Name: Murino Trasplante corneal: un modelo para estudiar la forma más común de trasplante de órganos sólidos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Aprende el trasplante de córnea murino para estudiar el rechazo de aloinjertos en inmunología. Este modelo permite evaluar la integridad del injerto y probar estrategias terapéuticas.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores desean agradecer a las muchas personas que han trabajado y perfeccionado esta técnica y han sido responsables de la generación de muchos manuscritos tanto en este laboratorio como en otros. Este trabajo contó con el apoyo de los Institutos Nacionales de Salud (NIH, por sus siglas en inglés) EY12707 y una subvención sin restricciones de Investigación para Prevenir la Ceguera del Departamento de Oftalmología.

NOTA: Todos los animales utilizados en este procedimiento son tratados de acuerdo con la Asociación para la Investigación en Visión y Oftalmología declaración para el uso de animales en Oftálmica y Visión de Investigación, así como las directrices establecidas por el comité de supervisión de los animales en la Universidad de Saint Louis. NOTA: Todos los instrumentos y soluciones quirúrgicas se esterilizan antes de la cirugía para limitar la infección microbiana del ojo. Cabe señalar que, si bien los animales experimentan un poco de dolor de este procedimiento, no nos empleamos a los analgésicos. La razón de esto se debe a que todos los analgésicos son antiinflamatorios y desde las respuestas de trasplante de córnea involucran la inflamación, el uso de medicamentos anti-inflamatorios podrían comprometer nuestra capacidad para determinar qué factores están implicados en el fracaso del injerto corneal. 1. Anestesia <ol style="margin-left: 40px;"><li> Coloque donantes y receptores ratones bajo anestesia general por inyecciones IP de ketamina (86.98 mg / kg) y xilazina (13,04 mg / kg). </li><li> Mantenga el ratón receptor bajo anestesia durante todo el procedimiento que suele durar de 30 minutos a una hora. En consecuencia, monitorear constantemente el ratón para detectar cualquier signo de recuperar la conciencia. </li><li> Aplicar ungüento puralube al ojo que no se someterá a la cirugía después de que el animal está anestesiado para evitar la sequedad. </li></ol> 2. El injerto de córnea <ol style="margin-left: 40px;"><li> Obtención del botón corneal donante. <ol><li> Una vez que el animal esté totalmente anestesiado, midriasis adecuada lograr mediante la administración de un par de gotas oculares de tropicamida al 1% y 2,5% de hidrocloruro de fenilefrina. </li><li> Coloque la cabeza del animal donante en posición horizontal sobre un tablero colocado sobre un soporte móvil robusto. Fijar la cabeza con una tira de cinta a través del cuello para asegurar que el ojo está en una posición horizontal a lo largo de toda la operación. </li><li> El uso de un trépano 2 mm de diámetro, cuya punta estaba teñido con azul de metilo, fueraalinear el sitio central del injerto de córnea. </li><li> Con una cuchilla afilada, penetrar en la córnea y Healon inyectar en la cámara anterior para profundizar en ella para reducir la posibilidad de daños en el endotelio del donante y la lente subyacente. </li><li> Escindir el injerto de donante con Vannas tijeras y colocar en un plato que contiene solución salina equilibrada de Hanks hasta su uso. </li><li> Después de que el injerto de donantes ha sido la retirada, la eutanasia del ratón donante mediante inhalación de CO2. </li></ol></li><li> Preparación del lecho del injerto. <ol><li> Repita los mismos pasos como se describe en 2.1.1 al 2.1.2 para el destinatario. </li><li> El uso de un trépano de diámetro 1,5 mm, esbozar el sitio del injerto destinatario. </li><li> Con una cuchilla afilada, penetrar en la córnea y Healon inyectar en la cámara anterior para profundizar en ella para reducir la posibilidad de daño a la lente subyacente. </li><li> Quite el botón corneal central esbozado por el destinatario utilizando Vannas tijeras y deseche. </li></ol></li><li> La sutura de lainjerto <ol><li> Coloque la córnea del donante sobre el injerto cama en la córnea del receptor. Asegúrese de que Healon adecuada está bajo la córnea del donante para proteger las células endoteliales de los donantes de los daños por el contacto directo con la lente. </li><li> Usando microforceps reciben propinas súper finas, colocar el primer bocado de sutura de nylon 11-0 en el lado de los donantes, a través de la donante con el 90% de profundidad de todo el espesor de lado del destinatario, luego atar. </li><li> Una vez que la córnea está anclado en su lugar, realizar suturas interrumpidas midcardinal de tal manera que la córnea tiene de 8 a 10 el total de puntos de sutura y la córnea donante esté bien alineado con y unido al receptor cama injerto corneal. </li></ol></li><li> La profundización de la cámara anterior <ol><li> Profundizar en la cámara anterior mediante la inyección de HBSS o burbuja de aire en la cámara anterior y comprobar con cuidado la integridad del injerto corneal de fugas con una esponja de celulosa. NOTA: Si la cámara anterior no puede ser reformado, entonces hay una alta probabilidad de cataract lo que hará que las futuras evaluaciones de la córnea trasplantada muy difícil y será también potencialmente conducir a la disfunción del endotelio corneal donante y el fracaso de este modo de injerto. </li></ol></li><li> Evaluación final <ol><li> Observe el ojo para determinar si el alumno es redondo y la profundidad de la cámara anterior es normal. NOTA: Si el alumno no es redonda, esto indica que durante la sutura de iris fue dañado y por lo tanto el injerto se considera un fallo técnico. </li><li> Aplique ungüento antibiótico en el ojo. Opcional: Cierre la tapa del ojo con una sutura de seda 7-0. </li><li> Observar los ratones hasta que estén completamente despierto