasculares micro tanto en lados proximal y distal de la aorta y la vena cava a continuación, separar sin rodeos la aorta desde la vena cava Transecta la vena cava. Si es necesario, ligar las ramas de la aorta abdominal con suturas monofilamento 10-0 sobre agujas afiladas. </li><li> Implantar una vena cava inferior con injerto de interposición extremo proximal y distal para terminar con anastomosis utilizando un 10-0 sutura estéril. Recorte el injerto, generalmente de 1-2 mm, dependiendo de la anatomía del ratón. Asegurar el injerto con una puntada en ambos extremos proximal y distal y empezar a suturar continuamente con 4-5 puntos de sutura desde el otro lado del injerto. Después de terminar la parte frontal, voltear las abrazaderas y los injertoshasta el otro lado y suturar la parte de atrás del injerto. Durante la implantación, lave el injerto con solución de heparina con frecuencia para prevenir la trombosis aguda. </li><li> Retire la abrazadera proximal y controlar la hemorragia mediante la aplicación de un agente de hemostato absorbible estéril tópica. Cuando la hemorragia se detiene por completo, retire la pinza distal y controlar la hemorragia de la misma manera. Hacer flujos sanguíneos seguros a través del injerto. </li><li> Cierre la musculatura abdominal y la piel de dos capas usando una sutura monofilamento 6-0 poliamida negro con aguja enhebrada incluido. </li><li> Inyectar 0,5 ml de solución salina por vía subcutánea y colocar el ratón en una jaula de recuperación en una almohadilla térmica hasta que el ratón es completamente móvil. Después de la recuperación, devuelva el ratón a una nueva jaula con ropa de cama de papel. Déle medicina para el dolor (ibuprofeno, 30 mg / kg, el agua potable) durante 48 horas. </li></ol>

<ol><li>Heart Association, A. merican <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics%E2%80%942012+Update%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update.</a> Circulation. 125, (2012).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+Of+Viable+Pulmonary+Artery+Autografts+Through+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late-term+results+of+tissue-engineered+vascular+grafts+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).</li>
<li>Shin'oka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Midterm+clinical+result+of+tissue-engineered+vascular+autografts+seeded+with+autologous+bone+marrow+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).</li>
<li>Brennan, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+demonstrate+evidence+of+growth+and+development+when+implanted+in+a+juvenile+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model.</a> Ann Surg. 248, 370-377 (2008).</li>
<li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+an+autologous+tissue-engineered+venous+conduit+from+bone+marrow-derived+vascular+cells%3A+optimization+of+cell+harvest+and+seeding+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques.</a> Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+form+neovessels+that+arise+from+regeneration+of+the+adjacent+blood+vessel%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel.</a> The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+role+for+macrophages+in+neovessel+formation+and+the+development+of+stenosis+in+tissue-engineered+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts.</a> The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).</li>
<li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+Natural+History+of+Extracellular+Matrix+Production+in+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts+during+Neovessel+Formation%5BTitle%5D)+AND+%22Cells+Tissues+Organs%22%5BJournal%5D)">Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation.</a> Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).</li>
<li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+Burst+Pressure%3A+Initial+Evaluation+of+the+Natural+History+of+the+Biaxial+Mechanical+Properties+of+Tissue+Engineered+Vascular+Grafts+in+the+Venous+Circulation+Using+a+Murine+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model.</a> Tissue Eng. Part A. 20, (2013).</li>
<li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts%3A+does+cell+seeding+matter%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter.</a> Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).</li>
<li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+transform+into+mature+blood+vessels+via+an+inflammation-mediated+process+of+vascular+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).</li>
<li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+arterial+grafts%3A+long-term+results+after+implantation+in+a+small+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).</li>
<li>Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biaxial+mechanical+properties+of+the+inferior+vena+cava+in+C57BL%2F6+and+CB-17+SCID%2Fbg+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice.</a> Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El modelo de ratón de TEVG es una herramienta valiosa para estudiar los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido y el desarrollo de la estenosis. La cabeza de serie BM-MNC se muestra en ambas imágenes histológicas y de SEM de las células sembradas sobre el injerto 11. La eficiencia de la siembra de células también se demostró usando un ensayo de ADN 7. El uso de este sistema modelo se demostró que la siembra de células reduce la incidencia del desarrollo de la estenosis TEVG, qu...

