Name: Racimos del corazón ventricular de eje corto murino para estudios electrofisiológicos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Aprende a preparar rebanadas ventriculares viables de corazón murino para estudios electrofisiológicos. Este método permite registrar potenciales de acción y evaluar la integración de cardiomiocitos trasplantados.

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Reconocemos el apoyo brindado por los talleres y la instalación de animales del Instituto de Neurofisiología. Este trabajo fue apoyado por Walter und Marga Boll- Stiftung, Köln Fortune y Deutsche Stiftung für Herzforschung.

La manipulación de los animales debe ajustarse a las directrices del Comité local del bienestar de los animales ya la Directiva 2010/63 / UE del Parlamento Europeo. 1. Preparar soluciones <ol><li> Preparar la solución de Tyrode sin Ca 2+ (composición en mM): NaCl 136, KCl 5,4, NaH 2 PO 4 0,33, MgCl 2 1, glucosa 10, HEPES 5, 2,3-butanodiona monóxima (BDM) 30. Ajustar el pH a 7,4 Con NaOH a 4ºC. </li><li> Preparar la solución de Tyrode con Ca 2+ (composición en mM): NaCl 136, KCl 5,4, NaH 2 PO 4 0,33, MgCl 2 1, glucosa 10, HEPES 5, BDM 30, CaCl 2 0,9. Ajustar el pH a 7,4 con NaOH a 4 ° C. </li><li> Preparar 4% de agarosa de bajo punto de fusión: Poner 0,6 g de agarosa de bajo punto de fusión en 15 ml de solución de Tyrode sin Ca 2+ . Calentar la mezcla en un horno de microondas dos veces a 750 W durante 10-15 s hasta que la agarosa se disuelva. Mantener la solución a una temperatura constante de 37 &amp;# 176; C y agitar continuamente. </li><li> Mantener el medio de Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) sin suero a 37 ° C burbujeado con carbógeno (5% de CO $ ₂ $ , 95% de O $ ₂ $ ). </li></ol> 2. Preparar el micrótomo <ol><li> Encienda el micrótomo. </li><li> Llenar la cámara externa del microtome con hielo. </li><li> Llenar la cámara del microtomo interior con solución de Tyrode helada sin Ca2 + y oxigenar continuamente la solución con 100% de O2. </li><li> Coloque una hoja de acero en el porta-cuchilla del micrótomo. </li></ol> 3. Aislamiento del corazón del ratón <ol><li> Inyectar 2.500 U de heparina por vía subcutánea. Esperar 15 min. </li><li> Sacrificar al animal por dislocación cervical. </li><li> Abra el pecho por esternotomía. </li><li> Cuidadosamente disecar el pericardio con tijeras pequeñas y una pinza # 5. </li><li> Insertar una cánula en la aorta ascendente y perfundir las arterias coronarias in situ con hielo frío TyrodeSin Ca 2 + hasta que se retire la sangre restante. </li><li> Retirar suavemente el corazón con una pinza y unas tijeras y transferir el corazón en hielo frío solución de Tyrode montado sin Ca 2 + . </li><li> Separar las aurículas de los ventrículos con un bisturí o unas tijeras. </li></ol> 4. Incorporación de los ventrículos en 4% de Agarosa de bajo punto de fusión <ol><li> Coloque los ventrículos con el ápice hacia arriba en el molde de agarosa ( Figura 1 ). Coloque el pasador en el centro del molde en la cámara ventricular izquierda. </li><li> Llenar el molde con 4% de agarosa de bajo punto de fusión a 37 ° C, hasta que el corazón está completamente cubierto. </li><li> Coloque el molde sobre hielo para un endurecimiento más rápido de la agarosa evitando la flotación del tejido. </li><li> Retire el bloque de agarosa que contiene los ventrículos del molde con un bisturí. </li><li> Gire el bloque boca abajo y llene las cámaras ventriculares