y luego individualmente alojarlos durante un mínimo de dos días después de la cirugía. </li></ol></li></ol> 3. La eliminación de la sutura <ol style="margin-left: 40px;"><li> En los casos en que se utiliza la sutura tapa, anestesiar a los ratones como se describió anteriormente y retire la tapa de sutura en 48 hr. </li><li> Anestesiar ratones en el día 7 después de la operación. Retire la Sutures asegurar el injerto corneal. Una vez que las suturas se retiran y el animal ha despertado completamente, devolverlo a su jaula. </li></ol> 4. Evaluación clínica <ol style="margin-left: 40px;"><li> Examine el ojo para las indicaciones de complicaciones de procedimientos que incluyen, cataratas (opacidad del cristalino), hifema (sangre en la cámara anterior), una cámara anterior que no es de la profundidad adecuada, o la opacidad significativa de la córnea. Considere los que demuestran estas complicaciones como &quot;en peligro&quot; y la eutanasia por inhalación de CO2. <ol><li> Lleve a cabo todos los exámenes en los ratones no anestesiados. Mantenga el ratón con una parte de restricción de este modo el ratón de manera que la otra parte puede proptose el ojo para permitir una mejor visión del ojo. Una vez que las observaciones se han completado, devolver el animal a su jaula. </li></ol></li><li> Haga que un observador familiarizado con los grupos de tratamiento valorar las córneas trasplantadas de 2 a 3 veces a la semana para detectar signos de injerto de córneaepisodios de rechazo o fracaso del injerto corneal. Use el microscopio quirúrgico o una horizontal lámpara de hendidura para estas observaciones. <ol><li> Evaluar cada córnea para la opacidad usando una escala de 0 a 5. La escala se define como sigue: <ol><li> Asigne una puntuación de 0 a esos córneas que no tienen signos de opacidad. </li><li> Asigne una puntuación de 1 a esas córneas que muestran opacidad superficial mínima. </li><li> Asigne una puntuación de 2 a córneas que muestran opacidad leve y profunda pero la pupila y el iris subyacentes son todavía discernible. </li><li> Asignar una puntuación de 3 a la córnea que deben mostrarse opacidad estromal en el que el iris no pueden verse en detalle con la excepción de los márgenes de la pupila. </li><li> Asigne una puntuación de 4 a córnea que deben mostrarse densa opacidad estromal y si no hay estructuras subyacentes se pueden ver. </li><li> Asigne una puntuación de 5 a córnea que deben mostrarse opacidad completa y edema estromal intensiva, con la pupila y el iris totalmente oscurecido. </li></ol></li><li><html> También evaluar cada córnea para el grado de infiltración de los vasos sanguíneos (neovascularización) utilizando una escala de calificación de 1 a 8. Para lograr esto, ver la córnea como un conjunto de 4 cuadrantes iguales y determinar la cantidad de vasos sanguíneos en cada uno de estos cuadrantes con una anotar ese rango voluntad de 0 (no hay vasos) a 2 para una amplia vascularización de ese cuadrante. Añadir las puntuaciones individuales de cada cuadrante para calcular la puntuación neovascularización final. </li><li> Clasifica las córneas como agudamente rechazados si tienen una puntuación de 3 para dos observaciones consecutivas por tiempo señala hasta 5 semanas. </li><li> Clasificar los ratones cuyas córneas eran claras a las 5 semanas, pero el desarrollo de la opacificación a veces&gt; 45 días después del injerto, con una puntuación de 3 para dos puntos de tiempo consecutivos, como haber sufrido tardío rechazo del aloinjerto corneal. Utilice las curvas de supervivencia de Kaplan-Meier para analizar la supervivencia del injerto. </li></ol></li></ol> 5. La manipulación de la Modelo en-left: 40px; &quot;&gt; <li> Preparación de células individuales a partir del bazo. <ol><li> Para preparar las células individuales, primero la eutanasia del ratón donante. Entonces, extirpar el bazo. </li><li> Coloque el bazo en un filtro de células y alterar con un émbolo de jeringa de una jeringa de 3 ml. </li><li> Lavar las células y resuspender en 10 ml de solución salina equilibrada de Hanks. </li><li> Retire 10 l de suspensión celular y añadir a 10 l de 0,4% azul de tripano y mezclar. Añadir que a hemocitómetro y contar las células en el Sistema Interconectado Central. El número de células en el tubo es el recuento de células x 10 4 x 2 (factor de dilución en azul de tripano) x 10 (volumen en el tubo). </li></ol></li><li> La inyección en la cámara anterior. <ol><li> Anestesiar a los ratones como se describió anteriormente. </li><li> Realizar inyecciones utilizando un microscopio de disección. Para cada inyección intracameral, utilizar 10 6 células de bazo en un volumen de 0.005 ml y una jeringa de microlitro 0,25 ml equipada con una aguja 33 G. NOTA: Otras manipulacionesdel modelo se puede realizar mediante el tratamiento de los animales con reactivos que actúan ya sea como antagonistas o agonistas para determinar el papel que un factor determinado puede desempeñar siguiente ortotópico cirugía aloinjerto corneal. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Farooq, A. V., Shukla, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Herpes+simplex+epithelial+and+stromal+keratitis%3A+an+epidemiologic+update%5BTitle%5D)+AND+%22Surv.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Herpes simplex epithelial and stromal keratitis: an epidemiologic update.</a> Surv. Ophthalmol. , 448-462 (2012).</li>
<li>Gipson, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-related+changes+and+diseases+of+the+ocular+surface+and%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Opthlamol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Age-related changes and diseases of the ocular surface and.</a> Invest. Opthlamol. Vis. Sci. 54, 48-53 (2013).</li>
