Name: La interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Aprende el modelo de interposición venosa en ratas para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass y la hiperplasia miointimal. Esta técnica quirúrgica permite investigar procesos biológicos durante la oclusión vascular.

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Los autores agradecen a Christiane Pahrmann por su asistencia técnica. Este estudio fue financiado por la Deutsche Stiftung für Herzforschung (F / 28/14). DW fue apoyada por el premio de viaje de la Sociedad Internacional de Trasplante de Corazón y Pulmón. TD recibió el Else Kröner excelencia estipendio del Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS recibido becas de investigación de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD y SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).

Los animales recibieron atención humanitaria de conformidad con la Guía para los Principios de Animales de Laboratorio, preparado por el Instituto de Recursos Animales de Laboratorio y publicadas por los Institutos Nacionales de Salud. Todos los animales protocolos fueron aprobados por la autoridad local responsable ( &quot;Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Oficina para la Salud y Protección del Consumidor) Hamburgo&quot;). 1. Cuidado de Animales <ol><li> Obtener ratas ratas Lewis (LEW / Crl) y ratas transgénicas ROSA / luciferasa-LEW un peso de 300-350 g en el Instituto de Animales de Laboratorio. </li><li> Mantenga las ratas bajo condiciones convencionales en armarios ventilados y alimentarlos con pienso estándar para ratas y tratado en autoclave agua ad libitum. </li><li> Realizar un trasplante de injerto utilizando las ratas transgénicas ROSA / luciferasa-ASE como los donantes y las ratas singénicas ASE / Crl como los destinatarios. </li></ol> 2. Preparación de la rata donante <ol><li> Use un inductcámara de iones para anestesiar una rata con isoflurano (2,5-3%). </li><li> Coloque la rata en su parte posterior y mantener la anestesia con una facial que cubra la boca y la nariz. Compruebe si hay suficiente profundidad de la anestesia pellizcando las patas traseras y la verificación de la ausencia de reflejos. Aplicar un poco de ungüento veterinario para los ojos para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia. </li><li> Abra las patas traseras y fijar su posición utilizando cinta. </li><li> Afeitar el vello inguinal con un cortador de pelo y desinfectar toda la zona utilizando povidona yodada seguido de etanol al 80%. Repita el paso de desinfección dos veces. NOTA: El área quirúrgica, gasas, y los instrumentos quirúrgicos deben ser esterilizados. Mantener un campo estéril durante todo el procedimiento y el desgaste de un solo uso, guantes quirúrgicos estériles, máscaras y gorras. </li><li> Bajo el microscopio, realizar una incisión vertical a lo largo de los inguinalis linea. Use dos pinzas para separar suavemente los tejidos subcutáneos y exponer la vena epigástrica superficial de su origin en la vena femoral. Con cuidado, aislar la vena epigástrica superficial de los tejidos circundantes. </li><li> Detener el flujo sanguíneo en la vena epigástrica superficial utilizando dos pinzas micro. </li><li> Cosecha de un segmento de aproximadamente 0,5 a 1 cm de la vena levantando con cuidado la vena aislado con unas pinzas y el corte a través del recipiente con micro tijeras. Deja las abrazaderas micro en el muñón recipiente para evitar la pérdida de sangre. Coloque la pieza eliminado de la vena sobre una gasa estéril. Con cuidado, coloque una aguja 30 G en el interior de un extremo de la vena recogida y enjuagar el recipiente con heparina (50 unidades / ml). NOTA: Sea la vena con cuidado y evitar daños durante la elevación, de corte y rubor. Asegúrese de que para lavar el injerto con la cantidad apropiada de heparina. </li><li> Mantenga el segmento de vaso de lidocaína al 1% en hielo hasta el trasplante en la rata receptora para prevenir un espasmo de los vasos. </li><li> La eutanasia a la rata donante mediante el aumento de la anestesia a los 5% de isoflurano. Después de 2-3 minutos, open el abdomen a lo largo de la línea alba, cortar a través del diafragma, y ​​quitar el corazón para detener la circulación. </li></ol> 3. Preparación de la rata receptora <ol><li> Anestesiar y fijar la rata receptora de la misma manera como la rata donante. </li><li> Afeitar el lado medial de las piernas con un cortador de pelo y desinfectar tres veces con povidona yodada y 80% de etanol. </li><li> Monitorear la profundidad de la anestesia y asegurarse de que es suficiente mediante la verificación de la ausencia de reflejos cuando se pellizca las patas traseras. </li><li> Realizar una incisión mediana femoral de la rodilla hasta el pliegue inguinal. Bajo el microscopio, utilizar 2 fórceps