Name: Microelectrodos guiada implantación de electrodos en el Subtalámico Núcleo de ratas de largo plazo estimulación cerebral profunda (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Aprende a implantar microelectrodos en el núcleo subtalámico de ratas usando microregistro para localización precisa. Este método permite la estimulación cerebral profunda a largo plazo con alta exactitud.

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Deseamos agradecer al Sr. Wabbel por preparar los cables y al Sr. Tietsch por construir los tapones y las jaulas de acuerdo con nuestros planes. Este trabajo fue apoyado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). Felix Fluri es becario del Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), Clínicas Universitarias de Würzburg, Alemania.

Los experimentos con animales fueron aprobados por la Universidad de Würzburg y las autoridades estatales legales (Baja Franconia, número de homologación: 54-2531.01-102 / 13) y realizado de acuerdo con las recomendaciones para la investigación en el accidente cerebrovascular experimental estudia 17 y la corriente de Investigación de Animales: Notificación de En Vivo Directrices Experimentos (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines). 1. Anestesia <ol><li> Compruebe el sistema de anestesia para garantizar cantidades adecuadas de suministro de gas (oxígeno) y el isoflurano durante la duración del procedimiento. Conecte el cono de nariz con la barra incisivo del instrumento estereotáxico y poner la barra de incisión en -3.3 mm. </li><li> Encienda el suministro de gas (2 l / min). Coloque la rata en una caja y sellar la parte superior. Encienda el vaporizador isoflurano al 3,5%. </li><li> Cuando la rata es reclinada, conmutar el sistema de modo que el gas anestésico fluye hacia el cono de nariz que se fija a la barra de incisión. </li><li> Retire la rat de la cámara de caja y afeitar el área entre las orejas y los ojos; utilizando un bastoncillo de algodón empapado con Jodosept PVP, limpiar la zona afeitada para quitar cualquier pelo suelto. </li><li> Coloque la rata en el cono de nariz (Figura 1) y continuar la anestesia con isoflurano 2,5% en O 2 (1 L / min). Compruebe el nivel de anestesia pellizcando la zona interdigital. Si la rata se anestesia adecuada, los reflejos defensivos son abolidos (es decir, la retirada de los pies). </li><li> Monitorear la respiración y la respuesta a la estimulación durante el procedimiento y ajustar el vaporizador según sea necesario. </li><li> Aplique un ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad mientras que bajo anestesia. Controlar y mantener la temperatura corporal a 37 ± 0,5 ° C por un sistema de calefacción de retroalimentación controlada. </li></ol> 2. Cirugía <ol><li> Mantenga el campo quirúrgico estéril durante toda la cirugía. Una vez que las manos del cirujano son estériles y el campo operatorio es estéril, mover sólo carefully y recordar para no romper la esterilidad. Esto incluye tener también un campo estéril (es decir, cortinas impermeables estériles) en el que uno puede establecer instrumentos. </li><li> Inyectar 0,2 ml por vía subcutánea en la mepivacaína el centro de la zona afeitada. La mepivacaína es un anestésico local que tiene una duración de acción de hasta 3 hr. Será más anestesiar el área quirúrgica. </li><li> Usando un bisturí, hacer una incisión en la línea media de inicio entre las orejas y se extiende hacia 2 cm. Asegúrese de que el periostio (membrana brillante bajo la piel) también se realiza una incisión. Exponer el cráneo con cuatro abrazaderas (Figura 2). </li><li> El uso de un bastoncillo