<li>Edwards, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indications+for+corneal+transplantation+in+New+Zealand%3A+1991-1999%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Indications for corneal transplantation in New Zealand: 1991-1999.</a> Cornea. 21, 152-155 (2002).</li>
<li>Thompson, R. W., Price, M. O., Bowers, P. J., Price, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+survival+after+penetrating+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Long-term survival after penetrating keratoplasty.</a> Ophthalmol. 110, 1396-1402 (2003).</li>
<li>Williams, K. A., Roder, D., Esterman, A., Muehlberg, S. M., Coster, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+predictive+of+corneal+graft+survival.+Report+form+the+Australian+Corneal+Graft+Registry%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Factors predictive of corneal graft survival. Report form the Australian Corneal Graft Registry.</a> Ophthalmology. 99, 403-414 (1992).</li>
<li>Larkin, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Corneal allograft rejection.</a> Br. J. Ophthalmol. 78, 649-652 (1994).</li>
<li>Boisjoly, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+of+corneal+graft+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Risk factors of corneal graft failure.</a> Ophthalmol. 100, 1728-1735 (1993).</li>
<li>Sugar, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recipient+Risk+Factors+for+Graft+Failure+in+the+Cornea+Donor+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Recipient Risk Factors for Graft Failure in the Cornea Donor Study.</a> Ophthalmol. 116, 1023-1028 (2009).</li>
<li>Namba, K., Kitaichi, N., Nishida, T., Taylor, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+regulatory+T+cells+by+the+immunomodulating+cytokines+alpha-melanocyte-stimulating+hormone+and+transforming+growth+factor-beta2%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Induction of regulatory T cells by the immunomodulating cytokines alpha-melanocyte-stimulating hormone and transforming growth factor-beta2.</a> J. Leukoc. Biol. 72, 946-952 (2002).</li>
<li>Taylor, A. W., Yee, D. G., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+nitric+oxide+generated+by+inflammatory+macrophages+by+calcitonin+gene-related+peptide+in+aqueous+humor%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Suppression of nitric oxide generated by inflammatory macrophages by calcitonin gene-related peptide in aqueous humor.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 1372-1378 (1998).</li>
<li>Wilbanks, G. A., Mammolenti, M., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+induction+of+anterior+chamber-associated+immune+deviation+%28ACAID%29.+III.+Induction+of+ACAID+depends+upon+intraocular+transforming+growth+factor-beta%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Studies on the induction of anterior chamber-associated immune deviation (ACAID). III. Induction of ACAID depends upon intraocular transforming growth factor-beta.</a> Eur. J. Immunol. 22, 165-173 (1992).</li>
<li>Volpert, O. V., et al. Inducer-stimulated Fas targets activated endothelium for destruction by anti-angiogenic thrombospondin-1 and pigment epithelium-derived factor. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVolpert%2C+OV+%22Nat.+Med%22">Nat. Med</a>. , 8-349 (2002).</li>
<li>Apte, R. S., Sinha, D., Mayhew, E., Wistow, G. J., Niederkorn, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutting+edge%3A+role+of+macrophage+migration+inhibitory+factor+in+inhibiting+NK+cell+activity+and+preserving+immune+privilege%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Cutting edge: role of macrophage migration inhibitory factor in inhibiting NK cell activity and preserving immune privilege.</a> J. Immunol. 160, 5693-5696 (1998).</li>
<li>Kennedy, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+production+of+interleukin-1+receptor+antagonist+peptides+in+normal+human+cornea%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Novel production of interleukin-1 receptor antagonist peptides in normal human cornea.</a> J. Clin. Invest. 95, 82-88 (1995).</li>
<li>Shimmura-Tomita, M., Wang, M., Taniguchi, H., Akiba, H., Yagita, H., Hori, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Galectin-9-mediated+protection+from+allo-specific+T+cells+as+a+mechanism+of+immune+privilege+of+corneal+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Galectin-9-mediated protection from allo-specific T cells as a mechanism of immune privilege of corneal allografts.</a> PLoS One. 8, (2013).</li>
<li>Goldberg, M. F., Ferguson, T. A., Pepose, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+cellular+adhesion+molecules+in+inflamed+human+corneas%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Detection of cellular adhesion molecules in inflamed human corneas.</a> Ophthalmol. 101, 161-168 (1994).</li>
<li>Stuart, P. M., Griffith, T. S., Usui, N., Pepose, J. S., Yu, X., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD95+ligand+%28FasL%29-induced+apoptosis+is+necessary+for+corneal+allograft+survival%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">CD95 ligand (FasL)-induced apoptosis is necessary for corneal allograft survival.</a> J Clin Invest. 99, 396-402 (1997).</li>
<li>Yamagami, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+Fas-Fas+ligand+interactions+in+the+immunorejection+of+allogeneic+mouse+corneal+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Role of Fas-Fas ligand interactions in the immunorejection of allogeneic mouse corneal transplants.</a> Transplantation. 64, 1107-1111 (1997).</li>
<li>Stuart, P. M., Pan, F., Plambeck, S., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fas%2FFas+ligand+interactions+regulate+neovascularization+in+the+cornea%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Fas/Fas ligand interactions regulate neovascularization in the cornea.</a> Invest. Ophthalmmol. Vis. Sci. 44, 93-98 (2003).</li>
