Name: El aislamiento físico de endosporas de muestras ambientales por Targeted lisis de las células vegetativas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Aprende a aislar endosporas bacterianas de muestras ambientales mediante lisis selectiva de células vegetativas. Este método no destructivo permite estudios posteriores de cultivo y análisis molecular en microbiología.

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Los autores agradecen a la Fundación Nacional de Ciencia de Suiza para la Subvención No. 31003A-132358/1, 31003A_152972 y No. 151 948, y la Fundación Pierre Mercier pour la Ciencia.

1. Preparación de los productos químicos y equipo <ol><li> Hacer 500 ml de una hexametafosfato de sodio 1% (SHMP) (NaPO3) n solución y esterilizar en autoclave. </li><li> Esterilizar nitrocelulosa (NC) Filtros (tamaño de poro de 0,22 m, diámetro 47 mm) por autoclave en platos de cristal cerrado Petri. </li><li> Esterilizar filtros NC (tamaño de poro de 0,22 m, 25 mm de diámetro) en autoclave en platos de vidrio cerrado de Petri. </li><li> Pesar y anotar el peso en vacío de 50 ml tubos estériles (con tope a) (un tubo por muestra). </li><li> Preparar Tris-EDTA-buffer (tampón TE) 1x: hacer una solución de Tris 10 mM (tris (hidroximetil) aminometano) y EDTA 1 mM tampón. Ajustar el pH a 8 y esterilizar en autoclave. </li><li> Preparar la solución de lisozima (20 mg / ml) disolviendo 0,02 g de lisozima en 1 ml de tampón TE. Lo ideal es hacer fresco cada vez. Almacenar a 4 ° C durante no más de 1 semana. </li><li> Preparar la solución fisiológica disolviendo / L de cloruro de sodio 8 g(NaCl) en agua destilada. Esterilizar en autoclave. </li></ol> 2. Separación de la biomasa a partir de sedimentos <ol><li> Añadir 3 g de muestra de sedimento de tarados estéril tubos de 50 ml utilizando cucharas de metal con etanol flameado. Realice esto en una, UV esterilizada gabinete de bioseguridad limpia para evitar la contaminación. </li><li> Añadir 15 ml de una solución SHMP 1% estéril (autoclave) a la muestra usando una bureta graduada estéril. La solución SHMP también puede ser filtrada para evitar la contaminación. </li><li> Homogeneizar el sedimento y la solución SHMP con un dispersor líquido / homogeneizador (por ejemplo, homogeneizador Ultra-Turrax). 70% de etanol-esterilizar en autoclave o el rotor de dispersión antes de su uso. Ejecutar la homogeneización durante 1 min a 17.500 rpm. Dejar reposar la muestra durante 2 min y repetir la homogeneización durante 1 minuto a la misma velocidad del rotor. </li><li> Deje reposar la muestra durante 10 minutos. En este paso, las partículas más pesadas (minerales) se asentarán. Las células y los componentes orgánicos de la muestra sin embargo wenfermos permanecen en solución. Después, transferir la solución sobrenadante (que contiene la biomasa celular) en un tubo de 50 ml limpio, teniendo cuidado de no perturbar el pellet de sedimentos. </li><li> Para el sedimento sedimentos añadir de nuevo 15 ml de una (autoclave) Solución de SHMP 1% estéril usando una bureta graduada estéril. Luego repita los pasos 2.3 y 2.4. Esta repetición asegura la separación de la cantidad máxima de células y partículas orgánicas a partir del componente mineral del sedimento. El sobrenadante de esta segunda separación se puede fusionó con el sobrenadante de la primera separación. Nota: Los siguientes pasos se puede hacer todo en el sobrenadante (que contiene la biomasa celular). El componente mineral (pellet sedimentos) puede ser desechada. </li><li> Centrifugar la muestra a 20 xg durante 1 min. Este paso aumenta la fuerza g suficiente para resolver partículas minerales pequeñas mientras que el material de célula biológica aún permanece en solución. Después de la centrifugación, transferir la solución sobrenadante (que contiene la biomasa celular) en unalimpia tubo de 50 ml. Deseche el sedimento mineral. </li><li> Determinar el volumen final de la solución que contiene la biomasa pesando la muestra. La determinación del peso evita tener que transferir la muestra a un cilindro graduado y reduce el riesgo de contaminación. </li></ol> 3. Recolección de Biomasa en filtro de membrana <ol><li> Preparar unidad de filtración (por 47 mm de diámetro membranas) y la bomba de vacío. Esterilizar la unidad de filtración, ya sea en autoclave o (si vidrio Pyrex) rociándolo con etanol al 70% y en llamas con un mechero Bunsen. Deje que se enfríe antes de continuar con el protocolo. </li><li> Añadir membrana NC estéril para la unidad de filtración usando pinzas esterilizadas con etanol flameado. </li><li> Añadir la mitad de la muestra de sobrenadante (de la etapa 2.6) en la unidad de filtración de membrana y recoger las células en la membrana utilizando la bomba de vacío. </li><li> Cuando el líquido ha pasado totalmente a través del filtro, detenga la bomba de vacío y retire con cuidado la membrana utilizando ethanol-llama esterilizado fórceps. Colocar la membrana en una placa de Petri estéril. <ol><li> Cortar la membrana en un medio con unas tijeras esterilizadas con etanol flameado. Añadir cada medio de la membrana a un tubo de 2 ml separado. Una media de la membrana se utiliza para la extracción y el análisis de toda la comunidad bacteriana de ADN. El otro medio de filtro se almacenó a -80 ° C y sirve como una copia de seguridad. </li></ol></li><li> Coloque nueva membrana NC en la