para separar la arteria femoral de su entorno. </li><li> Utilice abrazaderas micro para detener el flujo de sangre. Coloque la abrazadera proximal primero, seguido por la pinza distal. </li><li> Cortar un segmento corto de la arteria femoral sujetada con micro tijeras y lo descarta. Acortar el muñón arterial restante con micro tijeras, creando una brecha que es1-2 mm mayor que el injerto de vena. Enjuague el muñón arterial con heparina usando una aguja de 30 G. NOTA: Si la adventicia sobresale ligeramente más allá del muñón buque, el uso de fórceps para tirar de él ligeramente en el extremo del recipiente y retirar una pieza. </li><li> Coloque la vena recogida desde el paso 2.8 entre los muñones arteriales y ajustar la longitud para que se ajuste adecuadamente en el hueco. Tenga en cuenta la dirección de la vena. </li><li> Realizar la anastomosis proximal en primer lugar usando una sutura de prolene 10-0. Llevar a cabo las puntadas individuales en el orden que se muestra (Figura 1D). Comience con una sutura en cada lado lateral antes de añadir tres suturas más en la parte ventral. Después, colocar tres puntos de sutura en el lado dorsal del recipiente para completar la anastomosis. </li><li> Conectar los vasos distales con el injerto usando la misma técnica que para la anastomosis proximal descrito en el paso 3.8. Una vez más, comenzar con una sutura en cada lado lateral y, a continuación colocar tres puntos de sutura en el sid ventrale y el lado dorsal. </li><li> Cargar dos jeringas de 1 ml con componente de cola de fibrina 1 y 2. Levante con cuidado el injerto con una pinza y colocar aproximadamente 100 l de fibrina componente de pegamento 1 bajo el injerto, seguido por el componente 2. NOTA: Asegúrese de que los componentes 1 y 2 se aplican en una proporción de 1: 1. </li><li> Colocar el injerto en su posición y soltar un 100 l adicionales de los componentes 1 y 2 en la parte superior del injerto. Asegúrese de que el pegamento cubre tanto el injerto y la anastomosis con el fin de prevenir la insuficiencia anastomótica y el exceso de distensión del injerto de vena. </li><li> abrir con cuidado la pinza distal, seguido de la proximal. </li><li> Confirmar una cirugía exitosa marcando el pulso visible en la vena y la arteria trasplantado distal del injerto. </li><li> Retire el exceso de pegamento, lo que impide el cierre de la piel. El uso de fórceps para levantar la cola curada y retire el exceso con micro tijeras. Cierre las capas de la piel con suturas de prolene 5-0. </li><li> Inyectar 4-5 mg / kg de carprofeno por vía subcutánea antes de permitir que la rata se despierte. No dejar al animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. Mantener al animal en una jaula individual hasta que esté totalmente recuperado. </li><li> Añadir Metamizol al agua de bebida (50 mg Metamizol por 100 ml) como medicamentos para el dolor durante los siguientes 3 días y controlar el animal a diario. </li></ol> 4. La ecografía dúplex NOTA: El uso de la ecografía duxplex visualizar el flujo sanguíneo de forma no invasiva en ratas 14. <ol><li> Anestesiar una rata en una cámara de inducción (isoflurano 2%). Coloque la rata sobre su espalda y mantener la anestesia con una máscara que cubre la nariz. </li><li> Utilizar máquinas de cortar el pelo y crema de depilación para eliminar el pelo alrededor de la zona del muslo. </li><li> Aplique el gel de ultrasonido en el muslo. Asegúrese de que no hay burbujas de aire. Adquirir imágenes de ecografía dúplex utilizando un transductor 400 MS (frecuencia central: 30 MHz) con una velocidad de 230-400 cuadros / seg. </li></ol> 5. Histopatología NOTA: Cosecha y mancha el recipiente de tinción con tricrómico de Masson para el análisis morfométrico 15. <ol><li> Fijar el vaso recogido en 4% de paraformaldehído durante la noche y se deshidratan en concentraciones crecientes de etanol. Incrustar la muestra en parafina y cortar en rodajas de 5 micras de grosor usando un microtomo. NOTA: El paraformaldehído es tóxico y debe manejarse con especial cuidado. </li><li> Desparafinar las diapositivas antes de la tinción con tricrómico solución de tinción. Deshidratar los portaobjetos teñidos, claro ellos con xileno, y montarlos en medio de montaje. Después de secar las diapositivas, ver las muestras con un microscopio. </li></ol> 6. La bioluminiscencia de imágenes (BLI) NOTA: El injerto postoperatorio fue rastreado a través del tiempo in vivo mediante la medición de la señal bioluminiscente 16. <ol><li> Disolver 1 g de sal de potasio de D-luciferina en 22 ml de PBS y se inyectan por vía intraperitoneal en la rata (375 mg / kg de peso corporal). Espere 15 min para la luciferina circule en el animal. </li><li> Coloque la rata en un sistema de cuantificación bioluminiscente en tiempo real y acceder a la señal de bioluminiscencia. </li></ol>