<li>Stuart, P. M., Yin, X. T., Pan, F., Haskova, Z., Plambeck, S., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitors+of+matrix+metalloproteinases+activity+prolong+corneal+allograft+acceptance+by+increasing+FasL+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Inhibitors of matrix metalloproteinases activity prolong corneal allograft acceptance by increasing FasL expression.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 45, 1169-1173 (2004).</li>
<li>Joo, C. -K., Pepose, J. S., Stuart, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T-cell+mediated+responses+in+a+murine+model+of+orthotopic+corneal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">T-cell mediated responses in a murine model of orthotopic corneal transplantation.</a> Invest.Ophthalmol. Vis. Sci. 36, 1530-1540 (1995).</li>
<li>Sonoda, Y., Sano, Y., Ksander, B., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+cell-mediated+immune+responses+elicited+by+orthotopic+corneal+allografts+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Characterization of cell-mediated immune responses elicited by orthotopic corneal allografts in mice.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 36, 427-434 (1995).</li>
<li>Sano, Y., Osawa, H., Sotozono, C., Kinoshita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytokine+expression+during+orthotopiccorneal+allograft+rejection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cytokine expression during orthotopiccorneal allograft rejection in mice.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 1953-1957 (1998).</li>
<li>Haskova, Z., Usui, N., Ferguson, T. A., Pepose, J. S., Stuart, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD4%2B+T+cells+are+critical+in+corneal+but+not+skin+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">CD4+ T cells are critical in corneal but not skin allograft rejection.</a> Transplantation. 69, 483-488 (2000).</li>
<li>Tan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunological+disruption+of+antiangiogenic+signals+by+recruited+allospecific+T+cells+leads+to+corneal+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Immunological disruption of antiangiogenic signals by recruited allospecific T cells leads to corneal allograft rejection.</a> J. Immunol. 188, 5962-5969 (2012).</li>
<li>Dana, M. R., Yamada, J., Streilein, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+interleukin-1+receptor+antagonist+promotes+corneal+transplant+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Topical interleukin-1 receptor antagonist promotes corneal transplant survival.</a> Transplantation. 63, 1501-1507 (1997).</li>
<li>Cunnusamy, K., Chen, P. W., Niederkorn, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-17A-dependent+CD4%2BCD25%2B+regulatory+T+cells+promote+immune+privilege+of+corneal+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">IL-17A-dependent CD4+CD25+ regulatory T cells promote immune privilege of corneal allografts.</a> J. Immunol. 186, 6737-6745 (2011).</li>
<li>Fu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arginine+depletion+as+a+mechanism+for+the+immune+privilege+of+corneal+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Arginine depletion as a mechanism for the immune privilege of corneal allografts.</a> Eur. J. Immunol. 41, 2997-3005 (2011).</li>
<li>Medina, C. A., Rowe, A. M., Yun, H., Knickelbein, J. E., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Azithromycin+treatment+increases+survival+of+high-risk+corneal+allotransplants.Cornea%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Azithromycin treatment increases survival of high-risk corneal allotransplants.Cornea.</a> , 32-658 (2013).</li>
<li>Cho, Y. K., Zhang, X., Uehara, H., Young, J. R., Archer, B., Ambati, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Receptor+1+morpholino+increases+graft+survival+in+a+murine+penetrating+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Vascular Endothelial Growth Factor Receptor 1 morpholino increases graft survival in a murine penetrating keratoplasty.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53, 8458-8471 (2012).</li>
<li>Kim, H. K., Choi, J. A., Uehara, H., Zhang, X., Ambati, B. K., Cho, Y. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presurgical+corticosteroid+treatment+improves+corneal+transplant+survival+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cornea%22%5BJournal%5D)">Presurgical corticosteroid treatment improves corneal transplant survival in mice.</a> Cornea. 32, 1591-1598 (2013).</li>
<li>Yamazoe, K., Yamazoe, K., Shimazaki-Den, S., Shimazaki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognostic+factors+for+corneal+graft+recovery+after+severe+corneal+graft+rejection+following+penetrating+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Prognostic factors for corneal graft recovery after severe corneal graft rejection following penetrating keratoplasty.</a> BMC Ophthalmol. 13, 5(2013).</li>
<li>Panda, A., Vanathi, M., Kumar, A., Dash, Y., Priya, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+graft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Surv.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Corneal graft rejection.</a> Surv. Ophthalmol. 52, 375-396 (2007).</li>
<li>Patel, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+survival+and+endothelial+outcomes+in+the+new+era+of+endothelial+keratoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Graft survival and endothelial outcomes in the new era of endothelial keratoplasty.</a> Exp. Eye Res. 95, 40-47 (2012).</li>
<li>Anshu, A., Price, M. O., Tan, D. T., Price, F. W. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+keratoplasty%3A+a+revolution+in+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Surv.+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Endothelial keratoplasty: a revolution in evolution.</a> Surv. Ophthalmol. 57, 236-252 (2013).</li>
</ol>

