Name: Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Aprende la técnica de manga para trasplante aórtico ortotópico en ratones, logrando anastomosis rápida y evaluando la viabilidad del injerto mediante ultrasonido e histología.

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Nos gustaría agradecer a Roma Wieczorek y Peter Kurdybacha por su excelente asistencia de edición y Leon Decker y Uli Heuter por su excelente asistencia técnica.

procedimientos con sujetos animales fueron aprobados por el cuidado institucional del Animal y el Comité uso (IACUC) en RWTH Aachen University, Arizona 84-02.04.2012.A234.
 Nota: el procedimiento es demostrado utilizando ratones de tipo salvaje macho adulto con fondo CD1. Mantener los ratones en una unidad especializada de laboratorio antes y después de la cirugía, asegurando el acceso adecuado a alimentación, control veterinario especializado y el tratamiento. Si los animales se compran de afuera, permite la aclimatación de una semana antes de realizar cirugía.
 1. preparación del donante <ol><li>utilizar instrumentos y materiales estériles para mantener las condiciones estériles durante la cirugía para evitar infecciones.</li>
	<li>Anestesiar cada ratón con una mezcla de 1.5% de isoflurano de volumen y oxígeno al 100% a través de una mascarilla. Coloque el ratón sobre una plataforma en la posición supina y la cinta todas sus patas a la mesa de operaciones. Compruebe sus reflejos pellizcando los pies traseros para asegurarse de que el ratón es suficientemente anestesiado. Poner pomada oftálmica en los ojos para evitar que se sequen durante el procedimiento.</li>
	<li>Remover todo el pelo del abdomen con un gel depilatorio o utilizar una máquina de afeitar. Realizar la operación bajo condiciones estériles. Desinfectar el abdomen alternando peelings de clorhexidina y agua estéril.</li>
	<li>Quitar la aorta del donante mediante una incisión abdominal de línea media con tijeras o bisturí. Retraiga el intestino manualmente hacia la derecha. Reflexionar con cuidado manualmente los intestinos sobre hacia el uso de guantes sin talco.
	<ol><li>Colocar el intestino en un trozo de gasa humedecido con solución salina para mantenerlo húmedo.</li>
		<li>a disecar la aorta abdominal con mucho cuidado de los tejidos circundantes mediante una disección Roma con una pinza.</li>
		<li>Separar el segmento de la aorta entre las arterias renales y la bifurcación de la vena cava con pinzas.</li>
		<li>Garantizar todas las ramas pequeñas de este segmento muy cuidadosamente usando una sutura de 11-0 monofilamento.</li>
		<li>Antes de quitar la aorta, inyectar 0,5 mililitros (mL) de solución salina que contiene 50 U de heparina en la vena cava inferior.</li>
		<li>Dejó el animal donante exsanguinate después de retira el segmento de la aorta.</li>
		<li>Enjuague la prótesis con solución salina y luego, transferir inmediatamente a un recipiente con solución salina helada.</li>
	</ol></li></ol> 2. Preparación del receptor <ol><li>anestesiar el animal receptor con una mezcla de 1.5% de isoflurano de volumen y oxígeno al 100% a través de una mascarilla, luego eliminar el vello y desinfectar (sección 1). Hacer una incisión en la línea media de la xifoides a la pelvis con un bisturí y retrae las paredes abdominales. Poner pomada oftálmica en los ojos para evitar la sequedad durante el proceso de.</li>
	<li>Abrigo al intestino en solución salina humedece una gasa y desplazar suavemente al animal &#39; s derecho.</li>
	<li>Diseque la aorta del infrarenal libre entre las arterias renales proximalmente y la bifurcación distal con una pinza.</li>
	<li>Garantizar todas las ramas pequeñas de este segmento muy cuidadosamente usando una sutura de 11-0 monofilamento.</li>
	<li>Abrazadera de las porciones proximales y distales de la aorta con una sutura de seda solo 6-0.</li>
	<li>Divide la aorta en el centro entre las abrazaderas y regar los extremos cortados con solución salina heparinizada para lavar el lumen abierto.</li>
	<li>Colocar el injerto en posición ortotópica con alimentación recipiente final insertado en el buque receptor seguido de sutura con monofilamento de 11-0, teniendo cuidado de evitar cualquier torsión de la aorta alineando correctamente el donante y receptor ( figura 1) 10.</li> <li>con cuidado suelte las ligaduras después de realizar una inspección de la anastomosis. Suelte la abrazadera distal primero. Esto se traduce en baja presión manteniendo las paredes juntos antes de ofrecer el lado de alta presión proximal.</li>
	<li>Perfusión del injerto inmediatamente y busque un pulso visible. Suavemente Quite los restos de la seda. La longitud de superposición óptima entre donante y receptor aorta es 1-2 mm.</li>
	<li>Devolver el contenido abdominal a la cavidad abdominal y cerrar toda la herida con una corriente sutura ácida de poliglicólico 3-0.</li>
	<li>Dar la buprenorfina de ratón (0,05 mg/kg de peso corporal por vía subcutánea (SC)) antes de terminar la anestesia.</li>
	<li>No descuide un animal hasta que esté completamente consciente. Manejar el dolor la terapia con buprenophine 0.05 mg/kg de peso corporal administrada SC tres veces al día durante tres días después de la operación aprobadas por el órgano de supervisión institucional.</li>
	<li>Para tejido cosecha, anestesiar los ratones receptores como descrita anteriormente y al ras los vasos con solución salina tamponada con fosfato (PBS) seguido por 4% formaldehído/PBS (pH = 7,4) por punción cardiaca. Retire suavemente los injertos. Después de la noche a la mañana fijación en formaldehído 4% / PBS, ejemplares de proceso más y embed en parafina.</li>
</ol>