de algodón, retire suavemente el periostio hasta que se exponen las suturas coronal y sagital; a partir de entonces, restañar la sangre con un algodón. </li><li> Determinar las coordenadas del bregma utilizando una aguja fijada en un soporte de la sonda, y luego marcar la punta de la aguja con un rotulador negro. Utilizando el anterior / posterior (AP), la línea media / lateral(ML) y los tornillos (DV) de accionamiento dorsoventral, coloque la punta de la aguja directamente sobre el bregma. </li><li> Tome la AP y ML lecturas de la escala vernier: restar 3,6 mm de la lectura AP y 2,5 mm de la lectura ML para la implantación de electrodos en el STN derecha, o añadir 2,5 mm para la implantación de electrodos en el STN izquierda. Esta posición estará marcado por el tinte del rotulador después de bajar la punta de la aguja a la superficie del cráneo. </li><li> Sujete el taladro dental en el soporte de la sonda grande del instrumento estereotáxico. Mueva el taladro dental a la superficie calculada - es decir, el punto marcado en el cráneo. Mirando a través del microscopio, perforar un agujero (diámetro de aproximadamente 1 mm) a través del cráneo hasta la duramadre es visible (el cráneo es de aproximadamente 1 mm de espesor). Repliegue la duramadre utilizando pinzas de micro-disección o una aguja estéril. La duramadre es lo suficientemente fuerte como para destruir la punta del electrodo. </li><li> Perforar un agujero con el taladro dental en cada escama frontal, y en el interparietal squama opuesta al agujero electrodo. Desconecte el titular de la sonda del instrumento estereotáxico. No taladre en una sutura del cráneo como vasos venosos siguen las suturas bajo el cráneo. </li><li> Atornillar un tornillo de hueso en cada uno de los cinco agujeros. Evite enhebrar los tornillos en las zonas profundas. Para tornillos de acero inoxidable (M1.6), 2-3 vueltas de tuerca llevará a cabo de manera adecuada el tornillo sin poner presión sobre el cerebro. El número de vueltas dependerá del paso del tornillo. Fije el soporte de la sonda con el electrodo en el micromanipulador (Figura 3). </li><li> Utilizando los tornillos de la unidad de AP, ML y DV, mueva el soporte de la sonda con el electrodo hasta que la punta está casi tocando el bregma. Tenga en cuenta las lecturas de la escala vernier AP, ML y DV en el bregma. Cuando se realizan las lecturas, elevar el electrodo de unos pocos milímetros para evitar que el electrodo de raspar el cráneo durante el movimiento. Para determinar las coordenadas de la posición en la que el electrodo tiene que ser insertado enal agujero, añada 3,6 mm a la lectura AP y añadir (o restar) 2,5 mm a la lectura ML. </li><li> Con los tornillos de accionamiento AP y ML, mover el electrodo a la posición calculada. En este punto, la punta del electrodo debe estar situado directamente sobre el agujero perforado electrodo. Entonces, mirando a través del microscopio, bajar el electrodo al nivel de la duramadre (Figura 4). Este nivel sirve como nivel cero en la dirección DV. A partir de entonces, inserte suavemente la punta del electrodo en el cerebro mirando a través del microscopio. </li><li> Conectar el pasador de electrodo al conector del sistema de grabación. Ponga una jaula de Faraday (o sustituirlo con papel de aluminio) sobre la rata en el instrumento estereotáxico (Figura 5). Conecte a tierra el instrumento estereotáxica con el contrapeso de la habitación que se está trabajando en. </li><li> Inicie el sistema de grabación. Si está disponible, también utilizar un altavoz para obtener una señal acústica de las descargas / bálsamos de unidades individuales durante advancing electrodo. </li><li> Lentamente insertar el electrodo en el cerebro mediante el registro de la actividad eléctrica durante el avance del electrodo. A una profundidad de entre 7,5 y 8,1 mm desde la duramadre, la actividad eléctrica específica de la STN es generalmente detectable (Figura 6). 