Los autores no tienen intereses financieros contrapuestos.

El modelo murino de trasplante de córnea aquí descrito permite al investigador estudiar el rechazo del aloinjerto corneal humano en un modelo que es predictivo de los factores que se asocian tanto con mejor rechazo 15,17,18,20, 26-30 y 21-25 de la aceptación de la córnea aloinjertos. A diferencia de trasplante de córnea humana, en el que los pacientes reciben tratamiento con esteroides, ya sea tópica o sistémica para tratar o prevenir el rechazo 31, este modelo se utiliza típicamente par...

El trasplante de córnea es uno de los tipos más comunes de éxito y el trasplante realizados en seres humanos. Las razones por las que se realiza esta cirugía son resultado de una lesión, enfermedad infecciosa 1, u otras formas de enfermedad de la córnea no infecciosa 2. Las cifras de la Asociación de Bancos de Ojos de América indican que más de 46.000 se realizaron en 2011 (véase el sitio web en: restoresight.org/eye_banks/eye_banks.html). Una indicación de su éxito es que las tasas de fracaso durante un año por injertos corneales alogénicas van desde 10 a 15% a los 5 años y el éxito es superior al 70% 3-8. Como muchos estudios han demostrado, el éxito de los aloinjertos de córnea está directamente relacionado con el hecho de que el ojo es un sitio inmunológicamente privilegiado. Los factores responsables de la situación córneas como un sitio de privilegio inmune incluyen la falta de ambos vasos sanguíneos y linfáticos en la córnea, una relativa ausencia de las células presentadoras de antígenos, factores producidos por la córnea que una supresión ens funtions de efectoras inmunes 9-15, baja expresión de antígenos de MHC de 16, y la expresión de FasL 17-20. Sin embargo, a pesar de estos factores predisponentes estos injertos para el éxito, que no se someten a rechazo 3-7. En consecuencia, la comprensión de los mecanismos que median este rechazo, así como probar distintas terapias para prevenir el rechazo es de importancia crítica. Para ello, se describe aquí un modelo murino de trasplante de córnea, que ha estado en uso durante más de 20 años para estudiar el trasplante de córnea en un entorno experimental controlado. Desde respuestas trasplante implican muchos factores diferentes que trabajan en concierto que será definitiva determinar si el tejido trasplantado falla o tiene éxito, no es posible entender la importancia de estos factores en cualquier modelo in vitro. En consecuencia, se requieren estudios que utilizan animales intactos para determinar qué factores son importantes para el éxito o failure de tejido trasplantado. Mientras que otras especies de animales se han utilizado para estudiar el trasplante de córnea, el modelo murino tiene varias ventajas cuando se compara con el uso de otras especies. La primera es la existencia de muchas cepas de ratones que expresan ciertos transgenes o han sido dirigidos-gen a carecer de la expresión de factores inmunológicos específicos cuya función en el trasplante puede ser mejor estudiado. Además, hay muchos reactivos (ambos factores recombinantes y anticuerpos que neutralizan factores) que son específicos para los ratones y que no existen para muchas otras especies de animales. Debido a la existencia de estos factores, este modelo ha sido utilizado ampliamente para identificar los factores relevantes implicados en las respuestas de aloinjertos corneales agudas 15, 17,18,20 -29. Además, muchos de los factores que intervienen en el trasplante corneal también son conocidos por ser funcional en el trasplante de otros tejidos.