y el hueco en la parte posterior del bloque de agarosa, que iS dejada por el pasador de la muda, con 4% de agarosa de bajo punto de fusión usando una jeringa con una aguja de 20 G. </li><li> Corte el bloque de agarosa con un bisturí para lograr un fondo plano del bloque y la posición vertical del ápice cardíaco. </li></ol> 5. Rebanado del tejido ventricular <ol><li> Fijar el bloque en el soporte del espécimen del micrótomo con una gota de pegamento de cianoacrilato. Hacer frente al vértice cardiaco hacia arriba. </li><li> Coloque el porta-espécimen en la cámara del espécimen interno del microtomo, que se llena de Tyrode helado sin Ca 2+ . Cubra completamente el bloque de agarosa con la solución de Tyrode. </li><li> Prepare rebanadas de eje corto con un espesor de 150-400 μm, dependiendo de la aplicación adicional (para grabaciones de electrodos puntiagudos de 150-200 μm), mantenga la frecuencia de vibración de la cuchilla a 60-70 Hz y mueva la hoja hacia adelante lo más lentamente posible . </li><li> Utilice un cepillo fino para quitar cuidadosamente la agarosa restante de las rebanadas. </li><li> Suavemente transfeR con una pipeta Pasteur en la solución de Tyrode con Ca2 + 0,9 mM aireado con 100% de O2 y almacenarlos durante al menos 30 minutos sobre hielo para recuperarse del procedimiento de corte. </li><li> Después, mantener las rebanadas durante 30 min en DMEM a 37 ° C, aireadas con carbógeno, para lavar el BDM antes de su uso posterior. </li></ol> 6. Preparación de la configuración del electrodo afilado <ol><li> Para el precalentamiento, encienda todos los dispositivos eléctricos 30 minutos antes de que empiecen las grabaciones. </li><li> Colocar un plato de cultivo celular de 3 cm sobre la placa de calentamiento colocada en el microscopio invertido. </li><li> Coloque el electrodo de anillo personalizado ( Figura 2 ) en el plato y conecte los cables de conexión a tierra del preamplificador y el electrodo de estimulación. </li><li> Conecte los tubos flexibles del sistema de perfusión al plato. </li><li> Llenar el depósito del sistema de perfusión con DMEM, aireado con carbógeno. </li><li> Encienda la bomba de perfusión y ajuste la perfusiónTe a 2-3 ml / min. </li><li> Ajuste la temperatura del DMEM en el plato a 37 ° C mediante la regulación del calentador de flujo y la placa calefactora. </li></ol> 7. Grabaciones Potenciales de Acción <ol><li> Coloque una rebanada ventricular en el plato lleno DMEM. </li><li> Compruebe la integridad estructural y la viabilidad (basada en la función contráctil) del tejido con el microscopio invertido. </li><li> Llene un electrodo de vidrio de registro con KCL de 3 M. </li><li> Llene un electrodo de estimulación con DMEM. </li><li> Coloque el electrodo de registro y el electrodo de estimulación en los portaelectrodos. </li><li> Coloque el electrodo de estimulación cuidadosamente en la rebanada y encienda el estimulador eléctrico. Comience con una frecuencia de estimulación de 1-2 Hz. </li><li> Mueva el electrodo de grabación con el micromanipulador sobre la posición de grabación deseada. </li><li> Baje lentamente el electrodo de registro hasta que la punta toque el tejido. </li><li> Aplique un pulso eléctrico rectangular corto a través delElectrodo de registro para penetrar en la membrana celular. </li><li> Reposicione cuidadosamente el electrodo de registro hasta que se asegure una señal estable. </li><li> Inicie la grabación de los potenciales de acción. </li></ol>