18: La actividad típica de neuronas en el STN se caracteriza por un patrón de disparo irregular y una alta tasa de disparo (40,9 ± 12,9 Hz de frecuencia media). </li><li> Durante la grabación, la anestesia reducir tanto como sea posible (por ejemplo, a 0,8 a 1,0%); animales anestesiados con bajas muestran una actividad cerebral eléctrica más clara. </li><li> Hisopo basura cualquier sangre o líquido cefalorraquídeo que se desplaza en la superficie del cráneo al bajar el electrodo. </li><li> Mezcle una pequeña cantidad de cemento dental y aplicarlo alrededor del electrodo y alrededor de cuatro de los cinco tornillos con una pequeña espátula (Figura 7). El quinto tornillo se utiliza para fijar el cable a tierra de la clavija. </li><li> Desconectar el pasador de electrodo de la pinza portaelectrodos y el conector del sistema de grabación cuando el cemento dental es fijo. </li><li> Aflojar el tornillo que no se fija con cemento dental. Ponga el tapón en el pasador de electrodo. Fije el cable de tierra de la clavija con el quinto tornillo (Figura 8). </li><li> Mezcle cemento dental y aplicarlo alrededor del tapón. Como el cemento se espesa, moldearla alrededor del tapón para formar una tapa. Evite los bordes afilados del cemento dental que puede dañar al animal y eliminarlos durante el endurecimiento (Figura 9A y B). </li><li> Desbride bordes de la herida y cerca de ellos con una sutura en la parte delantera y detrás de la tapa. Desinfectar los bordes de la herida. </li><li> Conecte el enchufe de la cabeza al cable que se fija sobre un pivote. Retire la rata del instrumento estereotáxico. </li><li> Aplicar tramadol (12,5 mg / kg, por vía intraperitoneal) en el final de la intervención y luego una vez al día durante 2-3 días. Coloque la rata en una jaula limpia con Thermal apoyo, fijar la pieza giratoria en esta jaula (Figura 10) e inspeccione cuidadosamente durante 1 hora. </li><li> No deje a un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. No devuelva un animal que se ha sometido a una cirugía para la compañía de otros animales hasta que se recupere totalmente. </li></ol> 3. Estimulación <ol><li> Determinar la resistencia en el animal antes de la estimulación utilizando un medidor de impedancia. </li><li> Conectar el enchufe del eslabón giratorio con un alambre y los tapones en el otro extremo del alambre con la salida de corriente y la salida para el cable de tierra del estimulador. Conecte el estimulador con un ordenador con el fin de programar el estimulador. </li><li> Elija los parámetros de estimulación en el programa; por ejemplo, los parámetros utilizados en la enfermedad de Parkinson son la longitud de pulso: 60 microsegundos; Frecuencia: 130 Hz. Estimular la rata con una amplitud de la corriente cada vez mayor hasta que se reconocen discinesia. Reducir ªe intensidad eléctrica en un 10-20% por debajo de la intensidad que provocó discinesia o hasta que desaparezcan los signos neurológicos y el animal es cómodo. Pulsos rectangulares monofásicos se utilizaron en este estudio. </li><li> Después de completar el experimento, la eutanasia a los animales con isoflurano: Ajuste el caudal isofurane o concentración de 5% o más. Continúa la exposición isoflurano hasta 1 minuto después de la respiración se detiene. </li></ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