<table><tbody><tr><td>Microscopio quirúrgico Zeiss</td><td>Zeiss</td><td>Rebuilt</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Jeringa</td><td>BD 305122</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3 ml Jeringa</td><td>BD 309657</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 ml Jeringa</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr><tr><td>Vannus Tijeras</td><td>Stortz</td><td>E-3387</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Suturas</td><td>Alcon</td><td>717939M</td><td></td></tr><tr><td>Trephine 2.0 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7520</td><td></td></tr><tr><td>Trephine 1.5 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7510</td><td></td></tr><tr><td>Clorhidrato de Tricaína 0.5%</td><td>Alcon</td><td>NDC 0065-0741-12</td><td></td></tr><tr><td>Healon</td><td>Abbott</td><td>Pinzas Healon OVD</td><td></td></tr><tr><td></td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Suturas</td><td>Alcon</td><td>8065</td><td></td></tr><tr><td>2.5% Fenilefrina HCl</td><td>Alcon</td><td>NDC 61314-342-02</td><td></td></tr><tr><td>1% Tropicamida</td><td>Bausch & Lomb</td><td>NDC-24208-585-59</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa Hamilton</td><td></td><td>Hamilton 7654-01</td><td></td></tr><tr><td>aguja de calibre 33</td><td>Hamilton</td><td>90033</td><td></td></tr><tr><td>Colador de celdas (100 &mu; m nylon)</td><td>BD Falcon</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Hemocitómetro</td><td>Cardinal Health</td><td>B3175</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sigma</td><td>T8154</td><td></td></tr></tbody></table>

murino trasplante corneal: un modelo para estudiar la forma más común de trasplante de órganos sólidos

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

El trasplante de córnea es la forma más común de trasplante de órganos en los Estados Unidos, con entre 45,000 y 55,000 procedimientos realizados cada año. Si bien existen varios modelos animales para este procedimiento y los ratones son la especie que se utiliza con mayor frecuencia. Las razones para el uso de ratones son el costo relativo del uso de esta especie, la existencia de muchas cepas genéticamente definidas que permiten el estudio de las respuestas inmunes y la existencia de una amplia gama de reactivos que se pueden usar para definir aún más las respuestas en esta especie. Este modelo se ha utilizado para definir los factores en la córnea que son responsables del estado de privilegio inmune relativo de este tejido que permite a los aloinjertos corneales sobrevivir al rechazo agudo en ausencia de terapia inmunosupresora. También se ha utilizado para definir aquellos factores que son más importantes en el rechazo de tales aloinjertos. En consecuencia, gran parte de lo que sabemos sobre los mecanismos de aceptación y rechazo del aloinjerto corneal se debe a los estudios que utilizan un modelo murino de trasplante de córnea. Además de describir un modelo de rechazo agudo del aloinjerto corneal, también presentamos por primera vez un modelo de rechazo tardío del aloinjerto corneal.

El modelo murino de trasplante de córnea ha sido utilizado durante más de 20 años con éxito para caracterizar los mecanismos tanto de rechazo del aloinjerto corneal 19-23 y la aceptación del aloinjerto de la córnea 13, 15,16,18, 24-27. Este modelo se utilizó para establecer la importancia de la expresión de FasL en la aceptación del aloinjerto corneal, en que los animales que carecen de FasL no fueron capaces de aceptar aloinjertos de córnea 15. También se ha utilizado para demostrar que...

ratones se han utilizado como modelo para estudiar muchas formas de trasplante, incluido el trasplante de córnea. En este informe describimos un modelo murino para el trasplante de córnea tanto agudo como tardío.

Murino Trasplante corneal: un modelo para estudiar la forma más común de trasplante de órganos sólidos