Las cardiopatías congénitas son enfermedades graves que afectan a casi el 8% de los nacimientos vivos en los Estados Unidos. Aproximadamente el 25% de los recién nacidos con defectos congénitos del corazón o de 2,4 por 1.000 nacidos vivos, requieren tratamiento invasivo en el primer año de su vida 1. El tratamiento más efectivo para la enfermedad cardiaca congénita es la cirugía reconstructiva. Por desgracia, las complicaciones derivadas de la utilización de conductos vasculares actualmente disponibles son la causa más importante de morbilidad y mortalidad postoperatorias. Para solucionar este problema, hemos desarrollado los primeros ingeniería tisular injertos vasculares (TEVGs) para uso clínico 2. TEVGs se construyeron a partir de tubos de poliéster biodegradables sembradas con médula ósea autóloga células mononucleares derivadas (CMN-MO) y implantados como conductos venosos para la cirugía cardíaca congénita. Los resultados mostraron excelentes tasas de permeabilidad a 1-3 años de seguimiento, pero con incidencia significativa de la estenosis <shasta&gt; 3,4. Estaba claro que era necesaria una mejor comprensión de la formación neotejido vascular y el mecanismo subyacente a la aparición de estenosis TEVG. Con el fin de comprender mejor el desarrollo de TEVGs y el mecanismo de desarrollo de la estenosis, un modelo ovino se ha creado 5,6. En este modelo, los TEVGs transformaron con éxito en los vasos que viven y fueron similares tanto en la morfología y la función de las venas nativas. Este uso de un modelo animal de gran tamaño era un buen primer paso para proporcionar información importante sobre la pre-clínico que ayudó el uso clínico de TEVGs. Sin embargo, la plena comprensión de los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido vascular en TEVGs utilizando modelos animales grandes es limitada, debido a las limitaciones en la caracterización molecular de fenotipos de células vasculares debido a la falta de especies de herramientas moleculares específicas. Para superar estas deficiencias, un modelo murino de TEVGs fue desarrollado por razón del rápido avance de la genética del ratón y su extensa moleculacaracterización r con la ventaja añadida de una escala de tiempo más corta. El modelo murino interposición IVC recapitula fielmente el proceso de formación de neovasos que se produce en grandes animales y los seres humanos, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto 6-9. Aquí, un protocolo detallado para la fabricación del injerto a pequeña escala usando andamios biodegradables, se describe BM MNC-recolección y el aislamiento, la BM MNC-siembra en andamio, y la implantación del injerto en un modelo murino.