<html> Este estudio presenta un conjunto paso a paso las instrucciones para la implantación de un electrodo monopolar crónica en el STN de ratas. Aunque electrodos de tungsteno con baja impedancia se utilizan a menudo para DBS 18,19, un electrodo monopolar de platino / iridio (Pt / Ir) fue empleado que tenía una impedancia de aproximadamente 1 MW. Electrodos de Pt / Ir también se utilizan en pacientes con la enfermedad de Parkinson debido a sus propiedades favorables: demuestran la erosión mínima 20...

La estimulación cerebral profunda (DBS) es un tratamiento basado en la entrega de los impulsos eléctricos a través de electrodos implantados en las estructuras cerebrales específicas, tales como el globo pálido interno globus 1, el núcleo subtalámico (STN) 2-4 o el tálamo ventral intermedio 5. En las dos últimas décadas, este tratamiento se ha establecido como una herramienta terapéutica potente para la enfermedad de Parkinson 1 - 4, distonía 6 y el temblor 7, y también se utiliza para modular el dolor crónico 7, trastornos psiquiátricos (por ejemplo, trastorno obsesivo-compulsivo 8, depresión mayor 9) o epilepsia intratable 10,11. Además, DBS podría, en un futuro, convertirse en una opción de tratamiento para la hipertensión arterial refractaria 12 o hipotensión ortostática 13. Los mecanismos fisiológicos que subyacen a los efectosde DBS siguen siendo poco conocidos. Los estudios realizados en roedores anestesiados han proporcionado información sobre las respuestas neuronales a la estimulación de alta frecuencia que imitan clínicamente aplica DBS 14. Sin embargo, estos estudios no sólo carecen de corroboración del comportamiento del efecto DBS, pero también dan lugar a una considerable variabilidad en función de los parámetros de estimulación aplicada 14. Para investigar más concisa los efectos conductuales y mecanismos subyacentes de DBS en roedores conscientes, se necesita una estimulación configuración que cumple con los requisitos específicos. DBS se utiliza principalmente como un tratamiento a largo plazo (por ejemplo, enfermedad de Parkinson, el dolor crónico). Por lo tanto, la estimulación configuración en roedores debe ser diseñado de modo que la unidad consta de un electrodo con un enchufe, así como un cable desde el enchufe a un estimulador externo; y esta unidad debe ser ligero pero irrompible cuando se fija en el cráneo. Por otra parte, la libertad de movimiento es indispensable para ratas durante STIMULAción durante un período prolongado. Las estructuras diana de DBS son pequeñas; Por ejemplo, el STN en ratas tiene una longitud de 1,2 mm y un volumen de 0,8 mm 3,15. Por lo tanto, los electrodos deben estar diseñados de tal manera que el núcleo no está lesionada durante la inserción y la orientación necesidades para ser precisos. Como la mayoría de los estudios llevados a cabo en roedores DBS han utilizado señal basada en la inserción estereotáxica del electrodo a la estructura de destino, la tasa de error puede ser relativamente alta, incluso cuando se utilizan las coordenadas de acuerdo con Paxinos y Watson 16. Esto se traduce en un mayor número de animales necesarios para llegar a un resultado estadísticamente significativo. En el presente estudio se introduce una técnica de implantación de electrodos, que se dirige a la STN con gran precisión mediante el uso de un sistema microrregistro mientras se avanza en el electrodo. Además, un sistema de estimulación se presenta que no sólo permite un alto grado de movilidad para el animal estimulado pero también garantiza stimulati continuaen medio de una fijación segura del cable de estimulación (que está protegida por un resorte de acero inoxidable) en la cabeza de la rata.

<table><tbody><tr><td>Electrodo Pt/Ir</td><td>FHC Inc.</td><td>UE</td><td>Hecho a medida: Especificación:</td></tr><tr><td>UEPSEGSECN1M Enchufes</td><td>GT Labortechnik (Arnstein/Alemania)</td><td></td><td>A medida</td></tr><tr><td>Cabezal de clavija</td><td>DISTRELEC</td><td>143-95-324</td><td>de una fila, 90&deg; 1x3 datamate, Tipo M80-8420342</td></tr><tr><td>Zócalo</td><td>DISTRELEC</td><td>143-95-621</td><td>de una fila, recto de 2 mm de poste n.º 1 x 3 datamate, Tipo M80-8400342</td></tr><tr><td>Muelle de acero inoxidable</td><td>Plásticos ONE</td><td>SS0102</td><td>Parte-#: .120 X .156 ID del resorte (mm): 3.0&nbsp; Diámetro exterior del muelle (mm): 4,0</td></tr><tr><td>Cemento dental/Paladur</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>64707938</td><td>Líquido, 500 ml</td></tr><tr><td>Cemento dental/Paladur</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>64707954</td><td>Polvo, rosa, 500 g</td></tr><tr><td>Tornillo de cabeza</td><td>Hummer & Reiss</td><td>V2ADIN84 M1.6x3</td><td></td></tr><tr><td>Jodosept PVP</td><td>Vetoquinol</td><td></td><td>435678/E04</td></tr><tr><td>Mepivacaína 1%</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td>PZN03338515</td></tr><tr><td>Epinefrina</td><td>Sanofi-Aventis</td><td></td><td>PZN00176118</td></tr><tr><td>Clorhidrato de Tramadol</td><td>Rotexmedica</td><td></td><td>38449.00.00</td></tr></tbody></table>

microelectrodos guiada implantación de electrodos en el subtalámico núcleo de ratas de largo plazo estimulación cerebral profunda

