Name: El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 56 s
Description: Aprende el trasplante heterotópico de válvula pulmonar en ratón para estudiar la formación de neotejido y estenosis en válvulas cardiacas. Este modelo permite analizar mecanismos celulares y moleculares con ultrasonido de alta frecuencia.

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Este trabajo fue apoyado en parte por una subvención del NIH (HL098228 SR1) de CKB.

Nota: Todos los animales procedimientos fueron aprobados por el Comité del Hospital Institucional Cuidado de Animales y Uso de los Niños de Nationwide. 1. Válvula pulmonar del corazón de la cosecha de un donante de la válvula del corazón del ratón <ol><li> Autoclave todas las herramientas quirúrgicas antes de la cirugía: 1x tijeras finas, 3x fórceps micro, pinzas vasculares micro de 2x, abrazadera 1x fórceps soliciten, sostenedor 1x micro aguja, tijeras de primavera 1x, 1x retractor. </li><li> Un 6-8 semanas de edad hembra C57BL / 6 de ratón se utiliza como un donante de válvula cardíaca pulmonar. Retire el ratón de su jaula y se pesa, y luego practicar la eutanasia con un cóctel de ketamina / xilazina (ketamina, 200 mg / kg y xilazina, 20 mg / kg, IP) sobredosis. </li><li> Clip de la zona del pecho y coloque el ratón en una posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla. A continuación, realice la toracotomía. Exponer el corazón, hacer un pequeño corte en la aurícula derecha y el ventrículo izquierdo perfundir con hielo salina fría. </li><li> Francamente diseccionar la arteria pulmonar (AP) de la ascendente aorta. Corte la válvula pulmonar (PV), junto con 2 mm manguito de arteria pulmonar. Deseche el resto del corazón. </li><li> Guarde el PV en heparina frío y solución salina (100 unidades / ml). Nota: El PV se puede mantener en la solución durante dos horas antes del trasplante a el corazón del donante. </li></ol> 2. Preparación corazón del donante <ol><li> Un 6-8 semanas de edad hembra C57BL / 6 de ratón se utiliza como un donante de corazón. Retire el ratón de su jaula y se pesa, y luego practicar la eutanasia con un cóctel de ketamina / xilazina (ketamina, 200 mg / kg y xilazina, 20 mg / kg, IP) sobredosis. Este es un procedimiento terminal. </li><li> Clip de la zona del pecho y coloque el ratón en una posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla. A continuación, realice la toracotomía. Francamente separar el corazón, la vena cava inferior (VCI), la vena cava superior (VCS), la aorta ascendente, PA, y la vena pulmonar. Perfundir la VCI con helado salina estéril. </li><li> Ligar el IVC, SVC, y la vena pulmonar con sutura de seda 6-0 a continuación, cortar superior a laligaduras. </li><li> Cortar la aorta y PA con 2 mm manguito. </li><li> Recorta el PV y disponer de ella. </li></ol> 3. Válvula de Trasplante Cardiaco en un donante de corazón <ol><li> Inmediatamente después de la etapa 2.5, colocar la válvula de corazón de la etapa 1.5 en el corazón del donante y orientar la válvula de corazón. </li><li> Asegure el PV con una puntada en el lado derecho de la válvula utilizando 10-0 monofilamento en las agujas afiladas y empezar a suturar continuamente con 5-6 puntos de sutura desde el otro lado de la PV. </li><li> Después de terminar el lado delantero, girar el corazón horizontalmente y empezar a suturar la parte trasera de la PV en el corazón del donante. </li><li> Almacenar el corazón en una solución de heparina / solución salina estéril fría. Nota: El corazón del donante se puede mantener en la solución durante dos horas antes de la implantación para el ratón receptor. </li></ol> 4. Heterotópico trasplante cardiaco a un destinatario Ratón <ol><li> Un 6-8 semanas de edad hembra C57BL / 6 de ratón se usó como una reciprocidadnatario. Retire el ratón de su jaula y se pesa, y luego anestesiados con cóctel de ketamina / xilazina (ketamina, 100 mg / kg y xilazina 10 mg / kg). Ketoprofeno (5 mg / kg) se usa como analgésico preanestesia. </li><li> Después de comprobar el nivel de sedación por la cola pellizcar, cortar el pelo en el pecho y el abdomen. Lubricar los ojos con un ungüento oftálmico estéril y colocar el ratón en una posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla. Desinfectar el abdomen con almohadillas de betadine y alcohol. Luego cubra el ratón con un paño estéril y exponer sólo el área de la incisión. </li><li> Hacer una laparotomía de la línea media de la incisión por debajo de la xifoides a la región suprapúbica, e insertar un retractor de auto retención. Envuelva los intestinos en solución salina gasa humedecida. Francamente definir la aorta infrarrenal y la vena cava. </li><li> Coloque dos 6-0 suturas de seda proximal y distal alrededor de la aorta y la vena cava inferior para frenar la circulación sanguínea. </li><li> Coloque el corazón del donante en el lado derecho de la aorta abdominal y la cubrirá con gau estérilze. Hidratar con solución salina. </li><li> Hacer una aortotomía en la aorta abdominal con una aguja de 30 G y extender la abertura con tijeras para el tamaño de la aorta de donantes. </li><li> Realizar un extremo a lado anastomosis utilizando estériles suturas monofilamento 10-0 sobre agujas afiladas. Asegure la aorta del donante con una puntada en el extremo proximal de la abertura en la aorta abdominal y empezar a suturar continuamente con 4-5 puntos de sutura desde el extremo distal de la aorta abdominal. </li><li> Voltear el corazón hacia el lado izquierdo, cubrir con solución salina infundido gasa, y empezar a suturar continuamente con 4-5 puntos de sutura desde el extremo distal de la aorta abdominal. </li><li> Hacer una venotomía en la vena cava inferior usando una aguja de 30 G y extender la abertura con el tamaño de la arteria pulmonar del donante. </li><li> Lleve a cabo el fin de la anastomosis lateral con estériles suturas monofilamento 10-0 sobre agujas afiladas. Asegure el donante PA con una puntada en el extremo proximal de la abertura en la VCI y empezar a suturar continuamente con 4-5 puntos de sutura deel extremo distal de la vena cava inferior. Esta vez, debido a que la aorta es en la forma, asegúrese de que la sutura de la pared izquierda de PA del donante está en el interior de la vena cava inferior. </li><li> Enjuague el lumen de VCI con heparina y solución salina (100 unidades / ml). Cierre la pared de la derecha del donante y el receptor PA IVC mediante la sutura de forma continua hasta el extremo distal. </li><li> Retire la ligadura distal y controlar la hemorragia mediante la aplicación de un agente de hemostato absorbible estéril tópica. Cuando la hemorragia se detiene por completo, retire la sutura proximal y controlar la hemorragia de la misma manera. </li><li> Volver a los intestinos y cerrar la musculatura abdominal y la piel de dos capas usando una sutura monofilamento 6-0 poliamida negro. </li><li> Inyectar 0,5 ml de solución salina por vía subcutánea y colocar el ratón en una jaula de recuperación en una almohadilla térmica hasta que el ratón es completamente móvil. Después de la recuperación, devuelva el ratón a una nueva jaula con ropa de cama de papel. Déle medicina para el dolor (ibuprofeno, 30 mg / kg, el agua potable) durante 48 horas. HacerNo devuelva un animal que ha sido sometido a cirugía de la compañía de otros animales hasta que se recupere completamente. </li></ol>

