Name: Lesión basada en globo para inducir la hiperplasia Myointimal de la Aorta Abdominal de ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Aprende a inducir hiperplasia myointimal en la aorta abdominal de ratón mediante lesión con catéter de globo. Este modelo permite estudiar la progresión rápida de la enfermedad y los mecanismos patológicos vasculares en investigación cardiovascular.

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Los autores agradecen a Christiane Pahrmann para su asistencia técnica.
D.W. fue apoyado por el Max Kade Foundation. T.D. recibidas becas de la Fundación de Kröner otro (2012_EKES.04) y la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. recibió becas de investigación de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Animales recibieron atención humanitaria conforme a la guía de principios de los animales de laboratorio, prepararon por el Instituto de recursos de animales laboratorio y publicaron por los institutos nacionales de salud. Animales todos los protocolos fueron aprobados por la autoridad local responsable ('' Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Oficina de salud y protección del consumidor) Hamburgo '').
1. preparación de catéter
Nota: Consulte la Tabla de materiales para obtener información sobre el catéter.
<ol><li>Tomar el catéter del soporte del catéter.</li>
	<li>Tire de la guía de la luz a través del orificio distal hacia fuera.</li>
	<li>Poner en una gota de cianoacrilato en el extremo distal del catéter. PRECAUCIÓN: Use guantes de látex o nitrilo.</li>
	<li>Coloque la guía en el puerto de RX del catéter y avanzarlo a través del lumen hasta el puerto distal. Luego, tire la guía ligeramente para dejar un espacio de ~ 5 m m hasta el final.</li>
	<li>Espere 5 minutos para permitir que el adhesivo se seque.</li>
	<li>Mueva la guía, debe ser fijo. Si es aún móvil, repita los pasos 1.3-1.6.</li>
	<li>Llene una jeringa de 3 mL con solución salina al de 0.9% 1.5 mL y conéctelo en el puerto de inflado del globo.</li>
	<li>Empuje el émbolo de la jeringa para comprobar la inflación del globo. Salir de 0.6 mL solución salina en la jeringa.</li>
</ol>2. preparación de Mouse
<ol><li>Obtener ratones machos a la edad de 14 semanas aproximadamente 30 g de peso. Nota: Se utilizaron animales obtenidos desde el Instituto de animales de laboratorio. Aquí utilizamos el C57BL/6J.</li>
	<li>Utilizar una cámara de inducción para anestesiar el ratón con 2.0-2.5% isofurane (tasa de flujo de oxígeno de 500 mL/min).</li>
	<li>Coloque el ratón sobre su espalda en un cojín de calefacción y mantener la anestesia con una máscara que cubre la boca y la nariz del ratón. Si hay suficiente profundidad de la anestesia por pellizcar las patas traseras y la cola para verificar la ausencia de los reflejos.</li>
	<li>Eliminar el vello abdominal utilizando un cortador de pelo.</li>
	<li>Extiende las piernas traseras y fijar su posición con cinta.</li>
	<li>Desinfectar la zona abdominal con povidona-yodo, seguido de etanol al 80%. Repita este paso dos veces más.</li>
	<li>Utilice un paño quirúrgico para asegurarse no contaminado Haz sitio quirúrgico. Abrir las capas de piel y músculo a lo largo de la linea alba con una tijera (o bisturí) para exponer los órganos abdominales.</li>
	<li>Poner los intestinos en un guante hidratada solución salina 0.9% y envolver para mantenerlos húmedos.</li>
	<li>Use dos pinzas finas para quitar el tejido fino graso por encima de la aorta abdominal.</li>
	<li>Utilizando una jeringa de insulina (30G), inyectar 250 μl de solución de heparina (50 U/mL) en la Vena Cava Inferior (IVC) y espere 3 minutos para su distribución sistémica. Heparina se suprimen la hemostasia y prevenir la coagulación no deseada durante la cirugía.</li>
	<li>Utilizando dos pinzas, disecar la aorta del infrarenal hasta su bifurcación y sus vasos de rama saliente.</li>
	<li>Ligar los vasos laterales, que deben colocarse en la zona sujeta, con un cauterizador de alta temperatura.</li>
	<li>Detener el flujo de sangre por pinzamiento de la aorta del infrarenal directamente debajo de las arterias renales.</li>
	<li>Coloque la segunda abrazadera en una posición distal justo por encima de la bifurcación aórtica.</li>
	<li>Realizar una pequeña incisión horizontal con unas tijeras en el punto medio entre las abrazaderas a lo largo de la nave. Nota: El tamaño de la incisión debe ser equivalente a 1/3 de la circunferencia del vaso.</li>
	<li>Inserte una jeringa con una aguja (30G) en la incisión y al ras de la aorta con solución de heparina de 250 μl (50 U/mL).</li>