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

La estimulación cerebral profunda (DBS) es una terapia ampliamente utilizado y efectivo para varios trastornos neurológicos, como la enfermedad, la distonía o temblor de Parkinson idiopática. DBS se basa en el suministro de estímulos eléctricos a lo profundo estructuras anatómicas específicas del sistema nervioso central. Sin embargo, los mecanismos subyacentes el efecto de DBS siguen siendo enigmática. Esto ha dado lugar a un interés en investigar el impacto de DBS en modelos animales, especialmente en las ratas. Como DBS es un tratamiento a largo plazo, la investigación debe centrarse en los cambios moleculares genéticos de los circuitos neuronales que se producen varias semanas después de DBS. A largo plazo DBS en ratas es un reto porque las ratas se mueven alrededor de su jaula, lo que causa problemas en mantener en su lugar el cable que va desde la cabeza del animal al estimulador. Además, las estructuras diana para la estimulación en el cerebro de rata son pequeñas y por lo tanto los electrodos no pueden ser fácilmente colocados en la posición requerida. Así, una puesta a punto para larga duración STIMULAción de ratas utilizando electrodos de platino / iridio con una impedancia de aproximadamente 1 MW fue desarrollado para este estudio. Un electrodo con estas especificaciones permite no sólo la estimulación adecuada, sino también la grabación de las estructuras cerebrales profundos para identificar el área objetivo para DBS. En nuestra puesta a punto, un electrodo con un enchufe para el cable se ha incrustado en el cemento dental con cuatro tornillos de anclaje garantizados en el cráneo. El cable desde el enchufe para el estimulador estaba protegido por un resorte de acero inoxidable. A giratoria se conecta al circuito para evitar que el alambre se enrede. En general, esta estimulación configuración ofrece un alto grado de movilidad libre para la rata y permite que el tapón de cabeza, así como la conexión del cable entre el enchufe y el estimulador, para retener la fuerza de larga duración.

La implantación de un electrodo dentro de la STN de una rata utilizando un sistema de grabación - tal como se presenta aquí - es un procedimiento eficaz y preciso para DBS que tarda aproximadamente 1 hr por animal. Este modelo es un procedimiento bastante menor: de cada 10 ratas sometidas a cirugía, todos sobrevivieron a la intervención. Veinticuatro horas después de la intervención, el estado de cada rata se monitorizó y ningún animal logra más de 1 de 3 puntos según el código de gravedad. Durante el período de estimul...

Se describe un método para implantar electrodos en el núcleo subtalámico (STN) de ratas. Se logró una mejor localización del STN mediante el uso de un sistema de micrograbación. Además, se presenta una configuración de estimulación que se caracteriza por conexiones duraderas entre la cabeza del animal y el estimulador.

Microelectrodos guiada implantación de electrodos en el Subtalámico Núcleo de ratas de largo plazo estimulación cerebral profunda