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<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
<li>Geurts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433(2009).</li>
<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este video muestra una vena modelo de interposición de rata para investigar la pérdida del injerto de vena y para permitir la exploración de los procesos patológicos subyacentes y el ensayo de nuevos fármacos u opciones terapéuticas. La anestesia es un aspecto crucial de los procedimientos quirúrgicos. Se recomienda un sistema de anestesia por inhalación continua, ya que este es un método seguro y fácil, especialmente durante las operaciones prolongadas. Esto puede ser de gran importancia du...

enfermedades de las arterias coronarias y sus complicaciones se encuentran entre las principales causas de muerte en todo el mundo. estrategias terapéuticas actuales se centran en restablecer el flujo de sangre, ya sea mediante la dilatación del vaso estrechado o mediante la creación de un bypass. Cirugía de revascularización coronaria (CABG) usando autoinjertos venosos fue descrita por primera vez en 1968 y ha sido perfeccionado a lo largo de los años. Aparte de la revascularización de la arteria descendente anterior coronaria, conductos de vena safena son los más utilizados 1. Sin embargo, la permeabilidad del injerto sigue siendo el talón de Aquiles de los injertos de vena safena (SVG). Un año después de la cirugía, la permeabilidad del injerto es del 85%, cayendo a 61% después de diez años 2,3. Revelando los mecanismos fisiopatológicos y las causas de la pérdida de la permeabilidad SVG, por tanto, es una tarea importante. Este video muestra una vena modelo de interposición de rata para investigar la pérdida del injerto de vena. Los objetivos generales de este método son para explorar la patobiológico subyacentey los procesos -physiological durante la progresión de la enfermedad y para desarrollar un modelo adecuado para las pruebas de opción terapéutica de drogas o. Mediante el trasplante de la vena epigástrica superficial en el sistema arterial, este modelo imita el entorno clínico de cirugía de revascularización coronaria. El trauma quirúrgico, la isquemia y el estrés de la pared son desencadenantes importantes de los cambios vasculares patológicas y son imitados en el modelo descrito. Diferentes modelos y especies están disponibles para investigar la pérdida de la permeabilidad del injerto de vena. Modelos animales grandes, tales como cerdos, ovejas 4 5 6, perros, monos y 7, se asemejan vehículo humano y las estructuras anatómicas, permitiendo así controlar estrategias terapéuticas complejas, tales como la colocación de stents bypass o nuevas técnicas quirúrgicas, que se probarán 8. Sin embargo, se requieren especial de vivienda, equipamiento y personal. Además, los altos costos y la necesidad de un anestesista adicional durante la cirugía impiden su aplicación más amplia. smtodos los animales, incluyendo ratas, son fáciles de manejar, no requieren especial de vivienda, y tienen costos manejables. En comparación con los modelos de ratón 9,10, modelos de rata tienen la ventaja de una mejor capacidad de funcionamiento y por lo tanto menos variabilidad en el resultado. Las ratas son fisiológicamente y genéticamente más similares a los humanos que los ratones 11,12. Además, la mayoría de los ratones de tipo salvaje sólo se desarrollan myointima limitada 13, que crea modelos de ratones propensos a errores de tipo II. La histología de las principales venas del ratón, como la vena cava inferior, sólo se compone de unas pocas capas de células y hace difícil la evaluación temprana 13. Una desventaja adicional es la pequeña cantidad de tejido disponible para su posterior análisis después de la recuperación del injerto. El modelo descrito en este video es reproducible, barato, y fácil de realizar, y se puede establecer de forma rápida y fiable. Es especialmente adecuado para la evaluación de agentes terapéuticos experimentales caros, tales como vectores viralespara la terapia génica, de una manera económica.