<ol><li>Yamamoto, C., McIlwain, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+activities+in+thin+sections+from+the+mammalian+brain+maintained+in+chemically-defined+media+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro.</a> J Neurochem. 13, 1333-1343 (1966).</li>
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<li>Fleischmann, B. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+subunit+composition+of+the+G+protein-activated+inward-rectifier+potassium+channel+during+cardiac+development%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Differential subunit composition of the G protein-activated inward-rectifier potassium channel during cardiac development.</a> J Clin Invest. 114, 994-1001 (2004).</li>
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</ol>

Los autores no tienen nada que declarar.

Las rodajas ventriculares permiten estudios electrofisiológicos, farmacológicos y mecánicos con una estructura de tejido conservada in vivo como y el acceso directo de la tecnología de medición a todas las regiones del corazón. Las propiedades potenciales de la acción fisiológica se han demostrado en rodajas embrionarias, neonatales y adultas 9 , 10 , 11 . La vitalidad de las rodajas, con la excepción de las c...

Las rebanadas de tejido fino se han utilizado con frecuencia en la ciencia básica ya que Yamamot y Mcllwain demostraron en 1966 que la actividad eléctrica de las rebanadas del cerebro se mantiene in vitro 1 . Desde entonces, se han realizado estudios electrofisiológicos y farmacológicos sobre cortes de cerebro 2 , hígado 3 , pulmón 4 y tejido miocárdico 5 , 6 , 7 . En 1990 se describieron las primeras grabaciones de parche-clamp en rodajas ventriculares de corazones de ratas neonatales, pero esta técnica cayó en el olvido durante algún tiempo. Más de una década más tarde, nuestro grupo estableció un nuevo método para preparar murino embrionario 9 , neonatal 10 y adultos 11 rebanadas de corazón. Estos cortes de tejido viable se pueden utilizar para experimentos agudos (trozo de adultoS se pueden cultivar durante varias horas) o experimentos de cultivo a corto plazo (se pueden cultivar por unos días los cortes embrionarios y neonatales). Los cortes muestran in vivo como características electrofisiológicas y una propagación de excitación homogénea según se evaluó mediante un potencial de acción de electrodo nítido y grabaciones de electrodos de microelectrodos 11 . Debido a su morfología &quot;bidimensional&quot;, permiten el acceso directo de electrodos de grabación a todas las regiones del ventrículo, lo que las convierte en una herramienta interesante para las investigaciones electrofisiológicas y plantea nuevas opciones experimentales en comparación con los corazones enteros perfundidos de Langendorff. La respuesta de fármacos de los cortes a los bloqueadores de los canales iónicos como el verapamilo (bloqueador del canal de Ca 2+ tipo L), lidocaína (bloqueador del canal de Na + ), 4-aminopiridina (bloqueador de canal de K + dependiente del voltaje no selectivo) y linopirdina (KCNQ K + - bloqueador de canales) 9 , 11 </suP&gt; correspondieron a efectos conocidos sobre cardiomiocitos disociados. Medidas de fuerza isométrica reveló una relación de frecuencia de fuerza positiva y sugiere fuertemente la función contráctil intacta [ 10] . Estos hallazgos demostraron que los cortes ventriculares murinos son adecuados como un modelo de tejido in vitro para estudios fisiológicos y farmacológicos. Además, las rodajas ventriculares de los corazones receptores en combinación con registros de electrodos agudos han demostrado ser una herramienta muy útil para caracterizar la integración eléctrica y mecánica, así como la maduración de 12 cardiomiocitos fetales 12 , 13 , 14 y derivado de células madre trasplantados. En resumen, las rodajas ventriculares son un modelo valioso y bien establecido de tejido multicelular y deben considerarse complementarias a los cardiomiocitos disociados y los corazones perfundidos de Langendorff(En contraste con las células disociadas), así como el acceso directo de las tecnologías de medición como registros de electrodos agudos a todas las regiones del corazón (en contraste con las preparaciones enteras del corazón).