<ol><li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Intens+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li>
<li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dis+Child+Fetal%22%5BJournal%5D)">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li>
<li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, Chicago Ill. 545-549 (1960).</li>
<li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li>
<li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+thoracic+and+cardiovascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li>
<li>El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choice+of+prosthetic+heart+valve+in+today%27s+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Choice of prosthetic heart valve in today's practice.</a> Circulation. 117, 253-256 (2008).</li>
<li>Quinn, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+for+Bench+to+Bedside+Translation+of+Regenerative+Cardiac+Constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Pediatric+cardiology%22%5BJournal%5D)">Animal Models for Bench to Bedside Translation of Regenerative Cardiac Constructs.</a> Progress in Pediatric cardiology. 35, (2013).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+biodegradable+three+dimensional+matrices+for+tissue+engineering+of+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+journal+%28American+Society+for+Artificial+Internal+Organs%22%5BJournal%5D)">Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves.</a> ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves%29%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li>
</ol>

No tenemos nada que revelar.

La tasa de mortalidad de este procedimiento es cercana al 20%, que se debe principalmente a la hemorragia en el lugar de trasplante de PV y anastomosis en la aorta del donante a la aorta abdominal destinatario. En la mayoría de los casos, la tasa de mortalidad disminuye significativamente después de la cirugía 48 horas. Los ratones de supervivencia mostraron fuertes latidos del corazón y el flujo de sangre a través de la PV implantado. Todo el proceso tarda cuatro horas para un cirujano experimentado micro. Tomará aprox...

Defectos cardiovasculares congénitos son una de las principales causas de mortalidad infantil en el mundo occidental 1,2. Entre ellos, la estenosis de la válvula pulmonar y defectos en las válvulas aórticas bicúspides son una forma que ocurre con frecuencia 3. La cirugía de reemplazo de válvulas cardíacas es una elección habitual de cirugías reconstructivas; Sin embargo, las complicaciones, incluyendo la estenosis y la calcificación de la válvula del corazón, y la dependencia de por vida con anticoagulantes son una fuente importante de enfermedad crónica y muerte 4-7. Por otra parte, la falta de potencial de crecimiento requiere cirugías de revisión, lo que aumenta aún más la mortalidad de los pacientes jóvenes 4,8,9. En un intento de desarrollar una válvula de corazón de sustitución funcional con potencial de crecimiento, Shinoka et al. Células autólogas sembradas en una válvula de corazón sintético biodegradable 8. La válvula sintética transformado en una válvula del corazón nativo como la estructura con potenciómetro crecimientoal. Los estudios en animales grandes preliminares demostraron la viabilidad de utilizar esta metodología para crear una válvula cardiaca funcional 10. Sin embargo, estudios de implantación a largo plazo demostraron poca durabilidad debido al engrosamiento progresivo de la neotejido válvula resulta en el estrechamiento de la válvula cardíaca. Trabaje desde Sodian et al. Utilizaron la metodología Shinoka, pero en última instancia, sustituyó a la matriz de la PGA con un elastómero biodegradable, que dio a las propiedades biomecánicas de la válvula de ingeniería tisular, la construcción de un perfil más fisiológico 9,11,12. En el estudio in vivo, a pesar del éxito de la implantación, no se formó un revestimiento de células endoteliales confluentes que podría limitar el éxito a largo plazo de este andamio 12. Con el fin de diseñar racionalmente una válvula de corazón sintética segunda generación mejorada, un modelo murino de trasplante de válvula de corazón fue creado para investigar los mecanismos celulares y moleculares underlyinla formación de neotejido g, engrosamiento de la válvula, y el desarrollo de estenosis. Los modelos murinos ofrecen una amplia gama de reactivos moleculares, incluyendo los transgénicos, que no son fácilmente disponibles en otras especies 7. En este modelo de trasplante de válvulas cardíacas, un vivo de reemplazo de válvula cardíaca pulmonar ex syngeneic se realizó en primer lugar; y luego el corazón con la válvula de corazón implantado se implantó heterotópicamente en un hospedador singénico utilizando una técnica de microcirugía. Este modelo permite el reemplazo de la válvula del corazón sin la necesidad de la derivación cardiopulmonar. En este trabajo, una explicación detallada de la cosecha de la válvula del corazón, preparaciones de corazón donante, trasplante de válvulas cardíacas y el trasplante cardíaco heterotópico se describe. Los resultados mostraron un latido continuo desde el corazón del donante, que era independiente de los latidos del corazón receptor. El flujo de sangre a través de la válvula pulmonar implantado se midió usando un sistema de ultrasonido de alta frecuencia con una onda pulsada hacerppler.