<table><tbody><tr><td>Rata LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Número de inventario 004</td><td></td></tr><tr><td>Rata LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk</td><td>Instituto de animales de laboratorio, Universidad de Kioto, Japón</td><td>NBPR número de rata 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr> <tr><td>PFA 4%</td><td>Ciencias de la Microscopía Electrónica</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>cortadora de pelo</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr.: B506</td><td>Pinza microquirúrgica de isoflurano</td></tr><tr><td></td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - Aplicador de</td></tr><tr><td>pinza</td> de 4 mm <td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>crema depilatoria</td><td>Rufin cosmético</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Povidona-Yodo</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Sutura de Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Sutura de prolene</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofeno</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizol</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25.000 I.E./ ml</td></tr><tr><td>Xilocaína 1%</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN: 1137907</td><td>Lidocaína</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J& J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 Nº de artículo:EVK01DE</td><td>cola de fibrina</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Nº de art.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>sistema de microimagen de alta resolución Vevo 770 in vivo</td><td>Ecografía dúplex</td><td>VisualSonics</td><td></td></tr><tr><td>Ecogel 100 gel de ultrasonido</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin Firefly, sal de potasio</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7.4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>Imágenes de bioluminiscencia</td></tr><tr><td>Weigerts Kit de hematoxilina de hierro</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Resorcine-Fucsina Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Fucsina ácida</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Solución de Ponceau S</td><td>Serva Electroforesis</td><td>33427</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Hidrato de ácido molibdatofosfórico</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Naranja G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Tinción tricrmática</td></tr><tr><td>Verde Claro SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Ácido acético glacial</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Xileno</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Parafina</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Etanol absoluto</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Bandeja deslizante</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Plato de tinción</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Pomada para ojos y nariz</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>ungüento para los ojos</td></tr></tbody></table>

la interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

El injerto de derivación es un método de tratamiento establecido para la enfermedad de las arterias coronarias. La permeabilidad del injerto sigue siendo el talón de Aquiles de los injertos de vena safena. Los modelos de investigación para el fracaso del injerto de derivación son esenciales para una mejor comprensión de los procesos patobiológicos y fisiopatológicos durante la pérdida de permeabilidad del injerto. Los modelos animales grandes, como los cerdos o las ovejas, se asemejan a las estructuras anatómicas humanas, pero requieren instalaciones y equipos especiales. Este video describe un modelo de interposición de venas de rata para investigar la pérdida de permeabilidad del injerto de vena. Las ratas son baratas y fáciles de manejar. En comparación con los modelos de ratón, el tamaño conveniente de las ratas permite una mejor operatividad y permite obtener una cantidad suficiente de material para análisis más diversos. En resumen, se extrae la vena epigástrica inferior de una rata donante y se utiliza para reemplazar un segmento de la arteria femoral. La anastomosis se lleva a cabo a través de puntos individuales y se sella con cola de fibrina. La permeabilidad del injerto se puede monitorizar de forma no invasiva mediante ecografía dúplex. La hiperplasia miointimal, que es la principal causa de pérdida de permeabilidad del injerto, se desarrolla progresivamente con el tiempo y puede calcularse a partir de cortes transversales histológicos.

El modelo de la interposición de vena rata es adecuado para estudiar el desarrollo de la hiperplasia myointima y el fracaso del injerto venoso. Los animales se recuperan bien de la cirugía y muestran una excelente condición física después de la operación. La Figura 1 muestra los pasos quirúrgicos clave. Después de la incisión de la piel a lo largo de los inguinalis linea, la vena superficial epigástrico y la arteria femoral se identifican (Figura 1A). La recolección del injerto debe rea...

Este video muestra un modelo para estudiar el desarrollo de la hiperplasia miointimal después de la cirugía de interposición venosa en ratas.

La interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

El objetivo general de este procedimiento es estudiar la permeabilidad del injerto de derivación en un modelo de interposición de venas de rata. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la cirugía de bypass, como la trayectoria subyacente de los procesos biológicos y fisiológicos durante la oclusión de bypass. La principal ventaja de esta técnica es que el procedimiento quirúrgico es fácil y rápido, lo que puede utilizarse para estudiar nuevas terapias y tractos in vivo.La demostración de la técnica correrá a cargo de Grigol Tediashvili, un microcirujano de nuestro laboratorio. Antes de la cirugía, verifique que haya suficiente profundidad de anestesia pellizcando las patas traseras de la rata y verificando la ausencia de reflejos. Luego, aplique un poco de ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad mientras está bajo anestesia.A continuación, separa las patas traseras y fija su posición con cinta adhesiva. Luego, afeite el vello inguinal con una recortadora de cabello, seguido de una desinfección amplia del área con povidona yodada seguida de alcohol al 80%. Repita estos exfoliantes alternos un total de tres veces.Ahora, bajo un microscopio, realice una incisión vertical a lo largo de la línea inguinal. A continuación, utilice dos pinzas para separar suavemente los tejidos subcutáneos y exponer la vena epigástrica superficial hasta su origen en la vena femoral. Hazlo con mucho cuidado, ya que la vena es frágil.A continuación, detenga el flujo sanguíneo a través de la vena epigástrica superficial con dos pinzas. Ahora, cosecha un segmento de la veta. Levante con cuidado la vena aislada y corte el vaso con unas microtijeras.Luego, coloque el segmento de la vena sobre una gasa estéril. Allí, deslice con cuidado una aguja de calibre 30 en un extremo y enjuague la vena con heparina. Luego, transfiera la vena a lidocaína al 1% y manténgala en hielo para evitar espasmos.Ahora, eutanasia a la rata donante aumentando la anestesia al 5% de isoflurano. A continuación, en preparación para las anastamosis, prepare la rata receptora de la misma manera que la rata donante hasta el paso de afeitado. Después de dos o tres minutos de isoflurano al 5%, abra el abdomen de la rata donante a lo largo de la línea alba, corte a través del diafragma y extraiga el corazón para detener la circulación.Continúe preparando a la rata receptora para la cirugía. Afeitar la cara medial de las piernas con una recortadora de pelo y desinfectar la piel con tres exfoliantes alternos de povidona yodada y etanol al 80%. Antes de continuar, realice otro pellizco en el dedo del pie para controlar la anestesia.Ahora, realice una incisión femoral mediana desde la rodilla hasta el pliegue inguinal. Bajo el microscopio, use dos pinzas para separar la arteria femoral de su entorno. A continuación, utilice dos micropinzas para detener el flujo sanguíneo, colocando primero la pinza proximal.A continuación, corte un segmento corto de la arteria femoral pinzada y deséchelo. Acorte el muñón arterial restante para dejar un espacio que sea de uno a dos milímetros más grande que el injerto de vena. Luego, enjuague el muñón arterial con heparina de una aguja de calibre 30.Si la adventicia sobresale ligeramente más allá del muñón del vaso, use fórceps para tirar de la adventicia ligeramente sobre el extremo del vaso y, a continuación, retire un trozo de adventicia. Ahora, coloque el segmento de vena recolectado entre los muñones arteriales en la orientación correcta y ajuste el tamaño del espacio para un buen ajuste. A continuación, realice primero la anastomosis proximal con sutura de prolene 10-0.Comience suturando cada lado lateral, luego agregue tres suturas más en el lado ventral. Termina con tres puntos en el lado dorsal. A continuación, conecte los vasos distales utilizando la misma técnica, comenzando con una sutura en cada lado lateral, seguida de tres suturas en el lado ventral y luego terminando en el lado dorsal.Después de completar las anastomosis, cargue dos jeringas de un mililitro con los componentes del pegamento de fibrina. Luego, levante cuidadosamente el injerto con pinzas y aplique aproximadamente 100 microlitros del componente uno debajo del injerto, seguidos de 100 microlitros del componente dos. Los dos componentes deben agregarse siempre en los mismos volúmenes.Ahora, vuelva a colocar el injerto en su posición y aplique 100 microlitros de cada componente sobre el injerto para cubrir completamente el injerto y la anastomosis. Esto evita la insuficiencia anastomótica y la sobredistensión del injerto venoso. Ahora, abra con cuidado las abrazaderas comenzando con la abrazadera distal.Luego, confirme una cirugía exitosa verificando si hay un pulso visible en la vena trasplantada y la arteria distal del injerto. Antes de cerrar la piel, retire el exceso de pegamento que pueda impedir el cierre. A continuación, cierre las capas de la piel con suturas de prolene 5-0.Antes de que la rata se despierte, inyecte de cuatro a cinco miligramos de carprofeno por kilogramo por vía subcutánea. Vigile al animal hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la decúbito esternal. Luego, dale a la rata una jaula casera sin otros animales.Durante los próximos tres días, proporcione metamizol en el agua potable y verifique la recuperación de la rata a diario. Una vez que se recupera por completo, la rata puede alojarse con otras ratas. Los animales se recuperan bien de la cirugía y mostraron una excelente condición física después de la operación.La integración exitosa de la vena en la arteria femoral y la permeabilidad del injerto después del trasplante se confirmaron de forma no invasiva mediante ecografía dúplex. Al trasplantar la vena de una rata luke-positiva a una rata luke-negativa, se utilizaron imágenes de bioluminiscencia para monitorear la presencia del injerto. Se encontró que la hiperplasia miointimal se desarrolla progresivamente en el injerto con el tiempo.La tinción histológica con tricrómico de Masson demuestra la formación de miointima dentro de la lámina elástica interna. Para confirmar que el modelo reproduce la dinámica de la hiperplasia miointimal, se midió la obliteración luminal. Se observó una pérdida gradual de la permeabilidad del injerto desde los siete días hasta los 28 días posteriores a la cirugía, lo que encaja muy bien con el modelo.Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en 20 minutos si se realiza correctamente. Gracias por mirar y buena suerte con tus experimentos.