<table><tbody><tr><td>Leica VT 1000s</td><td>Leica Microsystems, Wetzlar, Alemania</td><td></td><td>Microtomo con cuchilla vibratoria.</td></tr><tr><td>Cuchillas de acero inoxidable</td><td>Campden Instruments, Loughborough, Inglaterra</td><td>7550-1-SS</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas Pasteur</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>Z627992</td><td></td></tr><tr><td>Cepillo fino, p. ej. tamaño 6 (4/32")</td><td>VWR, International, Radnor, USA</td><td>149-2125</td><td></td></tr><tr><td>Mesa</td><td></td><td></td> de preparación <td>de fabricación propia</td></tr><tr><td>Muda para incrustar ventrículos en agarosa</td><td></td><td></td><td>de</td></tr><tr><td>1 mL de fabricación propia Jeringa</td><td>Becton, Dickinson; Franklin Lakes, EE. UU.</td><td>300013 Agujas</td><td></td></tr><tr><td>de 27 G x 3/4''</td><td>Braun, Melsungen, Alemania</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>20 G Agujas de 11/2''</td><td>4657519</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tijera pequeña</td><td>WPI, Sarasota, EE. UU.</td><td></td> Pinzas de 501263 <td></td></tr><tr><td>#5, punta de 0,1 x 0,06 mm</td><td>WPI, Sarasota, EE. UU.</td><td>500342</td><td></td></tr><tr><td>Gas oxígeno (grado médico O2)</td><td>Linde, Múnich, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gas carbógena (95 % O2, 5 % CO2)</td><td>Linde, Múnich, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU</td>. <td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>746436</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU</td>. <td>746495</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>NIST200B</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>51558</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>D(+)-Glucosa</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louise, EE. UU.</td><td>S8045</td><td></td></tr><tr><td>Pegamento de cianoacrilato</td><td>Henkel, D&uuml; Sseldorf, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agarosa de bajo punto de fusión</td><td>Roth, Karlsruhe, Alemania</td><td>6351.2</td><td></td></tr><tr><td>Heparina-sodio-25000 I.E./5 mL</td><td>Ratiopharm, Ulm, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medio Eagle modificado de Dulbecco (DMEM), alto contenido de glucosa, GlutaMAX</td><td>ThermoScientific, Waltham, EE. UU.</td><td>10566016</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador SEC-10LX npi</td><td>electronic GmbH, Tamm, Alemania</td><td>SEC-10LX</td><td></td></tr><tr><td>EPC 9</td><td>HEKA Elektronik GmbH, Lambrecht, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zeiss Axiovert 200</td><td>Zeiss, Oberkochen, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador de bajo aumento</td><td>Narashige, Tokio, Japón</td><td>Nm-3</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador de tres ejes de alto aumento</td><td>Narashige, Tokio, Japón</td><td>MHW-3</td><td></td></tr><tr><td>Bomba</td> <td>de perfusión peristálticaSistemas multicanal, Reutlingen, Alemania</td> Controlador de temperatura <td>PPS2</td><td></td></tr><tr><td>de 2 canales</td><td>Sistemas multicanal, Reutlingen, Alemania</td><td>TCO02</td><td></td></tr><tr><td>Estimulador de pulsos cuadrado</td><td>Natus Europe GmbH, Planegg, Alemania</td><td>Grass SD9</td><td></td></tr><tr><td>Capilares de vidrio</td><td>WPI, Sarasota, EE. UU</td>. <td>1B150F-1</td><td></td></tr></tbody></table>

racimos del corazón ventricular de eje corto murino para estudios electrofisiológicos

Murine Short Axis Ventricular Heart Slices for Electrophysiological Studies

Los cardiomiocitos murinos se han utilizado ampliamente para estudios in vitro de fisiología cardiaca y nuevas estrategias terapéuticas. Sin embargo, las preparaciones multicelulares de cardiomiocitos disociados no son representativas de la compleja estructura in vivo de cardiomiocitos, no miocitos y matriz extracelular, que influye tanto en las propiedades mecánicas como electrofisiológicas del corazón. Aquí se describe una técnica para preparar viable ventricular rodajas de corazones de ratón de adultos con un preservado in vivo como estructura de tejido, y demostrar su idoneidad para electrofisiológicos grabaciones. Después de la excisión del corazón, los ventrículos se separan de las aurículas, se perfunden con solución libre de Ca2 + que contiene 2,3-butanodiona monóxima y se insertan en un bloque de agarosa de bajo punto de fusión al 4%. El bloque se coloca sobre un micrótomo con una hoja vibrante, y se preparan rebanadas de tejido con un espesor de 150-400 μm, manteniendo la vibración freDe la cuchilla a 60-70 Hz y moviendo la hoja hacia adelante lo más lentamente posible. El espesor de las rebanadas depende de la aplicación posterior. Las rodajas se almacenan en solución de Tyrode helada con Ca2 + 0,9 mM y 2,3-butanodiona monóxima (BDM) durante 30 min. Después, las rebanadas se transfieren a DMEM a 37ºC durante 30 minutos para lavar el BDM. Los cortes se pueden utilizar para estudios electrofisiológicos con electrodos afilados o matrices de microelectrodos, para mediciones de fuerzas para analizar la función contráctil o para investigar la interacción de cardiomiocitos derivados de células madre trasplantados y tejido huésped. Para grabaciones de electrodo agudo, se coloca una rebanada en un plato de cultivo celular de 3 cm sobre la placa calefactora de un microscopio invertido. La rebanada se estimula con un electrodo unipolar, y los potenciales de acción intracelular de los cardiomiocitos dentro de la rebanada se registran con un electrodo de vidrio afilado.