<table><tbody><tr><td>Fieltro de ácido poliglicólico (PGA)</td><td>Biomedical Structures</td><td></td><td>Custome pedido</td></tr><tr><td>Punta de pipeta, 0.1-10 &mu; l&nbsp;</td><td>Fisher Sientific</td><td>02-707-456</td><td></td></tr><tr><td>Liofilizador&nbsp;</td><td>Labconco</td><td>7070020</td><td></td></tr><tr><td>RPMI medium 1604</td><td>Gibco</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>BD 353003</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Placa de 24 pocillos</td><td>Corning</td><td>3526</td><td></td></tr><tr><td>15 cc tubo&nbsp;</td><td>BD</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma</td><td>10831-100ml</td><td>También llamado 'Histopaque'DPBS</td></tr> <tr><td></td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Littauer cortador de huesos 4.5" Recto</td><td>Roboz</td><td>RS-8480</td><td>para la cosecha de BM</td></tr><tr><td>Pinzas 4.5 "</td><td>Roboz</td><td>RS-8120</td><td>para la cosecha</td></tr><tr><td>de BM Tijeras 4.5 "</td><td>Roboz</td><td>RS-5912</td><td>Para</td></tr><tr><td>microscopio</td> de cosecha BM <td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Female</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 semanas</td></tr><tr><td>Inyección de clorhidrato de ketamina</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Solución estéril de xilacina</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA # 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofeno</td><td>Fort Dodge Salud Animal</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofeno</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparina sódica</td><td>Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina (cloruro de sodio estéril al 0.9%)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>Inyección de cloruro de sodio al 0,9%</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Pomada oftálmica de vaselina</td><td>Productos veterinarios Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de preparación de yodo</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de preparación para bebidas alcohólicas</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores con punta de algodón</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Tijera</td><td>fina FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de micro-adson</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de aplicación de pinza</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S& T Pinza vascular</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de muelle</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Retractores Colibrí FST</td><td></td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont #5</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - pinza</td><td>fina FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont #5/45 FST</td><td></td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas Tish/ pinza</td><td>Micrinas</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Sutura monofilamento de poliamida negra, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Para suturar el injerto</td></tr><tr><td>Sutura monofilamento de poliamida negra, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Para la musculatura y el cierre de la piel</td></tr><tr><td>Esponjas no tejidas</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Hemostático reabsorbible</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1,5 pulgadas, Aguja</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 pulgadas, Aguja</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 pulgadas, Aguja</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Recirculador de agua caliente</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla calentadora</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Recortadora</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr></tbody></table>

implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Andamios biodegradables sembrados con células mononucleares de médula ósea (BMC) se utilizan a menudo para la cirugía reconstructiva para tratar las anomalías cardíacas congénitas. Los resultados clínicos a largo plazo mostraron excelentes tasas de permeabilidad, sin embargo, con una incidencia significativa de la estenosis. Para investigar los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido vascular y prevenir el desarrollo de estenosis en la ingeniería tisular injertos vasculares (TEVGs), hemos desarrollado un modelo de ratón del injerto con aproximadamente 1 mm de diámetro interno. En primer lugar, los TEVGs fueron ensambladas a partir de los andamios tubulares biodegradables fabricadas a partir de un material no tejido de ácido poliglicólico sintieron malla recubierta con copolímero de ε-caprolactona y L-lactida. Los andamios se colocaron entonces en un liofilizador, la aspiradora durante 24 horas, y se almacenaron en un desecador hasta la siembra de células. En segundo lugar, la médula ósea se obtuvieron de ratones donantes y las células mononucleares se aislaron por centrifugación en gradiente de densidad. En tercer lugar, aproximadamente un millón de células fueronsembradas en un andamio y se incubaron O / N. Por último, las células sembradas se implantan a continuación como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Los injertos implantados demostraron excelente permeabilidad (&gt; 90%) sin evidencia de complicaciones tromboembólicas o formación de aneurisma. Este modelo murino nos ayudará en la comprensión y la cuantificación de los mecanismos celulares y moleculares de la formación de neotejido en el TEVG.

Un diagrama esquemático de la implantación TEVG se muestra en la Figura 1. La médula ósea fue cosechada de un ratón donante y mono células nucleares se aislaron mediante centrifugación de densidad y luego sembró en un andamio biodegradable. Las células sembradas se incubaron O / N y se implantaron a un ratón receptor como una vena cava interposición de injerto inferior. La Figura 2 ilustra la microscopía electrónica de barrido del andamio PGA-P (CL / LA). El...

Para mejorar nuestro conocimiento de la formación de neotejido celular y molecular, un modelo murino de la TEVG fue desarrollado recientemente. Los injertos fueron implantados como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Este modelo logra resultados similares a los obtenidos en nuestra investigación clínica, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto.

Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

El objetivo general de este procedimiento es investigar los mecanismos celulares y moleculares de la formación de nuevo tejido y el desarrollo de estenosis en injertos vasculares de ingeniería tisular. Primero, se ensamblan andamios tubulares biodegradables mediante el recubrimiento de una malla de fieltro no tejido de ácido poliglicólico con un copolímero de épsilon-caprolactona y L-lactida. Los siguientes pasos consisten en obtener médula ósea y aislar las células mononucleares mediante centrifugación en gradiente de densidad.Luego, aproximadamente un millón de células se siembran sobre el andamio y se incuban durante la noche. El paso final consiste en implantar el andamio sembrado como un injerto de interposición en la vena cava inferior. En última instancia, los resultados pueden mostrar la infiltración celular y el depósito de matriz extracelular en el injerto vascular diseñado mediante ingeniería tisular a través de inmunohistoquímica.Las implicaciones de esta técnica consisten en comprender mejor qué provoca la formación de estenosis en los injertos vasculares de tejido ingenieril y, a continuación, utilizar esta información para diseñar un injerto vascular de tejido ingeni

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Investigación

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El ratón heterotópico modelo de trasplante de corazón ha sido probado por muchos investigadores como un método importante para el estudio de los mecanismos de rechazo y de la respuesta inmune. Sin embargo, las técnicas empleadas siguen siendo un reto. Mediante la modificación de las técnicas convencionales que han tenido éxito con más de 1.000 trasplantes.

El trasplante cardíaco heterotópico en ratones

Con el fin de comprender los mecanismos celulares y moleculares que subyacen a la formación de neotejido y el desarrollo de estenosis en las válvulas del corazón de la ingeniería tisular, se desarrolló un modelo murino de trasplante heterotópico de válvula cardiaca. Una válvula cardíaca pulmonar fue trasplantado al receptor mediante la técnica de trasplante cardíaco heterotópico.

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

La técnica del manguito acorta y facilita el modelo de trasplante de corazón cervical heterotópico en ratones al evitar anastomosis de sutura técnicamente desafiantes de vasos pequeños. Los detalles técnicos mostrados en este video artículo deberían permitir a los investigadores establecer este modelo en sus laboratorios.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

Este video muestra un modelo para estudiar el desarrollo de la hiperplasia miointimal después de la cirugía de interposición venosa en ratas.

La interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass

El presente protocolo tiene como objetivo crear experimentalmente hiperplasia intimal venosa sometiendo las venas a la presión arterial para desarrollar estrategias para atenuar la hiperplasia intimal venosa después de la cirugía de revascularización mediante injertos de venas.

Un modelo de interposición venosa de conejo imitando la cirugía de revascularización usando injertos de vena para evaluar la hiperplasia intimal bajo presión arterial arterial

Una técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón del ratón se demuestra.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

Los modelos de trasplante cardíaco de ratón representan valiosas herramientas de investigación para estudiar la inmunología del trasplante. El presente protocolo detalla el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón que implica la colocación de manguitos en la arteria carótida común del receptor y el tronco de la arteria pulmonar del donante para permitir el flujo sanguíneo laminar.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Este protocolo proporciona información técnica para la reconstrucción de vasos mediante la técnica del manguito en el trasplante hepático ortotópico de ratón.

Reconstrucción vascular con la técnica del manguito en el trasplante hepático ortotópico de ratón

Aquí, se presenta un protocolo para la implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida del ratón utilizando la técnica del manguito, proporcionando un modelo animal adecuado para investigar los mecanismos de regeneración del tejido vascular.

Implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida de ratón mediante la técnica del manguito

Presentamos un modelo reproducible de ratón de alotrasplante compuesto vascularizado de extremidades posteriores a cuello heterotópico. Este protocolo supermicroquirúrgico, que implica anastomosis de vasos de 0,3-0,5 mm, integra guía con filamento de nailon y esposas venosas. Proporciona una plataforma fiable para estudios traslacionales sobre tolerancia, lesiones por isquemia-reperfusión y mecanismos inmunológicos en alotrasplantes compuestos vascularizados.

Trasplante heterotópico de extremidad posterior a cuello en ratón: un modelo supermicroquirúrgico de alotrasplante compuesto vascularizado

Aprenda a implantar injertos vasculares de ingeniería de tejidos en la vena cava inferior de ratones mediante microcirugía. Este método permite estudiar la formación de neotejido y la integración celular in vivo.

Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

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