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Hiperplasia de la neoíntima es la principal causa de la estenosis en las venas arterializadas. Se propone un nuevo protocolo por el que se injerta la vena yugular externa derecha usando la técnica de manguito en la arteria carótida común de ratas Sprague Dawley. La tasa de supervivencia fue del 100% en el punto de tiempo de sacrificio.

La formación de una sofisticada técnica de microcirugía: La interposición de injerto de la vena yugular externa en la arteria carótida común en ratas

Este video muestra la interposición de la arteria carótida del conejo con la vena yugular para inducir hiperplasia intimal venosa sometiendo las venas a presión arterial. Este modelo ayudará a investigar intervenciones moleculares y genéticas para atenuar la progresión de la hiperplasia íntima después de las cirugías de revascularización.

Interposición de la arteria carótida y la vena yugular: una técnica para inducir hiperplasia íntima venosa en un modelo de conejo

Vascularizado Allotransplantations Composite (VCA) se han convertido en una realidad clínica. Sin embargo, la amplia aplicación clínica de AVC está limitada por la inmunosupresión crónica a múltiples fármacos. Los autores presentan un modelo animal grande fiable y reproducible para traducir nuevas estrategias inmunomoduladoras que pueden minimizar o potencialmente eliminar la necesidad de la inmunosupresión en el AVC.

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Para mejorar nuestro conocimiento de la formación de neotejido celular y molecular, un modelo murino de la TEVG fue desarrollado recientemente. Los injertos fueron implantados como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Este modelo logra resultados similares a los obtenidos en nuestra investigación clínica, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto.

Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

Los mecanismos que conducen al desarrollo de hiperplasia de la íntima (IH) y la insuficiencia injerto de vena son aún poco conocidos. Este estudio describe un sistema ex vivo para perfundir venas humanos bajo flujo y presión controladas. Además, la eficiencia de refuerzo de malla externa para limitar el desarrollo de la IH se evaluó.

Procedimiento para safena humana Venas Ex Vivo Perfusión y refuerzo externo

Este método describe la colocación de injertos de interposición de la vena en conejos, la transducción de los injertos y el logro de la expresión del transgen resistente. Esto permite la investigación de funciones fisiológicas y patológicas de los transgenes y sus productos proteicos en las venas injertadas y pruebas de terapias genéticas para la enfermedad de injerto de vena.

Un modelo de conejo de expresión del transgen Durable en la vena yugular a los injertos de interposición de la arteria carótida común

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La interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass

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