<table><tbody><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Femenino</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 semanas</td></tr><tr><td>Inyección de clorhidrato de ketamina</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Solución estéril de xilacina</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA # 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofeno</td><td>Fort Dodge Salud Animal</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofeno</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Sódica Sálmina Productos farmacéuticos</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina (Cloruro de sodio estéril al 0.9%)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>Inyección de cloruro de sodio al 0,9%</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Ungüento oftálmico de vaselina</td><td>Productos veterinarios Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de preparación de yodo</td><td>Triad Desechables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas de preparación de alcohol</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores con punta de algodón</td><td>Fisher Sientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Tijera</td><td>fina FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Pinza</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de aplicación de pinza</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S& T Pinza vascular</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de muelle</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Retractores Colibrí</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinza</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Pinza fina</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinza</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish Portaagujas/ Pinzas</td><td>Micrinas</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de Monofilamento de Poliamida Negra, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Para suturar el injerto</td></tr><tr><td>Sutura de Monofilamento de Poliamida Negra, 6-0</td><td>AROSurgido Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Para la musculatura y el cierre de la piel</td></tr><tr><td>Esponjas no tejidas</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Hemostático reabsorbible</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Jeringa</td><td>BD 309659</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1 1/2 in, Aguja</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 pulg., Aguja</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 pulg., Aguja</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Circulador de Agua Caliente</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla Calentadora</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Recortadora</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td>VEVO2100 Ultrasonido de Alta Frecuencia</td><td>VisualSonics</td><td><a href="http://www.visualsonics.com/vevo2100">http://www.visualsonics.com/vevo2100</a></td><td>El número de catálogo y el precio se pueden adquirir de los representantes de ventas.</td></tr><tr><td>Gel de transmisión de ultrasonidos</td><td>Parker Laboratories, INC.</td><td>01-02</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de anestesia de mesa para animales de laboratorio</td><td>VetEquip, INC.</td><td></td><td></td>901806</tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr></tbody></table>

el trasplante de la válvula pulmonar utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Ingeniería tisular las válvulas del corazón, válvulas especialmente descelularizado, están empezando a cobrar impulso en el uso clínico de la cirugía reconstructiva con resultados mixtos. Sin embargo, los mecanismos celulares y moleculares de la neotejido desarrollo, engrosamiento de la válvula, y el desarrollo de estenosis no son investigados extensivamente. Para responder a estas preguntas, hemos desarrollado un modelo murino heterotópico de corazón Válvula de trasplante. Una válvula de corazón fue cosechada de un ratón donante y se trasplanta a la válvula de un ratón donante corazón. El corazón con una nueva válvula se trasplantó heterotópicamente a un ratón receptor. El corazón trasplantado mostró su propio latido del corazón, independiente de los latidos del corazón del destinatario. El flujo de sangre se cuantificó usando un sistema de ultrasonido de alta frecuencia con un Doppler pulsado. El flujo a través de la válvula pulmonar implantado mostró delante de flujo con regurgitación mínimo y el flujo pico fue cerca de 100 mm / seg. Este modelo murino de trasplante de válvulas cardíacas es highly versátil, por lo que puede ser modificado y adaptado para proporcionar diferentes entornos hemodinámicas y / o se puede utilizar con varios ratones transgénicos para estudiar el desarrollo neotejido en una válvula de corazón de ingeniería tisular.