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

El objetivo general de este procedimiento es realizar una implantación guiada por grabación de microelectrodos en el núcleo subtalámico de ratas y, posteriormente, una estimulación a largo plazo de este núcleo. Esto se logra primero perforando un orificio para el electrodo a través del cráneo expuesto. El segundo paso consiste en avanzar el electrodo a través del orificio hacia el cerebro, y simultáneamente registrar la actividad eléctrica en diferentes regiones del cerebro hasta que se detecte la actividad específica del STN.A continuación, se fija el electrodo aplicando cemento dental alrededor del vástago del electrodo, y se conecta el conector craneal al pin del electrodo. El paso final consiste en fijar el conector con cemento dental y conectarlo al cable que lleva al estimulador. Finalmente, el cerebro obtenido se corta en secciones de ocho micrones de grosor y se tiñe con hemat, toin y eoin para demostrar que la punta del electrodo está colocada en el núcleo subtalámico.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la implantación ciega de electrodos es que la implantación guiada por grabación de microelectrodos mejora el posicionamiento en el núcleo subtalámico con alta precisión. Los experimentos en animales fueron aprobados por la Universidad de Burg y las autoridades estatales competentes, y se realizaron de acuerdo con las recomendaciones para la investigación en estudios experimentales de accidente cerebrovascular y con las directrices actuales para la presentación de experimentos en animales in vivo. Las directrices comienzan por anestesiar la rata en una cámara de inducción con aire suministrado a dos litros por minuto y isoflurano al 3,5 %. Retire la rata de la cámara de inducción y afeite la zona entre las orejas y los ojos. Utilice una torunda de algodón empapada con solución antiséptica para limpiar la zona afeitada.Para eliminar cualquier pelo suelto, cambie el flujo de aire hacia el cono nasal y ajuste la anestesia a 2,5 % de isoflurano administrado a un flujo de un litro por minuto. Coloque la rata en el cono nasal y colóquela en el marco estereotáxico. Verifique el nivel de anestesia pellizcando el área interdigital.Si la rata está adecuadamente anestesiada, los reflejos defensivos se suprimen. Aplique pomada oftálmica en los ojos para prevenir la sequedad durante la anestesia. Monitoree y mantenga la temperatura corporal de la rata a 37 grados Celsius.Injecte 0,2 mililitros de mepivacaína subcutáneamente en el centro del área afeitada para anestesiar la zona quirúrgica, asegurando la esterilidad a partir de este momento. Utilice un escalpelo para realizar una incisión media que comience entre las orejas y se extienda hacia delante unos dos centímetros. Asegúrese de que también se incise el periostio y luego exponga el cráneo con cuatro pinzas.Utilice un bastoncillo de algodón para retirar suavemente el periostio hasta que queden expuestas las suturas coronal y sagital. Absorba cualquier sangre con algodón. Coloque una aguja en un soporte de sonda y marque luego la punta de la aguja con un rotulador de punta de fieltro negro.Utilizando los tornillos de fijación laterales anteroposteriores y dorsoventrales, coloque la punta de la aguja directamente sobre el bgma. Tome las lecturas de las escalas anteroposterior y lateromedial.Reste 3,6 milímetros de la lectura AP y 2,5 milímetros de la lectura ML para la implantación del electrodo en el STN derecho. Baje la punta de la aguja hasta la superficie del cráneo para marcar el sitio de inyección con el tinte del rotulador, sujete el taladro dental al soporte grande del porta sondas del instrumento estereotáxico. Desplace el taladro dental al punto marcado en el cráneo y, mientras observa a través del microscopio, taladre un orificio de aproximadamente un milímetro de diámetro a través del cráneo hasta que sea visible la duramadre.Este es el orificio para el electrodo. Retraiga la duramadre utilizando pinzas de disección microquirúrgica o una aguja estéril, ya que la duramadre es lo suficientemente resistente como para dañar la punta del electrodo. Perfore un orificio con el taladro dental en cada escama frontal y en la escama parietal opuesta al orificio del electrodo.Posteriormente, taladre un orificio en cada escama interparietal. Enrosque un tornillo óseo en cada uno de los cinco orificios. Evite enroscar los tornillos demasiado profundo, ya que ejercerá presión sobre el cerebro.El número de vueltas dependerá del paso del tornillo. Aquí se utilizan de dos a tres vueltas de cada tornillo. Desconecte el soporte de la sonda del instrumento estereotáxico y sujete el soporte de la sonda con el electrodo en el micromanipulador.Utilizando los tornillos de avance medial-lateral (AP ML) y dorsal-ventral (DV), mueva el porta-probeta con el electrodo hasta que la punta esté casi tocando el bregma. Anote las lecturas de las escalas AP ML y DV en el bregma. Luego, eleve el