<ol><li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-+invasive+in+vivo+analysis+of+a+murine+aortic+graft+using+high+resolution+ultrasound+microimaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging.</a> Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).</li>
<li>Daugherty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Mouse models of atherosclerosis.</a> Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).</li>
<li>Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+arteriosclerosis%3A+from+arterial+injuries+to+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts.</a> Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).</li>
<li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+.Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li>
<li>Zernecke, A., Shagdarsuren, E., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemokines+in+atherosclerosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Chemokines in atherosclerosis: an update.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (11), 1897-1908 (2008).</li>
<li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> J Surg Res. 111 (2), 171-176 (2003).</li>
<li>Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li>
<li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li>
<li>Baxter, K., Hao, P. M., Howden, B. O., Saunder, A., Jablonski, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+of+abdominal+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Modified technique of abdominal heart transplantation in the rat.</a> J Heart Lung Transplant. 17 (11), 1057-1064 (1998).</li>
<li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice%3A+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).</li>
<li>Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathology+of+microarterial+anastomoses%3A+end-to-end+versus+end-in-end+%28sleeve%29+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique.</a> J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).</li>
<li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).</li>
<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).</li>
<li>Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice+for+the+study+of+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease.</a> J Vis Exp. (69), e4338(2012).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros que compiten.

Antes de este estudio, varios otros modelos de trasplante en los ratones fueron minuciosamente analizados3,6,7,10,13,14. El modelo de trasplante aórtico mediante la técnica de la manga con modificaciones Dambrin et al. fue seleccionado ya que empareja nuestros criterios y demostró una alta confiabilidad de la anastomosis de la manga con los métodos convencionales de end-to-end de sutura 1 , 10.
Esta técnica es favorable en muchos aspectos con el tiempo de pinzamiento reducido considerablemente minimizando los daños a la aorta durante la cirugía. Se observó una baja incidencia de trombosis además de evitar un posible desajuste en calibre de vasos entre el donante y el receptor. Las anteriores observaciones hacen esta técnica muy conveniente para investigar enfermedad vascular aórtica transplantes en ratones.
En un estudio de seguimiento en el que un ultrasonido fue realizado 8 semanas después del trasplante, se detectaron ningunos cambios significativos. Esto confirma hipótesis que cualquier daño a la aorta durante la cirugía sería mínimo1.
El injerto procedimiento presentado en este artículo no garantiza ningún deterioro en la integridad del injerto y su función. Por lo tanto, se puede concluir que este modelo experimental de trasplante puede servir como una herramienta valiosa para futuras investigaciones moleculares y farmacológicas de la enfermedad degenerativa del recipiente en ratones modificados genéticamente.
Creemos que la guía de vídeo puede funcionar como material que ilustra el uso de este simple modelo arterio-arterial y que contribuirá más fructífero debate sobre muchas cuestiones importantes en patologías vasculares. Este método de anastomosis muy rápido puede utilizarse para el estudio de la enfermedad vascular en ratones modificados genéticamente. También puede utilizarse como una modificación en el modelo de aneurisma combinado con el trasplante.
Hay puntos críticos durante el procedimiento. La colocación de la sutura en sí mismo es el paso más crítico. El cirujano tiene que tener cuidado de evitar cualquier torsión de la aorta por la alineación apropiada del donante y del receptor. Las grapas se retiran cuidadosamente después de la inspección de la anastomosis. La pinza distal siempre se debe lanzar primero, lo que resulta en baja presión manteniendo las paredes juntos antes del lanzamiento del lado de alta presión proximal. Sangrado la consecuencia de no seguir la secuencia de lanzamiento.