La Figura 1 ilustra los esquemas de la modelo de trasplante de válvula de corazón usando el trasplante heterotópico de corazón. La válvula de corazón fue cosechada de un corazón de un donante y se implanta en un corazón de un segundo ratón donante. Entonces el corazón con la nueva válvula cardíaca se implanta en el abdomen de un ratón receptor. La figura 2 muestra una ilustración del corazón implantado en el espacio abdominal (A), justo después de trasplante de corazón ...

Con el fin de comprender los mecanismos celulares y moleculares que subyacen a la formación de neotejido y el desarrollo de estenosis en las válvulas del corazón de la ingeniería tisular, se desarrolló un modelo murino de trasplante heterotópico de válvula cardiaca. Una válvula cardíaca pulmonar fue trasplantado al receptor mediante la técnica de trasplante cardíaco heterotópico.

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

El objetivo general de este procedimiento es investigar los mecanismos celulares y moleculares que subyacen a la formación de nuevo tejido, el engrosamiento valvular y el desarrollo de estenosis dentro de una válvula cardíaca tisular ingenierizada. Esto se logra primero mediante la extracción de la válvula pulmonar del tejido cardíaco de un ratón donante. En el segundo paso, se extrae todo el corazón de un segundo donante.A continuación, se implanta la válvula cardíaca pulmonar donante en el corazón donante, y el corazón con la nueva válvula cardíaca se trasplanta heterotópicamente en un ratón receptor. En última instancia, la función del corazón trasplantado y el flujo sanguíneo a través de la válvula pulmonar pueden monitorizarse mediante un sistema de ultrasonidos de alta frecuencia en modo Doppler de onda de pulso. La ventaja principal del uso del modelo murino frente a otros modelos de animales grandes es que el modelo murino nos permite aprovechar una amplia gama de reactivos moleculares que nos permiten estudiar los mecanismos celulares y moleculares subyacentes a la formación de neo tejido vascular en el desarrollo de la estenosis y en las válvulas cardíacas ingenierizadas. Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades debido a la complejidad de la microcirugía con fines de supervivencia.La demostración visual de este método es fundamental, ya que es difícil aprender la correcta realización de la osmosis en los sitios de trasplante y también es difícil realizar la osmosis en vasos de pequeño calibre sin provocar hemorragia. Para obtener la válvula cardíaca pulmonar del donante, primero sujete con pinzas la zona torácica de un ratón donante hembra de entre seis y ocho semanas de edad, de la cepa C57 Black Six, y coloque al ratón en posición decúbito dorsal. Después de realizar una toracotomía, exponga el corazón, haga un pequeño corte en la aurícula derecha y perfunda el ventrículo izquierdo con solución salina fría. A continuación, mediante disección romo, separe la arteria pulmonar de la aorta ascendente y luego extraiga la válvula pulmonar junto con un cuello de dos milímetros de la arteria pulmonar. Almacene la válvula pulmonar en una solución fría de heparina y salina durante un máximo de dos horas antes del trasplante al corazón del donante para extraer el corazón del donante.Después de realizar una toracotomía en una donante hembra de seis a ocho semanas de edad, ratón C57BL/6, recién sacrificada, tal como se acaba de demostrar, separe el corazón, la vena cava inferior, la vena cava superior, la aorta ascendente, la arteria pulmonar y la vena pulmonar. Llene la vena cava inferior con solución salina estéril fría con hielo y luego ligue la vena cava inferior, la vena cava superior y la vena pulmonar con sutura de seda 6-0; seguidamente, corte por encima de las ligaduras, corte la aorta y la arteria pulmonar con un manguito de dos milímetros y extraiga la válvula pulmonar para trasplantar la válvula cardíaca pulmonar al corazón del donante. Primero, coloque la válvula dentro del corazón del donante y oriente el tejido.A continuación, utilice suturas de monofilamento de 10 oh en agujas cónicas para colocar un punto en el lado derecho de la válvula para fijarla. Luego coloque cinco o seis puntos continuos a lo largo del otro lado de la válvula pulmonar. Tras finalizar la parte frontal de la válvula, gire el corazón horizontalmente y suture la parte posterior de la válvula pulmonar al corazón donante.Luego, ligue la vena pulmonar del corazón donador y extraiga el corazón. A continuación, coloque el corazón en una solución salina fría con heparina durante hasta dos horas antes del implante en el ratón receptor. Ahora, confirme la sedación de una hembra receptora de seis a ocho semanas de edad, ratón C57 Black Six, mediante la compresión del dedo del