unidad de filtración y recoger biomasa a partir de la segunda mitad del volumen de la muestra (del paso 2.6) utilizando la bomba de vacío. </li><li> Cuando el líquido ha pasado totalmente a través del filtro, detenga la bomba de vacío y retire con cuidado la membrana utilizando pinzas esterilizadas con etanol flameado. Coloque toda la membrana en un tubo de 2 ml separado. Esta muestra se utiliza para el tratamiento para separar las endosporas a partir de células vegetativas. La muestra puede ser almacenada a -20 ° C hasta su uso. </li></ol> 4. La lisis de las células vegetativas <ol><li> Realizar eltratamiento para separar las endosporas de células vegetativas en la biomasa recogida previamente sobre una membrana de NC (paso 3.6). <ol><li> Si la membrana se congela, dejarlo a temperatura ambiente durante 10 minutos para descongelar. A continuación, coloque la membrana en una placa de Petri estéril y cortarla (aproximadamente 4 veces) en trozos más pequeños con unas tijeras esterilizadas con etanol flameado. A continuación, coloque todas las piezas del filtro de membrana en un tubo de 2 ml estéril. </li></ol></li><li> Añadir 900 l de TE (Tris-EDTA) tampón 1x (véase 1.5) al tubo que contiene la membrana muestra y mezclar a fondo por vórtice. En este paso, la biomasa se elimina de la membrana en la solución de tampón TE. </li><li> Colocar el tubo en una incubadora a 65 ° C durante 10 min y 80 rpm. Luego retire el tubo de la incubadora y deje que se enfríe durante 15 minutos. </li><li> Añadir 100 l de lisozima recién preparada (ver 1.5) para llegar a una concentración final de 2 mg / ml. No agregue la lisozima antes de la muestra se ha enfriado a 37 ° C, ya que esto podría degRade la enzima. </li><li> Incubar la muestra a 37 ° C durante 60 min y 80 rpm, las condiciones óptimas para la lisozima para lisar las células vegetativas. </li><li> Después de la lisis es completa, añadir 250 l de 3 N de hidróxido de sodio (NaOH) y 250 l de dodecilsulfato de sodio (SDS) solución al 6% a la muestra. Mediante la adición de esto, el volumen de la muestra llega a 1,5 ml y hay una concentración final de 0,5 N NaOH y la concentración final de 1% de SDS. </li><li> Incubar esta mezcla a TA durante 60 min y 80 rpm. Adición de la base y detergentes ayudará en la lisis celular final. La concentración de estos detergentes se ha optimizado para no dañar las endosporas, mientras que la lisis de las células vegetativas. </li><li> Preparar una unidad de filtración estéril que contiene membranas de 25 mm de diámetro por tratamiento en autoclave, o (si Pyrex vidrio) rociándolo con etanol al 70% y en llamas con un quemador Bunsen. Deje que se enfríe. </li><li> Coloque una membrana de 0,2 micras NC (25 mm de diámetro) en la unidad de filtración utilizando fórceps etanol llama esterilizados. &lt;/ li&gt; <li> Añadir la muestra a partir del paso 4.7 en la membrana y el filtrado del líquido utilizando la bomba de vacío. Cuando el líquido ha pasado a través, apague la bomba de vacío. En este paso, se retira el material de célula vegetativa lisadas, ya que no se retiene en la membrana. Sólo endosporas permanecerán en la membrana. </li><li> Añadir 2 ml de solución fisiológica estéril para lavar detergentes residuales y filtrar el líquido usando la bomba de vacío. </li><li> Cuando el líquido se filtra completamente, apague la bomba de vacío. Deja la membrana de la unidad de filtración. </li></ol> 5. El tratamiento DNasa Nota: Realice el tratamiento DNasa directamente en la membrana de filtro. Es importante que la unidad de filtración no se escapa y la bomba de vacío está apagado. <ol><li> Añadir 450 l de agua estéril, 50 l de tampón de reacción de DNasa (1x) y 0,5 l enzima DNasa directamente sobre la membrana de filtro y se deja reposar durante 15 minutos. Si es posible, hacer esto digestión en una habitación que es ligeramente guerramer que el promedio RT, ya que la enzima funciona mejor a temperaturas de 25 ° C y por encima. Nota: Mantener el quemador Bunsen a un lado la unidad de filtración también aumenta la temperatura y tiene la ventaja añadida de mantener estéril el entorno, por lo tanto menor riesgo de contaminación de las muestras. </li><li> Una vez finalizada la digestión DNasa, encienda la bomba de vacío para eliminar la enzima de la muestra. </li><li> Lavar la enzima residual mediante la adición y filtrado 1 ml de solución fisiológica. </li><li> Si el líquido ha pasado totalmente, apague la bomba de vacío y quitar la membrana de filtro que contiene endosporas usando pinzas estériles y colocarlo en una placa de Petri estéril. Nota: La muestra de endosporas separadas está ahora listo para el análisis de aguas abajo. Almacenar a -20 ° C si se utiliza para la extracción de ADN o, alternativamente, a 4 ° C si se utiliza para la germinación y el cultivo. </li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La resistencia de endosporas a factores fisicoquímicos agresivas externas (por ejemplo, la temperatura o detergentes) se utilizó para diseñar un método para separar las endosporas bacterianas de células vegetativas en muestras ambientales. Esta es la primera método integral para aislar endosporas a partir de muestras ambientales de una manera no destructiva. Los métodos anteriores para cuantificar, detectar o analizar endosporas en las muestras se basan en la medición de los proxies específicos para la...