Como ha señalado en un estudio anterior, mucha atención se ha prestado a modelos murinos trasplante aórtica que permiten la discriminación entre las respuestas vasculares específicas causadas por el injerto en sí mismo y ciertos factores sistémicos relacionados con un entorno de Arteriogénica 1 , 2 , 3. el principal factor que juega un papel crucial aquí es la disponibilidad de ratones transgénicos y knockout. Su participación en este modelo ofrece la posibilidad de identificar y determinar nuevos caminos patofisiológicos asociados con el desarrollo de enfermedad vascular degenerativa, como arterioesclerosis y aneurisma formación4, 5.
Cabe destacar que durante el injerto una isquemia/reperfusión intrínseca puede aparecer lesión a los recipientes destinados para el trasplante. Por lo tanto, la ocurrencia de problemas específicos con la integridad del injerto o una inesperada reacción inflamatoria durante el postoperatorio no puede excluirse que posiblemente cambios fisiopatológicos en las enfermedades vasculares degenerativas3 ,4,5,6,7. Anastomosis de manga es el método alternativo en un extremo para la anastomosis arterial de vasos con un diámetro de menos de un milímetro y se ha aplicado con éxito en el trasplante renal y cardíaco en ratas que posteriormente fue adaptado a la aórtica trasplante en los ratones por Dambrin et al. 8 , 9 , 10 , 11.
Se reduce al mínimo daño aórtico utilizando la técnica de trasplante de manga con una tasa muy baja de fallo técnico, debido a que dura sólo 20 minutos en promedio. Los resultados anteriores han demostrado excelentes propiedades funcionales y estructurales de un isograft en vivo después del trasplante con la técnica de la manga1. Dambrin et al describe que después de una curva de aprendizaje corta la tasa de éxito fue superior al 78%10. Complicaciones como la trombosis son raras, por ejemplo Engelbrecht et al no observar la trombosis mediante la técnica de la manga en el trasplante renal en la rata8.
El modelo murino de trasplante aórtica con anastomosis del manga es una herramienta rápida y fácil para estudiar reacciones de iso/aloinjerto en el recipiente del trasplantado. Este video ilustra el procedimiento de trasplante aórtica lleva a cabo en nuestro laboratorio. Este modelo de trasplante puede ser útil en la definición de los mecanismos patológicos subyacentes de la enfermedad degenerativa vascular y puede contribuir a la evaluación adicional de las intervenciones moleculares y farmacológicas12.

<table><tbody><tr><td>Halsey Portaagujas</td><td>Fine Science Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzas -</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer-Baby Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Tijeras</td><td>Aesculap, Alemania</td><td>Typ OC498R</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de sutura Castroviejo</td><td>Geuder, Alemania</td><td>19015</td><td></td></tr><tr><td>6-0 seda negra (Seda)</td><td>Deknatel, Research Triangle Park NC, USA</td><td>18020-60- FST</td><td></td></tr><tr><td>11-0 monofilamento (Ethilon)</td><td>Ethicon, Norderstedt, Alemania</td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>sutura de ácido poliglicólico 3-0 (Serafit)</td><td>Serag-Wiessner, Naila, Alemania</td><td>60203214</td><td></td></tr><tr><td>Isofluorano</td><td>Cualquier genericon</td> Heparina Cualquier genericon 0,9% de solución salina Cualquier genericon <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Cualquier genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthene crema para ojos y nariz</td><td>Bayer, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscop</td><td>Zeiss</td><td>Opmi MDO/S5</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td> Vaporizador Eickemeyer TEC3 <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrasonido</td><td>Vevo, Canadá</td><td>770,2100</td><td></td></tr></tbody></table>

utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un video instructivo

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Trasplante orthotopic aórtica con la técnica de la manga reduce daño a la aorta con la tasa de fracaso de sólo 10-20%. El tiempo para anastomizar la aorta en ratones utilizando el método de la manga era corta y fácil con un promedio de 20 minutos, permitiendo estudios de iso/allo injertos. El siguiente artículo describe el procedimiento de trasplante aórtica utilizado en nuestro laboratorio. Los ratones fueron anestesiados con una mezcla de isoflurano de volumen de 1,5% y oxígeno al 100% a través de una mascarilla. En este punto, el segmento de la aorta entre las arterias renales y su bifurcación fue separado de la vena cava, preparado libremente y clampedat los segmentos proximales y distales con una sola sutura de seda. Antes de la eliminación de la aorta, una solución salina que contiene heparina se inyecta en la vena cava inferior. Luego la aorta fue cortada entre las abrazaderas y se usó una solución de heparina solución salina para lavar el lumen. Se utilizó la técnica de la manga con las suturas de monofilamento para trasplante de la aorta abdominal en posición ortotópica.

Los ratones se recuperaron de la anestesia dentro de 15-30 min con ninguna incapacidad física observada, aunque existe un riesgo elevado de trombosis. Análisis de ultrasonido fue utilizado durante el seguimiento postoperatorio para arriba. Los ratones de tipo salvaje utilizados en el estudio no exhibieron ningún cambio en las dimensiones de su lumen. En consecuencia, se observan estenosis ni formaciones aneurismáticas. El trasplante de animales no presentan desarrollo de la placa de las paredes del vaso (figura 2).
Procedimientos de tinción convencionales como el immunohistology pueden utilizarse para determinar la placa, patrón de las células musculares lisas y la acumulación de macrófagos. En nuestro estudio el histológico y la tinción inmunohistoquímica se realizó seis semanas después de injertar para probar la integridad del injerto. Tinción histológica (hematoxilina y eosina (HE) y immunohistochemical que manchaba (actina de músculo liso (SMA) y macrófagos (MAC2)) (figura 3) nos mostró sin cambios los patrones de distribución de las células musculares lisas, revestimiento endotelial intacto de la célula y no acumulación de células de la íntima. Estos resultados indican que ninguna activación significativa de lesión o de la célula fue detectada en los vasos injertados (figura 3).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig1.jpg"> 
Figura 1 : Técnica de la manga. La aorta abdominal fue trasplantada con la técnica de la manga. En este procedimiento, aorta del donante era colocado en la posición ortotópica con las mordeduras superficiales presentes en el recipiente de alimentación. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig2.jpg"> 
Figura 2 : Intraoperatoria e imágenes de ultrasonido. Ejemplos de la visión intraoperatoria (la autopsia) de los injertos 6 semanas después del trasplante (A), ultrasonido tridimensional (B) y ver de modo B (C). El seguimiento postoperatorio se realizó mediante ecografía. Las imágenes muestran la permeabilidad del injerto sin cambio en dimensiones de luz. Además, no se observaron estenosis o formaciones aneurismáticas. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig3.jpg"> 
Figura 3 : Histológica e inmunohistoquímica imágenes. Las imágenes representativas histológicas e inmunohistoquímica de los animales trasplantados a las 6 semanas después del trasplante. Lesiones significativas no se observaron en aortas trasplantados por la histología (hematoxilina y eosina, él, 100 aumentos, barra de escala = 50 μm), immunohistochemical que manchaba (músculo liso actina SMA (rojo) o macrófagos MAC2 (verde), magnificación de 200 X, barra de escala = 25 μm). Núcleos en fueron manchados por DAPI (azul). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Presentamos un modelo de aórtica trasplante ortotópico utilizando la técnica de la manga en ratones. Es un método muy rápido de la anastomosis, que puede emplearse en estudios de enfermedad vascular.

Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

En este procedimiento, la aorta del donante se coloca en posición ortópnea y las mordidas superficiales se toman en el recipiente de alimentación. Anestesiar a los ratones con una mezcla de 1,5 por ciento de volumen de isoflurano y 100% de oxígeno a través de una mascarilla. Coloque el ratón en una plataforma en posición supina y pegue todas las patas a la mesa de operaciones.Coloque ungüento oftálmico en los ojos para evitar la sequedad durante el procedimiento. Compruebe los reflejos, pellizcando las patas traseras para asegurarse de que el ratón está lo suficientemente anestesiado. Retira todo el vello del abdomen.Aplícate una crema depilatoria o usa una afeitadora. Realice la operación en condiciones estériles. Desinfectar el abdomen.Para extirpar la aorta del donante, haga una incisión en la línea media del abdomen y retraiga el intestino manualmente hacia la derecha. Refleja suavemente y manualmente los intestinos hacia un lado con guantes sin polvo. Coloque los intestinos sobre un trozo de gasa humedecido con solución salina para mantenerlos húmedos.Diseccione la aorta abdominal con mucho cuidado del tejido circundante utilizando una disección roma con pinzas. Diseccionar el segmento de la aorta entre la arteria renal y la bifurcación de la vena cava con las pinzas. Asegure todas las ramas pequeñas de este segmento con una sola sutura monofilamento 11-0.Antes de extraer la aorta, inyecte 0,5 mililitros de solución salina que contenga 50 unidades de heparina en la vena cava inferior. Deje que el animal donante se desangre antes de que se haya extirpado el segmento de la aorta. Enjuague completamente el injerto con solución salina y colóquelo inmediatamente en un recipiente con solución salina helada.Para preparar al receptor, anestesiar al animal a través de una mascarilla, quitar el pelo y desinfectar como se indicó anteriormente, y hacer una incisión en la línea media desde el xifoides hasta la pelvis con un bisturí. Retraer las paredes abdominales con retractores. Envuelva los intestinos en una gasa humedecida con solución salina y desplácelos muy suavemente hacia la derecha del animal.Diseccionar la aorta infrarrenal libre entre las arterias renales proximalmente y la bifurcación distal con las pinzas. Asegure todas las ramas pequeñas de este segmento con una sola sutura monofilamento 11-0. Pinzar las porciones proximal y distal de la aorta a través de una sutura de seda simple 6-0.Divida la aorta por la mitad entre las pinzas e irriga los extremos cortados con solución salina heparinizada para abrir el lumen. Coloque el injerto en posición ortópnea. Realizar la anastomosis mediante la técnica de manga con suturas mediante monofilamento 11-0.Con este método, el extremo del recipiente de alimentación se coloca en el recipiente receptor. Coloque el extremo de la aorta receptora infrarrenal dentro del extremo proximal de la aorta del donante. Realizar la anastomosis distal de la misma manera.Coloque el extremo distal de la aorta del donante dentro del extremo distal de la aorta del receptor. Tenga cuidado de evitar cualquier torsión de la aorta asegurando la alineación perfecta de la aorta del donante y del receptor. El momento de la liberación de la pinza es un paso muy importante del procedimiento y debe realizarse con mucho cuidado.Después de comprobar que la anastomosis está en orden, suelte las pinzas. Primero suelte suavemente la pinza distal, seguida de la pinza proximal. De esta manera, hay una baja presión para mantener las paredes unidas antes de que se libere el lado de alta presión.El injerto se perfunde inmediatamente y se observa un pulso. Retira suavemente los restos de la seda. Vuelva a colocar el contenido abdominal en la cavidad abdominal y cierre la herida con una sutura de ácido poliglicólico 3-0 en funcionamiento.Administrar buprenorfina 0,05 miligramos por kilogramo al ratón antes de finalizar la anestesia. Presentamos los ejemplos de las imágenes de necropsia del injerto seis semanas después del trasplante y su vista ecográfica tridimensional y en modo B. Las imágenes muestran la permeabilidad del injerto.No hay cambios en las dimensiones del lumen mostradas por el injerto. Además, no hemos encontrado estenosis ni formaciones de aneurismas. No observamos lesiones significativas en las aortas trasplantadas por tinción histológica e inmunohistoquímica.Los núcleos fueron contrateñidos por DAPI. En conclusión, este método de anastomosis muy rápida podría utilizarse para estudiar la enfermedad vascular en ratones modificados genéticamente.