pie.Luego de cortar el vello abdominal y lubricar los ojos con una pomada oftálmica estéril, coloque al ratón en posición recostada dorsalmente, desinfecte el abdomen con compresas de Betadine y alcohol, y cúbralo con un campo estéril dejando expuesta únicamente el área de incisión. A continuación, realice una incisión de laparotomía en línea media desde debajo del apéndice xifoides hasta la región suprapúbica. Luego, inserte un retractor de retención automática y envuelva los intestinos en gasa humedecida con solución salina. De forma directa, identifique la aorta infrarrenal y la vena cava. A continuación, coloque dos suturas de seda 6-0 y ligue proximal y distalmente alrededor de la aorta y de la vena cava inferior. Para restringir la circulación sanguínea, utilice una aguja de calibre 30 para realizar una aortotomía en la aorta abdominal y una venotomía en la vena cava inferior.Amplíe la abertura con tijeras hasta alcanzar el tamaño de la aorta donante y de la arteria pulmonar. Coloque el corazón donante en el lado derecho de la aorta abdominal y cúbralo con gasa estéril humedecida y humedézcalo. Sujete la aorta donante con un punto de sutura en el extremo proximal de la abertura en la aorta abdominal, y luego coloque cuatro o cinco puntos continuos desde el extremo distal de la aorta abdominal.Gire el corazón hacia el lado izquierdo. Cúbralo con gasa impregnada de solución salina y sutúre el extremo distal de la aorta abdominal con cuatro o cinco puntos continuos más. Fije la arteria pulmonar del donante con un punto en el extremo proximal de la abertura en la vena cava inferior y luego coloque cuatro o cinco puntos continuos desde el extremo distal de la vena cava inferior.Luego, lave la luz de la vena CVA inferior con solución de heparina y suero salino. Cierre la pared derecha de la arteria pulmonar del donante y la vena CVA inferior del receptor con puntos continuos hasta el extremo distal. Ahora retire la ligadura distal y aplique un agente hemostático estéril absorbible tópico para controlar la hemorragia.Cuando la hemorragia se detenga por completo, retire la sutura proximal y controle la segunda hemorragia de la misma manera; el corazón trasplantado comenzará a latir dentro de los cinco minutos posteriores a una anastomosis exitosa. A continuación, devuelva los intestinos y utilice seis puntos de sutura para cerrar la musculatura abdominal y la piel en dos capas. Finalmente, inyecte subcutáneamente 0,5 mililitros de solución salina y coloque al ratón en una jaula de recuperación sobre una almohadilla térmica hasta que el animal recupere completamente la movilidad.Tras la recuperación, coloque al ratón solo hasta que se recupere por completo en una nueva jaula con cama de papel y administre medicación para el dolor. Agua potable durante 48 horas. En estas imágenes, se muestra el corazón implantado en el espacio abdominal inmediatamente después del trasplante cardíaco y cinco minutos después del trasplante.Tras retirar los puntos de sutura en ambos lados de la aorta y la vena cava inferior, el corazón comienza a latir dentro de uno o dos minutos y adquiere un color más rosado a medida que la sangre empieza a circular. Observe la mayor dilatación en la aurícula derecha. A medida que el latido cardíaco se fortalece gradualmente y se estabiliza tras 24 horas, el flujo sanguíneo a través de la válvula pulmonar implantada puede medirse por vía percutánea a los 10 días posteriores al implante.Mediante un sistema de ultrasonido de alta frecuencia con modo Doppler de onda pulsada, pueden observarse en modo B las ubicaciones de la aorta, el ventrículo derecho, la válvula pulmonar implantada y la arteria pulmonar. La superposición amarilla del volumen de muestra está ubicada en la válvula pulmonar implantada, como se ilustra en el esquema. Como se indica en la gráfica, la onda QRS del corazón donante se detecta rítmicamente e independientemente de la onda del corazón receptor, con una velocidad pico de aproximadamente 100 milímetros por segundo.Al realizar este procedimiento, es importante recordar detener completamente cualquier hemorragia en el sitio de trasplante de la válvula pulmonar o en una anastomosis entre la aorta del donante y la aorta abdominal del receptor tras completar este procedimiento. Otros métodos, como el trasplante de válvulas cardíacas bioingenierizadas en ratones transgénicos, pueden realizarse para responder preguntas adicionales sobre el origen de las células que colonizan la válvula cardíaca enferma. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo extraer la válvula cardíaca pulmonar, cómo realizar un reemplazo de válvula cardíaca y trasplante cardíaco heterotópico en un modelo de ratón.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