El objetivo de este trabajo es proporcionar un protocolo para la separación de las endosporas bacterianas a partir de células bacterianas vegetativas en muestras ambientales. La formación de endosporas bacterianas es una estrategia de supervivencia, por lo general desencadenada por la inanición, que se encuentra en una serie de grupos de bacterias pertenecientes a la phylum Firmicutes 1. Bacterias que forman endosporas están bien estudiados, principalmente debido a que un número de cepas son patógenos y, por tanto, de importancia médica (por ejemplo, Bacillus anthracis o Clostridium difficile). Cepas ambientales de bacterias formadoras de endosporas se han aislado de prácticamente cualquier entorno (suelo, agua, los sedimentos, el aire, hielo, intestino humano, animales intestino, y más) 1-3. Por lo tanto, Firmicutes son el segundo phylum más abundante en las colecciones de cultivos 4. Debido a sus proteínas de la corteza externa y el núcleo de protección resistentes, endosporas pueden sobrevivir en condiciones ambientales extremas que van from desecación de alta radiación, temperaturas extremas y sustancias químicas nocivas 5. Este notable resistencia hace que sea un reto para extraer el ADN de las endosporas 6-8. Esto probablemente explica por qué se les ha pasado por alto en los estudios de secuenciación del medio ambiente 9,10. Otros métodos, tales como la orientación de endosporas en muestras ambientales por anticuerpos fluorescentes 11, la cuantificación de ácido dipicolínico (DPA) en el suelo 12 y el sedimento 13, citometría de flujo 14 o pasteurización y posterior cultivo de 15,16 se han utilizado para recuperar o cuantificar en endosporas muestras ambientales. En los últimos años, los métodos de extracción de ADN optimizada, así como cebadores moleculares específicos a secuencias diana de genes-endosporas específica se han desarrollado 10,17-20. Esto ha ayudado a revelar más biodiversidad en este grupo de bacterias 21 y también ha dado lugar a aplicaciones en la industria y la medicina para la detección de endosporas, Por ejemplo en la leche en polvo 19. El protocolo que aquí se presenta se basa en la diferencia de resistencia a las condiciones físico-químicas nocivas (como el calor y detergentes) de endosporas bacterianas en relación con las células vegetativas. Para destruir las células vegetativas en una muestra, que consecutivamente aplicar calor, lisozima y bajas concentraciones de detergentes. El tiempo y la fuerza de estos tratamientos han sido optimizados a fin de no destruir las esporas, pero para lisar todas las células vegetativas. Algunas células en una piscina de células del medio ambiente son más resistentes que otros, por lo que con el fin de aumentar la probabilidad de destruir todas las células vegetativas, se aplican tres tratamientos diferentes. La ventaja y novedad de este método es que las endosporas después del tratamiento están todavía intactos y pueden ser utilizados para otros análisis aguas abajo. Estos incluyen la extracción de ADN, PCR cuantitativa (qPCR) y amplificación o secuenciación metagenómica (dirigido específicamente al grupo de endosporas y por lo tanto la reducción dIVERSIDAD, al tiempo que aumenta la cobertura). Las endosporas también podrían utilizarse para el cultivo de aguas abajo o cuantificación por microscopía de fluorescencia, citometría de flujo, o detección de DPA. Una característica importante de este método es que mediante la comparación de una muestra no tratada con una muestra tratada, se puede deducir la cantidad y diversidad de endosporas en una muestra ambiental, además de la componente correspondiente a las células vegetativas.