El infarto de miocardio conduce a una pérdida virtualmente irreversible de cardiomiocitos. La terapia de reemplazo celular utilizando cardiomiocitos derivados de células madre para la regeneración cardíaca exógena es un enfoque terapéutico prometedor. La integración eléctrica y la maduración de las células trasplantadas son cruciales para la seguridad y la eficacia de la terapia de reemplazo celular. Para evaluar la integració...

Aquí, describimos la preparación de cortes ventriculares viables de ratones adultos y su uso para registros de potencial de acción de electrodos agudos. Estas preparaciones multicelulares proporcionan una estructura de tejido conservada in vivo como, lo que los convierte en un valioso modelo para estudios electrofisiológicos y farmacológicos in vitro .

Racimos del corazón ventricular de eje corto murino para estudios electrofisiológicos

Murine cardiomyocytes have been extensively used for in vitro studies of cardiac physiology and new therapeutic strategies. However, multicellular ...

El objetivo general de esta técnica es obtener cortes viables de corazón ventriculares, adecuados para grabaciones electrofisiológicas. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la electrofisiología cardíaca a nivel de tejido, como la integración eléctrica de cardiomiocitos trasplantados o los efectos de fármacos cardioactivos. La principal ventaja de esta técnica es que los cortes de tejido ventricular viables conservan una estructura tisular similar a la del estado in vivo, lo que permite mediciones directas en todas las regiones del corazón.Aunque este método puede proporcionar información sobre la electrofisiología cardíaca de roedores, también puede aplicarse a otros animales, como conejos o cobayos. Para comenzar este procedimiento, primero limpie la piel del animal con etanol al 70 %. Después de abrir el tórax, diseca cuidadosamente el pericardio del corazón utilizando tijeras pequeñas y pinzas.Inserte una cánula en el ventrículo izquierdo y perfunda el corazón in situ con solución de Tyrode fría sin calcio, hasta eliminar la sangre residual. A continuación, reseque suavemente el corazón y transfiéralo a la solución de Tyrode fría sin calcio. Separe las aurículas de los ventrículos con un bisturí o tijeras.A continuación, coloque los ventrículos con el ápice orientado hacia arriba en el molde de agarosa. Posteriormente, coloque el pasador en el centro del molde y dentro de la cámara del ventrículo izquierdo. Llene el molde con agarosa al 4 % de bajo punto de fusión a 37 grados Celsius hasta que el corazón quede completamente cubierto.Luego, coloque el molde sobre hielo para acelerar el endurecimiento del agarosa y evitar que el tejido flote. Después de un minuto, retire el bloque de agarosa, que contiene los ventrículos, del molde con un escalpelo. A continuación, invierta el bloque y llene las cámaras ventriculares y el espacio en la parte posterior del bloque de agarosa con agarosa de baja fusión al 4 % utilizando una jeringa.A continuación, recorte el bloque de agarosa con un escalpelo para lograr una base plana y una posición vertical del ápice cardíaco. En este procedimiento, fije el bloque al portaobjetos del microtomo con una gota de pegamento de cianoacrilato, colocando el ápice cardíaco hacia arriba. A continuación, coloque el portaobjetos en la cámara interna de muestras del microtomo, que está llena con Tyrode frío con hielo sin calcio.Asegúrese de que el bloque de agarosa esté completamente cubierto con solución de Tyrode. Prepare las secciones con un grosor de 150 a 400 micrómetros, según la aplicación posterior. Mantenga la frecuencia de vibración de la cuchilla entre 60 y 70 hercios, y mueva la cuchilla hacia adelante lo más lentamente posible.Posteriormente, utilice un pincel fino para retirar cuidadosamente el agarosa restante de las secciones. Luego, transfiera suavemente las secciones con una pipeta de Pasteur a la solución de Tyrode, con 0,9 milimolar de calcio, aireada con oxígeno al 100%. Almacénelas durante al menos 30 minutos sobre hielo para que se recuperen del procedimiento de