El ratón heterotópico modelo de trasplante de corazón ha sido probado por muchos investigadores como un método importante para el estudio de los mecanismos de rechazo y de la respuesta inmune. Sin embargo, las técnicas empleadas siguen siendo un reto. Mediante la modificación de las técnicas convencionales que han tenido éxito con más de 1.000 trasplantes.

El trasplante cardíaco heterotópico en ratones

Se demuestra una técnica para el procedimiento microquirúrgico para el trasplante heterotópico de corazones en ratones, incluyendo métodos simplificados para la recolección de donantes y la anastomosis de los vasos receptores.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

El manuscrito describe los pasos necesarios para llevar a cabo el trasplante cardíaco heterotópico en el ratón.

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

Para estudiar el alotrasplante combinado de órganos sólidos y compuesto vascularizado, describimos un nuevo modelo heterotópico de trasplante de pared torácica, timo y corazón heterotópico en bloque en ratones utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Aquí, describimos un modelo preclínico de gran animal (porcino) de trasplante de corazón ortotópico que ha sido firmemente establecido y utilizado para investigar nuevas estrategias cardioprotectoras.

Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón

Una técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón del ratón se demuestra.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

Este protocolo describe un método simple y eficiente para el trasplante de valvas de la válvula aórtica debajo de la cápsula renal para permitir el estudio de la alorreactividad de las válvulas cardíacas.

Un modelo simplificado para el trasplante heterotópico de válvulas cardíacas en roedores

En el presente protocolo, se utiliza un modelo de trasplante cardíaco de ratón para investigar el mecanismo del rechazo del aloinjerto cardíaco. En este modelo heterotópico de trasplante cardíaco, se mejora la eficiencia de la operación y la supervivencia de los injertos cardíacos se garantiza mediante una anastomosis cervical de extremo a extremo de la implantación cardíaca utilizando una técnica de manguito modificado.

Una técnica de manguito modificado para el modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón

Los modelos de trasplante cardíaco de ratón representan valiosas herramientas de investigación para estudiar la inmunología del trasplante. El presente protocolo detalla el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón que implica la colocación de manguitos en la arteria carótida común del receptor y el tronco de la arteria pulmonar del donante para permitir el flujo sanguíneo laminar.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Este protocolo presenta una técnica simplificada de anastosis de sutura extremo a lado para el trasplante de corazón cervical murino, proporcionando un modelo robusto y reproducible para estudiar la inmunología de trasplantes.

Trasplante cardíaco heterotópico de ratón cervical utilizando la técnica de anastomosis de extremo a lado para estudiar la inmunología del trasplante

Aprende el trasplante heterotópico de válvula pulmonar en ratón para estudiar la formación de neotejido y estenosis en válvulas cardiacas. Este modelo permite analizar mecanismos celulares y moleculares con ultrasonido de alta frecuencia.

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

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