	<li>Utilizando suturas 10-0, coloque un nudo a cada lado de la incisión.</li>
	<li>Dilatación de la aorta por inserción de un dilatador de vasos en la incisión y extendió el vaso ligeramente. Repetir la dilatación 2 a 3 veces.</li>
	<li>Hidratar el catéter de balón con solución salina al 0.9%.</li>
	<li>Inserte el catéter de globo aplanado en la aorta y avanzar hacia la pinza proximal en la aorta.</li>
	<li>Al llegar a la pinza proximal, cuidadosamente abra la pinza proximal e inflar el balón para evitar fugas de sangre, inyectando ~0.6 mL de solución salina. Nota: La relación entre el globo inflado al recipiente es 1.5:1.</li>
	<li>Haga avanzar el catéter retrógrado de aproximadamente 2 cm.</li>
	<li>Tire el catéter ampliado, al desinflar el balón ligeramente por la liberación de la jeringa.</li>
	<li>Vuelva a colocar la pinza proximal cuando el catéter alcanza la incisión de la aorta. Desinflar el balón completamente y sáquela.</li>
	<li>Enjuague la aorta con solución de heparina de 250 μl (50 U/mL) usando una jeringa de 30G.</li>
	<li>Cerrar la incisión aórtica usando suturas 10-0. Lugar interrumpe puntadas en cada lado lateral, seguido por una o dos puntadas en el lado ventral.</li>
	<li>Abra la pinza distal. En caso de sangrado, vuelva a cerrar la pinza y colocar puntos de sutura adicionales.</li>
	<li>Abrir con cuidado la pinza proximal.</li>
	<li>Coloque dos hisopos en la sutura para apoyarlo y detener cualquier sangrado.</li>
	<li>Colocar pinzas hemostáticas absorbibles sobre la sutura para mantenerla. Nota: Un pulso aórtico debe ser visible distal de la incisión.</li>
	<li>Coloque los intestinos en el abdomen.</li>
	<li>Lavar la cavidad abdominal con solución salina 0.9% estéril, que ha sido precalentado a 37 ° C.</li>
	<li>Cerrar la capa de músculo abdominal usando suturas corrientes 6-0.</li>
	<li>Cierre la piel con suturas corrientes 5-0.</li>
	<li>Inyectar en forma subcutánea 4-5 mg/kg de carprofeno antes de permitir que el ratón despertar. Seguimiento del animal hasta que se ha ganado conciencia, mantener recumbency esternal. No el animal solo en una jaula hasta su recuperación completa.</li>
	<li>Añadir químicos al agua de bebida (50 mg/100 mL) como medicamento para el dolor por 3 días y monitorear diariamente el animal. Generalmente ratones como el dulce sabor de Metamizol y comenzar a beber inmediatamente después de la cirugía. Si lo prefiere, pueden utilizarse agentes inyectables de liberación sostenida en lugar de químicos. Nota: El período de observación para este modelo es de 28 días.</li>
</ol>3. histopatología
<ol><li>La cosecha la aorta lesionado globo después de 28 días preparando los ratones como se describe en los pasos 2.2 a 2.9.</li>
	<li>Utilice tijeras para quitar la aorta lesión de globo (entre la bifurcación y 0,3 mm por encima de los vasos renales) y eutanasia el ratón cortando a su corazón.</li>
	<li>Irrigue el lumen del vaso con 0.9% NaCl.</li>
	<li>Fijar la embarcación cosechada en paraformaldehído al 4% (PFA) durante la noche y deshidratar en el aumento de las concentraciones de etanol, a partir de etanol al 70% de etanol al 80% durante 1 hora, 2 horas, etanol al 95% durante 2 horas y el etanol al 100% durante 5 horas. Luego, incubar las muestras en xileno durante 2 horas 3 veces, antes de infiltrarse en las muestras con parafina. Nota: en lugar de rubor el buque cosechado con 0.9% NaCl, puede aclararse con 4% PFA. PRECAUCIÓN: PFA y el xileno son tóxicos y deben manipularse con especial cuidado.</li>
	<li>Embeber la muestra en parafina y cortadas en rodajas de 5 μm de espesor utilizando un micrótomo.</li>
	<li>Desparafinizar el portaobjetos con xileno 3 veces durante 5 minutos.</li>
	<li>Rehidratar las diapositivas de tejidos utilizando una serie decreciente de etanol. Iniciar con 100% etanol 2 veces durante 5 min, seguido de 3 minutos de etanol 95%, 80% y 70%.</li>
	<li>Mancha de los portaobjetos con tinción tricrómica de Masson como descrito18.</li>
	<li>Deshidratar diapositivas manchadas en etanol al 100% 2 veces por 10 minutos cada uno. Claro con xileno 2 veces de 10 minutos cada uno y Monte en medio de montaje.</li>
	<li>Ver las diapositivas con un microscopio de campo brillante. Utilizar un objetivo con 5 aumentos y una apertura numérica de 0.12 para un cuadro de resumen o una lente de 20 aumentos x con una apertura numérica de 0.35 para observación detallada.</li>
</ol>4. microscopia de la inmunofluorescencia de