<table><tbody><tr><td>Filtros de membrana de nitrocelulosa Whatman, 0.2 &#956; m tamaño de poro, 47 mm de diámetro</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WHA7182004 Aldrich&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Tris(hidroximetil)aminometano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>252859 Sigma-Aldrich</td><td>CAS 77-86-1</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E9884 Sigma-Aldrich</td><td>CAS&nbsp; 60-00-4&nbsp;</td></tr><tr><td>Lisozima de clara de huevo de gallina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>62971 Fluka</td><td>en polvo, CAS&nbsp; 12650-88-3&nbsp;</td></tr><tr><td>Homogeneizador Ultra-Turrax T18 basic</td><td>IKA</td><td>3720000</td><td></td></tr><tr><td>Portafiltros de vidrio para 47&nbsp; membranas mm, vidrio Pyrex</td><td>EMD Millipore</td><td>XX10 047 00</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de vacío para productos químicos</td><td>Millipore</td><td></td><td>WP6122050 220 V/50 Hz</td></tr><tr><td>Filtración de muestreo por colector para 25&nbsp; mm membranas</td><td>Millipore</td><td>1225 Colector de muestreo</td><td>polipropileno</td></tr><tr><td>Dnase</td><td>New England Biolabs</td><td>M0303S</td> NaOH <td>libre de rnasa</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5881 Sigma-Aldrich</td><td>CAS&nbsp; 1310-73-2&nbsp;</td></tr><tr><td>Dodecil sulfato de sodio (SDS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L3771 Sigma&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Filtros de membrana de nitrocelulosa Whatman, 0.2 &#956; m tamaño de poro, 25 mm de diámetro</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WHA7182002 Aldrich</td><td></td></tr></tbody></table>

el aislamiento físico de endosporas de muestras ambientales por targeted lisis de las células vegetativas

Physical Isolation of Endospores from Environmental Samples by Targeted Lysis of Vegetative Cells

La formación de endosporas es una estrategia de supervivencia encontrada entre algunas bacterias del filo Firmicutes. Durante la formación de las endosporas, estas bacterias entran en un estado de reposo morfofisiológico que mejora la supervivencia en condiciones ambientales adversas. A pesar de que las Firmicutes formadoras de endosporas son uno de los grupos bacterianos más frecuentemente enriquecidos y aislados en los estudios de cultivo, a menudo están ausentes de los estudios de diversidad basados en métodos moleculares. La resistencia del núcleo de esporas se considera uno de los factores que limitan la recuperación de ADN de las endosporas. Desarrollamos un método que aprovecha la mayor resistencia de las endosporas para separarlas de otras células en una comunidad microbiana compleja utilizando métodos de lisis física, enzimática y química. La preparación solo para endosporas así obtenida se puede utilizar para el recultivo o para realizar análisis posteriores, como la extracción de ADN personalizada optimizada para endosporas y la posterior secuenciación de ADN. Este método, aplicado a muestras de sedimentos, ha permitido el enriquecimiento de las endosporas y, tras la secuenciación, ha revelado una gran diversidad de formadores de endosporas en los sedimentos de los lagos de agua dulce. Esperamos que la aplicación de este método a otras muestras arroje un resultado similar.