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

El objetivo general del siguiente procedimiento es introducir un modelo para el rechazo agudo del aloinjerto corneal. Esto se logra extirpando primero la córnea del donante. Los siguientes pasos del procedimiento son preparar el lecho de injerto del receptor y suturar la córnea del donante en su lugar.A continuación, se comprueba la integridad del injerto y, si no hay fugas, se sutura el párpado para cerrarlo. Después de una semana, se evalúa la opacidad del injerto corneal para medir el rechazo del aloinjerto. En última instancia, el modelo puede ser utilizado, puede probar una variedad de estrategias terapéuticas para definir los factores más importantes relacionados con el rechazo del aloinjerto de los trasplantes de órganos sólidos.El trasplante de córnea es el más común en los Estados Unidos. Hay varios modelos animales disponibles para este procedimiento, pero los ratones son los más utilizados. Este modelo se ha utilizado para definir los factores, que implican tanto el rechazo como la aceptación del trasplante de córnea.Después de anestesiar a los ratones donantes y receptores y confirmar sus estados anestesiados con un pellizco en el dedo del pie, aplique un ungüento lubricante puro en los ojos que no se están sometiendo a cirugía. A continuación, asegure la cabeza con el ojo del donante en posición horizontal a un soporte resistente y móvil con una tira de cinta adhesiva a través del cuello. Ahora, usando una púa de dos milímetros de diámetro cuya punta se tiñó con azul de metilo, delinee el sitio central del injerto de córnea.Luego, con una hoja de cuchillo oftálmico de 15 grados, penetre en la córnea para ayudar a evitar daños en el cristalino subyacente. Inyecte la solución viscoelástica en la cámara anterior para que la cámara se vuelva más profunda. Ahora extirpe el injerto de donante con tijeras Venice y transfiera el injerto a un plato de HBSS en hielo hasta su uso para lograr madres, administre un par de gotas de 1% tpic aide y 2.5% de clorhidrato de efrin en el ojo receptor.Luego, con una púa de 1,5 milímetros, delinee el sitio del injerto como se describió anteriormente, usando una hoja de cuchillo oftálmico de 15 grados, penetre en la córnea e inyecte una solución viscoelástica en la cámara anterior para profundizarla. Con el fin de mantener el espacio entre la córnea del donante y el cristalino, se reduce la posibilidad de daño al cristalino subyacente y al endotelio del donante. Con las tijeras Venice, retire el botón corneal central delineado del recipiente y deséchelo.Agregue medio viscoelástico al área desocupada por la extracción del botón corneal para proteger las células endoteliales de la córnea del daño por contacto directo con el cristalino. Ahora coloque la córnea del donante sobre el lecho de injerto con micropinzas de punta súper fina. Coloque el primer bocado de sutura de nailon 11.0 en el lado del donante a través de la córnea del donante hasta aproximadamente el 90% del grosor completo.Luego al lado del receptor a la misma profundidad, luego amarre. Continúe asegurando la córnea trasplantada usando suturas interrumpidas de cardinal medio. Todo lo que se necesita es un total de ocho a 10 suturas.Ahora reforme y lave la cámara anterior con una inyección de solución salina. Alternativamente, inyecte aire en la cámara anterior para reformarla. Después de la inyección, pruebe suavemente la integridad del injerto con una esponja de celulosa.Por último, evalúe el ojo. Determine si la pupila redondeada y si la cámara anterior parecen normales. Si el injerto parece bueno, aplique una pomada antibiótica y, opcionalmente, cierre el párpado con sutura de seda 7.0 en el postoperatorio.Monitoree al ratón hasta que esté completamente despierto y luego continúe observándolo en su jaula doméstica durante dos días. Retirar las suturas del ratón anestesiado entre cuatro y siete días después de la operación. Después de retirar las suturas, observe al ratón durante varios días.Usando una escala de opacidad, evalúe cada córnea con una puntuación de cero a cinco. Un cero indica que no hay opacidad. Una puntuación de uno corresponde a una opacidad superficial mínima.Una puntuación de dos indica una opacidad de leve a profunda con una pupila subyacente discernible. Y el iris un signo una puntuación de tres a las córneas con opacidad estromal en la que el iris no se puede ver en detalle con la excepción de los márgenes de la pupila. Si hay una opacidad estromal densa y no se pueden ver estructuras subyacentes, asigne al injerto una puntuación de cuatro.Si hay una opacidad completa con edema estromal intenso y tanto la pupila como el iris están completamente oscurecidos, entonces puntúe el injerto con un cinco. El protocolo de texto también sugiere una escala de cero a ocho en la infiltración de vasos sanguíneos. Se puede realizar una amplia variedad de manipulaciones utilizando el modelo de injerto.Por ejemplo, las células del bazo se pueden agregar a la cámara anterior del ratón donante. Después de que el donante sea sacrificado, extraiga el bazo y transfiéralo a un colador de células usando un émbolo de jeringa de tres mililitros, rompa el bazo, luego lave las células del bazo en 10 mililitros de HBSS, vuelva a suspender las células lavadas en 10 mililitros de HBSS y cuente las células con un hemocímetro. Mantenga las celdas a temperatura ambiente hasta que se usen más tarde.Antes de realizar el trasplante de córnea, inyecte las células en la cámara anterior del ojo contralateral utilizando un microscopio de disección, inyecte 1 millón de células de bazo en cinco microlitros de HBSS con una aguja de calibre 33. El modelo se utilizó para probar si la tolerancia sistémica de las células T de aloantígeno a los aloantígenos expresados por el aloinjerto de córnea del donante podría mejorar la supervivencia del injerto. Los ratones BC fueron tolerados a los antígenos C 57 negro 10 allo mediante la inyección de células de bazo B 10 en la cámara anterior.Esto no mejoró la aceptación del aloinjerto corneal. Los estudios demuestran que el establecimiento de la tolerancia específica del antígeno al antígeno alo, medido por las respuestas de DTH, no afecta el resultado de los aloinjertos cutáneos o corneales. Un estudio similar mostró que cuando se estableció la tolerancia a la DTH en ratones BAB c hacia los antígenos B 10 alo, el injerto de piel que preservaba algunos o todos los antígenos B 10 allo no aumentó la supervivencia.Por lo tanto, el intestino C con DTH específico de antígeno establecido no se benefició de manera medible de los aloinjertos corneales o cutáneos. Como se puede ver en el experimento de hoy, el trasplante de córnea es un procedimiento técnicamente desafiante. Sin embargo, este es el mejor modelo para estudiar las celdas y los factores que determinan el éxito o el fracaso del gráfico.