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Investigación

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Medicina

Se describe una técnica en la que se trasplanta una sección de la aorta abdominal de un ratón ortotópicamente a justo por debajo de las arterias renales en un receptor alogénico o singénico. Esta técnica puede ser útil en estudios en que se considera el trasplante de las grandes arterias de tamaño uniforme ventajosa.

El trasplante ortotópico aórtica en los ratones para el Estudio de la Enfermedad Vascular

Se describen protocolos para nuestros arteriosclerois de injerto de ratón (GA) modelos que implican la interposición de un segmento de vaso del ratón en un receptor de la misma cepa endogámica. Por retrocruzamiento de cambios genéticos adicionales en el recipiente de donante, el modelo se puede evaluar el efecto de los genes específicos en GA.

Modelos de ratón para Arteriosclerosis Graft

El modelo de trasplante de corazón murino de cuello uterino es muy adecuado para inmunológica así como estudios de la lesión de reperfusión de isquemia. Hemos modificado el procedimiento utilizando una técnica de manguito no sutura y realizado más de 1.000 trasplantes de éxito con este enfoque.  En esto, proporcionamos detalles adicionales de esta técnica para complementar el vídeo.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

El manuscrito describe los pasos necesarios para llevar a cabo el trasplante cardíaco heterotópico en el ratón.

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

Describimos un protocolo para el injerto de interposición aórtica en ratones. El objetivo del protocolo es proporcionar un modelo con el que estudiar los procesos patológicos y las estrategias terapéuticas relevantes para las reacciones aloinmunes en las arterias y los cambios arteriales resultantes que contribuyen al fracaso del trasplante de órganos.

Modelo de ratón de rechazo vascular inducida por aloinmune y Arteriosclerosis Trasplante

La técnica del manguito acorta y facilita el modelo de trasplante de corazón cervical heterotópico en ratones al evitar anastomosis de sutura técnicamente desafiantes de vasos pequeños. Los detalles técnicos mostrados en este video artículo deberían permitir a los investigadores establecer este modelo en sus laboratorios.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

El objetivo de este protocolo es describir paso a paso la técnica de invasión mínima constricción aórtica transversal (TAC) en ratones. Por la eliminación de la intubación y la ventilación que son obligatorios para el procedimiento estándar utilizado, mínimamente invasiva TAC simplifica el procedimiento operativo y reduce el esfuerzo puesto en el animal.

Técnica mínimamente invasiva constricción aórtica transversal en ratones para la inducción de la hipertrofia Ventricular izquierda

Aquí, presentamos un protocolo de trasplante aórtico heterotópico en ratones utilizando la técnica del manguito no sutura en un modelo de murina cervical. Este modelo se puede utilizar para estudiar la patología subyacente de la vasculopatía por aloinjerto crónico (CAV) y puede ayudar a evaluar nuevos agentes terapéuticos para prevenir su formación.

Modelo de trasplante de aórtica cervical murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada

Introducimos un enfoque de tubo interno para la técnica del manguito para el trasplante de corazón heterotópico cervical del ratón para ayudar a mantener el vaso sobre el brazalete. Encontramos que la cooperación entre dos cirujanos experimentados acorta notablemente el tiempo de operación.

Optimización de la Técnica del Manguito para el Trasplante cardíaco murino

En el presente protocolo, se utiliza un modelo de trasplante cardíaco de ratón para investigar el mecanismo del rechazo del aloinjerto cardíaco. En este modelo heterotópico de trasplante cardíaco, se mejora la eficiencia de la operación y la supervivencia de los injertos cardíacos se garantiza mediante una anastomosis cervical de extremo a extremo de la implantación cardíaca utilizando una técnica de manguito modificado.

Una técnica de manguito modificado para el modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón

Los modelos de trasplante cardíaco de ratón representan valiosas herramientas de investigación para estudiar la inmunología del trasplante. El presente protocolo detalla el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón que implica la colocación de manguitos en la arteria carótida común del receptor y el tronco de la arteria pulmonar del donante para permitir el flujo sanguíneo laminar.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Aprende la técnica de manga para trasplante aórtico ortotópico en ratones, logrando anastomosis rápida y evaluando la viabilidad del injerto mediante ultrasonido e histología.

Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo

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