Los resultados presentados aquí han sido publicados anteriormente 10,21. Por favor, consulte los artículos para la interpretación ambiental y análisis de los datos. El procedimiento global se resume en la figura 1 y corresponde a tres pasos principales: primero, la separación de la biomasa a partir de sedimentos o cualquier otra matriz ambiental; segundo, la destrucción de las células vegetativas; y tercero, el análisis de aguas abajo de las endos...

Se desarrolló un método para identificar endosporas bacterianas de comunidades microbianas complejas para realizar estudios moleculares o de cultivo personalizados de este grupo de bacterias.

El aislamiento físico de endosporas de muestras ambientales por Targeted lisis de las células vegetativas

Endospore formation is a survival strategy found among some bacteria from the phylum Firmicutes. During endospore formation, these bacteria enter a ...

El objetivo general de este procedimiento es separar endosporas bacterianas de muestras complejas de comunidades microbianas, como sedimentos. Este método ayuda a responder preguntas clave en el campo de la microbiología sobre la presencia y abundancia de endosporas en muestras naturales. Se basa en la diferencia de resistencia entre las endosporas y las células vegetativas frente a productos químicos y calor. La principal ventaja de esta técnica es que el método no es destructivo para las endosporas, por lo que pueden utilizarse en experimentos posteriores, como el cultivo, la cuantificación y las pruebas metabólicas.Aunque hemos diseñado este método para trabajar con la ecología de bacterias formadoras de endosporas, también puede utilizarse en campos como la exobiología o la industria alimentaria, en los que las esporas pueden ser beneficiosas o perjudiciales. Después de preparar las soluciones y el equipo según el protocolo descrito, bajo una cabina de seguridad biológica esterilizada con UV, utilice espátulas metálicas flameadas con etanol para agregar tres gramos de muestra de sedimento a tubos estériles de 50 mililitros previamente pesados. Utilizando una bureta graduada estéril, agregue 15 mililitros de una solución estéril filtrada de hexametafosfato de sodio al 1%, o solución SHMP, a la muestra.Con un dispersor líquido o homogeneizador y un rotor de dispersión estéril, homogenice la muestra a 17.500 rpm durante un minuto. Deje reposar la muestra durante dos minutos y repita la homogenización. Permita que la muestra repose durante 10 minutos para que las partículas más pesadas sedimenten.Transfiera el sobrenadante que contiene la biomasa celular a un tubo limpio de 50 mililitros, teniendo cuidado de no perturbar el sedimento. Añada otro alícuota de 15 mililitros de SHMP al sedimento y repita la homogeneización antes de recolectar el sobrenadante y combinarlo con el primer alícuota. Centrifugue la muestra a 20 veces G durante un minuto y transfiera el sobrenadante a un tubo fresco de 50 mililitros antes de desechar el sedimento.Una vez que se haya preparado la unidad de filtración y la bomba de vacío según el protocolo descrito, use una llama de etanol para esterilizar las pinzas y añadir una membrana de nitrocelulosa estéril a la unidad de filtración. Añada la mitad de la muestra de sobrenadante recién preparada sobre la unidad de filtración con membrana y utilice la bomba de vacío para recoger las células sobre la membrana. Cuando el líquido haya pasado completamente a través del filtro, detenga la bomba de vacío.Utilice pinzas esterilizadas para retirar cuidadosamente la membrana y colóquela en una placa de Petri estéril. Con un nuevo trozo de membrana estéril, repita la filtración con la mitad restante de la solución. Para separar endosporas de células vegetativas en la biomasa recién recolectada, descongele la membrana si fue congelada y use tijeras esterilizadas con llama de etanol para cortarla en trozos más pequeños.Transfiera los fragmentos de membrana a un tubo estéril de dos mililitros y agregue 900 microlitros de tampón TE 1X. Mezcle completamente mediante vortex para liberar la biomasa de la membrana. Incube el tubo a 65 grados Celsius y 80 RPM durante 10 minutos.Luego, retire el tubo del incubador y déjelo enfriar durante 15 minutos. Añada 100 microlitros de