murine-corneal-transplantation-model-to-study-most-common-form-solid

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

El modelo de trasplante de corazón murino de cuello uterino es muy adecuado para inmunológica así como estudios de la lesión de reperfusión de isquemia. Hemos modificado el procedimiento utilizando una técnica de manguito no sutura y realizado más de 1.000 trasplantes de éxito con este enfoque.  En esto, proporcionamos detalles adicionales de esta técnica para complementar el vídeo.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

Aquí, presentamos un protocolo para estudiar la inmunología del rechazo. El modelo quirúrgico presentado reporta un tiempo quirúrgico corto y una técnica concisa. Dependiendo de la combinación de cepa donante-receptor, el riñón trasplantado puede desarrollar rechazo celular agudo o daño crónico del injerto, definido por fibrosis intersticial y atrofia tubular.

Ratón Trasplante de Riñón: Modelos de rechazo del aloinjerto

Para estudiar el alotrasplante combinado de órganos sólidos y compuesto vascularizado, describimos un nuevo modelo heterotópico de trasplante de pared torácica, timo y corazón heterotópico en bloque en ratones utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Este modelo novedoso para posterior trasplante ortotópico extremidad en el ratón, la aplicación de una técnica de manguito no de sutura para la anastomosis super-microvascular, proporciona una herramienta poderosa para la investigación inmunológica in vivo mecanicista relacionada con alotrasplante compuesto vascularizado (VCA).

Ortotópico de la extremidad posterior de trasplante en el ratón

Murino de trasplante de todo el espesor de la piel es un modelo bien establecido para estudiar el rechazo en un entorno aloinmune. A continuación, ofrecemos un tutorial de cada paso que participan en la realización de un c BALB / -&gt; C57BL 6 trasplante de piel / de espesor total.

Murino de grosor completo Trasplante de Piel

Aquí, se presenta un protocolo paso a paso para la preparación y el cultivo de botones corneales divididos porcinos. Como este modelo de cultivo de órganos típicamente cultivado organomuestra tasas de mortalidad celular en un plazo de 15 días, comparables a las córneas de donantes humanos, representa el primer modelo que permite el cultivo a largo plazo de córneas no humanas sin añadir dextran tóxico.

Un modelo de cultivo de órgano endotelial Corneal porcino usando botones de córnea divididos

El presente trabajo describe una técnica modificada para el trasplante cardíaco vascularizado heterotópico con técnica aséptica actualizada, analgesia y anestesia.

Un protocolo modificado de trasplante de corazón heterotópico murino que coincide con los estándares contemporáneos de técnica aséptica, anestesia y analgesia

Este protocolo presenta un abordaje transescleral transpupilar guiado por visión para administrar de forma segura y precisa injertos celulares subretinianos, con una baja tasa de complicaciones quirúrgicas, en receptores de ratón con o sin degeneración retiniana.

Trasplante transescleral guiado por transpupilar de injertos subretinianos en un modelo de ratón con degeneración retiniana

Este estudio establece dos modelos estandarizados de xenotrasplante murino para replicar específicamente el rechazo celular agudo y el rechazo agudo mediado por anticuerpos. Estos modelos sirven como una plataforma fiable para investigar los mecanismos del rechazo inmune de xenoinjertos, evaluar estrategias inmunosupresoras y avanzar en la investigación preclínica en xenotrasplantes.

Un modelo murino estandarizado con un flujo de trabajo de tres personas para estudiar el rechazo celular agudo y mediado por anticuerpos en xenotrasplantes

Este protocolo presenta una técnica simplificada de anastosis de sutura extremo a lado para el trasplante de corazón cervical murino, proporcionando un modelo robusto y reproducible para estudiar la inmunología de trasplantes.

Trasplante cardíaco heterotópico de ratón cervical utilizando la técnica de anastomosis de extremo a lado para estudiar la inmunología del trasplante

Aprende el trasplante de córnea murino para estudiar el rechazo de aloinjertos en inmunología. Este modelo permite evaluar la integridad del injerto y probar estrategias terapéuticas.

Murino Trasplante corneal: un modelo para estudiar la forma más común de trasplante de órganos sólidos

Explorar más videos