corte.Colocar las secciones sobre una rejilla ayuda a mantenerlas planas. Posteriormente, utilice un papel de filtro y una segunda rejilla para transferir las secciones al medio DMEM a 37 grados Celsius, burbujeado con carbógeno, con el fin de eliminar el BDM antes de su uso adicional. Para el precalentamiento, encienda todos los dispositivos eléctricos 30 minutos antes de las grabaciones.Coloque un platillo de cultivo celular de tres centímetros con la placa calefactora sobre el microscopio invertido. Luego, coloque el electrodo anular personalizado en el platillo y conecte los cables de tierra del preamplificador y del electrodo de estimulación. A continuación, conecte los tubos flexibles del sistema de perfusión al platillo.Llene el depósito del sistema de perfusión con DMEM y oxigene con carbógeno. Luego, encienda la bomba de perfusión y ajuste la velocidad de perfusión a entre dos y tres mililitros por minuto. Ajuste la temperatura del DMEM en el recipiente a 37 grados Celsius regulando el calentador de flujo y la placa calefactora.Ahora, coloque una sección ventricular en el recipiente lleno de DMEM. Con el microscopio invertido, revise la integridad estructural y la viabilidad del tejido. Luego, llene un electrodo de vidrio para registro con cloruro de potasio tres molar y un electrodo de estimulación con DMEM.A continuación, coloque el electrodo de registro en el electrodo de estimulación sobre los soportes de los electrodos. Posteriormente, coloque cuidadosamente el electrodo de estimulación sobre el corte. Encienda el estimulador eléctrico e inicie con una frecuencia de estimulación de uno a dos hercios.Luego, mueva el electrodo de registro con un micromanipulador hasta la posición de registro deseada. Baje lentamente el electrodo de registro hasta que la punta toque el tejido. Una vez que el registro detecte el contacto, aplique un pulso eléctrico rectangular breve a través del electrodo de registro para penetrar la membrana celular.A continuación, reposicione cuidadosamente el electrodo de registro hasta asegurar una señal estable. Después de eso, comience la grabación de los potenciales de acción. Para evaluar la integración y maduración, se trasplantaron cardiomiocitos derivados de iPSCM que expresan eGFP en corazones sanos de ratones adultos.Se muestra aquí una sección ventricular del corazón que contiene miocitos derivados de células madre pluripotentes inducidas (iPSCM) trasplantados, la cual fue estimulada focalmente mediante un electrodo unipolar colocado en el tejido huésped. Los potenciales de acción intracelulares se registraron con microelectrodos de vidrio afilados llenos con cloruro de potasio tres molar y células iPSCM trasplantadas positivas para eGFP, así como con el tejido huésped adyacente dentro de las secciones. A continuación se presentan los registros de potenciales de acción en el tejido huésped sano y en las iPSCM trasplantadas.Se estimuló focalmente la sección con un electrodo de estimulación colocado en el tejido huésped, aproximadamente a dos hercios y cinco hercios. Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en una a dos horas, si se lleva a cabo correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar mantener la velocidad hacia adelante de la hoja del microtomo lo más lenta posible.Tras seguir este procedimiento, se pueden realizar otros métodos, como mediciones iniciales, para responder preguntas adicionales. Tras su desarrollo, esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la terapia celular exploraran la excitabilidad eléctrica, la integración y la maduración de los cardiomiocitos trasplantados en corazones receptores. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo preparar cortes vitales del eje corto ventricular, utilizando un microtomo con una cuchilla vibrante.Estos cortes son particularmente adecuados para grabaciones electrofisiológicas con electrodos de vidrio afilados.

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Investigación

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Medicine

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