lisozima recién preparada hasta una concentración final de dos miligramos por mililitro e incube la muestra a 37 grados Celsius y 80 RPM durante 60 minutos para lisar las células vegetativas. Una vez completada la lisis, añada 250 microlitros de hidróxido de sodio 3 normales y 250 microlitros de solución de SDS al 6 % a la muestra.Incubar a temperatura ambiente y 80 RPM durante 60 minutos. A continuación, preparar una unidad de filtración estéril que contenga membranas de 25 milímetros de diámetro mediante autoclave. Después de que la unidad de filtración se enfríe, colocar una membrana de nitrocelulosa de 0,2 micrómetros y 25 milímetros de diámetro sobre ella.Agregue la muestra sobre la membrana y use la bomba de vacío para filtrar el líquido, reteniendo las endosporas en la membrana, mientras que el material de las células vegetativas pasa a través. Para eliminar detergentes residuales, agregue dos mililitros de solución fisiológica estéril sobre la membrana y aplique la bomba de vacío. Cuando el líquido se haya filtrado completamente, apague la bomba y deje la membrana en la unidad de filtración.Para realizar el tratamiento con DNasa directamente sobre la membrana, agregue 450 microlitros de agua estéril, 50 microlitros de tampón de reacción de DNasa 1X y 0,5 microlitros de enzima DNasa sobre la membrana y deje reposar aproximadamente 15 minutos a 25 grados Celsius. El ADN extracelular previamente liberado de las células lisadas se digiere enzimáticamente y luego se elimina mediante lavado. Esto asegura que la preparación final de endosporas esté libre de ADN externo, lo cual es fundamental para análisis posteriores, como el análisis molecular.Es importante recordar que no debe haber fugas en el aparato de filtración y que la muestra no debe secarse. Después de la incubación, agregue un mililitro de solución fisiológica y encienda la bomba para eliminar el enzima residual de la muestra. Utilice pinzas estériles para transferir la membrana que contiene endosporas a una placa de Petri estéril.Analice la muestra de acuerdo con el protocolo descrito en el texto. El protocolo demostrado en este video de lisis selectiva de células vegetativas da como resultado una muestra purificada de endosporas y un aumento significativo en la fracción de firmicutes formadores de endosporas. En la secuenciación de amplicones del gen del ARN ribosómico 16S, los firmicutes en muestras no tratadas corresponden solo al 8% al 19% de las secuencias.En contraste, tras el tratamiento, las firmicutes representaron el 90,6 % y el 83,9 % de la muestra rica en endosporas. Los dos órdenes principales de firmicutes formadores de endosporas, Bacillales y Clostridiales, se enriquecieron, mientras que las firmicutes no formadoras de endosporas, como Lactobacillales, estaban ausentes. La eficacia del tratamiento también se demostró utilizando cultivos puros.Se trataron una preparación de endosporas y un cultivo de células vegetativas, se incubaron todas las células y se midió el crecimiento mediante una densidad óptica de 600 nanómetros. Como se muestra aquí, se observó crecimiento en los cultivos de endosporas, mientras que no se observó crecimiento en el cultivo tratado de E. coli, lo que indica que las células vegetativas están irreversiblemente dañadas. Una vez dominada, y si las soluciones y el equipo ya han sido preparados previamente, esta técnica debería realizarse en aproximadamente cinco horas.Es importante recordar evitar toda contaminación trabajando en condiciones estériles y asegurando la esterilidad de las soluciones y de todo el equipo. Tras seguir este procedimiento, se pueden realizar otros métodos como el cultivo, aislamiento y pruebas metabólicas para responder preguntas adicionales sobre la identificación de cepas y el potencial metabólico de las endosporas. Asimismo, se puede realizar la extracción de ADN y secuenciación metagenómica posterior para analizar la diversidad de especies y la presencia de genes.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo separar endosporas de muestras ambientales. No olvide que trabajar con detergentes como el SDS puede ser extremadamente peligroso. No olvide usar equipo de protección personal.

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