electrodo unos milímetros para evitar que raspe el cráneo durante el movimiento.Para determinar las coordenadas de la posición donde se debe insertar el electrodo en el orificio, sume 3,6 milímetros a la lectura AP y sume 2,5 milímetros a la lectura ML. Utilizando los tornillos micrométricos AP y ML, mueva el electrodo a la posición calculada. En este momento, la punta del electrodo debe estar situada directamente sobre el orificio perforado para el electrodo.A continuación, mientras observa a través del microscopio, baje el electrodo hasta el nivel de la dura. Anote esto como cero en la dirección DV. Luego, inserte suavemente la punta del electrodo en el cerebro.Mientras observa a través del microscopio, conecte el pin del electrodo al conector del sistema de registro. Conecte a tierra el instrumento estereotáxico con el contrapeso de la habitación. Luego coloque una jaula de Faraday sobre la rata en el instrumento estereotáxico en lugar de una jaula de Faraday.También puede utilizar papel de aluminio como se muestra aquí, ya que su efecto es el mismo que el de una jaula de Faraday. Inicie el sistema de grabación si está disponible. Utilice un altavoz para obtener una señal acústica de las descargas de unidades individuales mientras avanza el electrodo.Inserte lentamente el electrodo en el cerebro mientras registra la actividad eléctrica durante la progresión del electrodo. Durante el registro, reduzca la anestesia lo más posible hasta 0,8 a 1 %, ya que los animales con menor anestesia muestran una actividad eléctrica cerebral más clara. La actividad eléctrica específica del STN generalmente es detectable a una profundidad de entre 7,5 y 8,1 milímetros desde la duramadre.La actividad típica de las neuronas en el NST se caracteriza por un patrón de disparo irregular y una frecuencia de disparo alta. Ahora, retire con un hisopo cualquier sangre o líquido cefalorraquídeo que se haya desplazado en la superficie del cráneo al bajar el electrodo, luego mezcle una pequeña cantidad de cemento dental y utilice una espátula pequeña para aplicarlo alrededor del electrodo y alrededor de cuatro de los cinco tornillos. Una vez que el cemento dental se haya endurecido, desconecte el pasador del electrodo del soporte del electrodo y del conector del sistema de registro.Luego desatornille el quinto tornillo que no fue fijado con cemento dental. Coloque el enchufe en el pasador del electrodo y fije el cable de tierra del enchufe con el cuarto tornillo. Aplique cemento dental alrededor del enchufe a medida que el cemento espese.Modele alrededor del tapón para formar una tapa. Evite los bordes afilados del cemento dental que podrían dañar al animal y elimínelos durante el endurecimiento. Desesbrine los bordes de la herida y ciérrelos con una sutura detrás de la tapa y desinfecte los bordes de la herida en la parte frontal.Conecte el enchufe del cable al cable fijo en un brazo giratorio. Luego retire la rata del instrumento estereotáxico y administre analgesia postoperatoria adecuada. 12.5 miligramos por kilogramo.Se utiliza tramadol en este caso. Coloque la rata en una jaula limpia con soporte térmico y fije el conector giratorio en esta jaula. Observe la recuperación del animal.Esta imagen muestra una sección de ocho micrómetros de grosor teñida con hematoxilina, toína y eosina, procedente de un animal sacrificado 14 días después del implante y de la estimulación continua, para visualizar la posición donde se ubicó la punta del electrodo. Una línea continua rodea el NTS. Se observa una pequeña lesión en el lugar donde estuvo ubicada la punta del electrodo durante un período de 14 días de estimulación.Vale la pena destacar que no se observa un canal de penetración del electrodo, lo que indica que el electrodo no altera el tejido circundante. Esta imagen muestra la misma región con mayor aumento. Se detectó un pequeño número de células inflamatorias alrededor de la lesión debido a la reacción del tejido cerebral a la punta del electrodo.Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en una hora y cuarto si se lleva a cabo correctamente.

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Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

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Fuente: Selvakumar, T., et al., Análisis de los cambios en la expresión génica en el hipocampo de la rata después de la estimulación cerebral profunda del núcleo talámico anterior. J. Vis. Exp. (2015)Este video demuestra el procedimiento para implantar electrodos en el cerebro de rata para aplicar estimulación cerebral profunda (DBS), que modula la actividad neuronal y mejora la comunicación con el hipocampo, apoyando la supervivencia neuronal y la neurogénesis.

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Microelectrodos guiada implantación de electrodos en el Subtalámico Núcleo de ratas de largo plazo estimulación cerebral profunda (Video) | JoVE Journal

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