<ol><li>Rehidratar las diapositivas de tejidos utilizando una serie decreciente de etanol. Iniciar con 100% etanol 2 veces durante 5 min, seguido de 3 minutos de etanol 95%, 80% y 70%.</li>
	<li>Realizar recuperación de antígeno por calentar los portaobjetos en solución de recuperación de antígeno en un vapor durante 20 minutos.</li>
	<li>Deje que las diapositivas se enfríe a temperatura ambiente.</li>
	<li>Después de lavar los portaobjetos tres veces con tampón fosfato salino (PBS), aplicar solución de bloqueo de antígeno en secciones de 30 minutos.</li>
	<li>Lave el portaobjetos tres veces durante 5 minutos con PBS.</li>
	<li>Incubar las secciones con anticuerpo primario diluido en un diluyente de anticuerpo primario. Nota: El momento de concentración y la incubación debe ser elegido por separado para cada anticuerpo.</li>
	<li>Lave el portaobjetos tres veces durante 5 minutos con PBS para retirar el anticuerpo no Unido.</li>
	<li>Incubar las secciones con un anticuerpo secundario conjugado previamente diluido en un diluyente de anticuerpo secundario. Nota: El momento de concentración y la incubación debe ser elegido por separado para cada anticuerpo.</li>
	<li>Eliminar los anticuerpos no Unidos por el lavado de los portaobjetos durante 5 minutos tres veces.</li>
	<li>Contratinción los núcleos celulares con 4', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) durante 15 minutos; la concentración final de DAPI debe ser 350 nM.</li>
	<li>Montar diapositivas en inmunofluorescencia compatible con solución de montaje. Nota: Usando la solución de montaje incorrecto puede oscurecer la señal de fluorescencia.</li>
	<li>Diapositivas de la vista con un microscopio de fluorescencia. Use un lente de aumento de 40 x con una apertura numérica de 1.3.</li>
</ol>

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<li>Painter, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myointimal+hyperplasia%3A+pathogenesis+and+implications.+2.+Animal+injury+models+and+mechanical+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Artif+Organs%22%5BJournal%5D)">Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors.</a> Artif Organs. 15 (2), 103-118 (1991).</li>
<li>Stubbendorff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+myointimal+hyperplasia+versus+atherosclerosis+in+mice%3A+an+introduction+of+two+valid+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models.</a> J Vis Exp. (87), e51459(2014).</li>
<li>Deuse, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dichloroacetate+prevents+restenosis+in+preclinical+animal+models+of+vessel+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury.</a> Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este artículo demuestra un modelo murino para el desarrollo de la hiperplasia myointimal y permite la exploración de los procesos patológicos subyacentes y la prueba de nuevos medicamentos o terapéuticas.
El paso más crítico en este protocolo es la denudación de la aorta. Debe prestarse especial cuidado durante este paso como denudación excesiva dará lugar a la formación de aneurismas y el fracaso del modelo. Por otro lado, si la denudación se realiza escaso, desarrollará myointima muy poco. P...

Estenosis arterial en las arterias coronarias y periféricas tiene un gran efecto sobre la morbilidad y la mortalidad de pacientes1. Un mecanismo patológico subyacente es la hiperplasia myointima (MH), que se caracteriza por aumento de la proliferación, migración y síntesis de matriz extracelular proteínas del músculo liso vascular células (SMC)2. SMC se encuentran en la capa media del vaso y migrar sobre el estímulo a la superficie de la luz. Señales estimulantes incluyen factores de crecimiento, citoquinas, contacto célula-célula, lípidos, componentes de la matriz extracelular y esquileo mecánico y estiran las fuerzas3,4,5,6. Lesiones de la pared del vaso, patológica o iatrogénica, causan la célula endotelial y daño a las células del músculo liso y estimulan reacciones inflamatorias y así llevan a MH7.
Diferentes modelos animales están disponibles para el estudio de lesión arterial y la hiperplasia myointima. Grandes animales como cerdos o perros tienen la ventaja de compartir una similar de la arteria y la anatomía coronaria con los seres humanos y son especialmente adecuados para estudios investigando técnicas, procedimiento y dispositivos de angioplastia8. Sin embargo, modelos de cerdo tienen el inconveniente de mayor trombogenicidad9,10, mientras que los perros sólo tienen una suave respuesta a lesiones de vasos11. Además, todos los modelos animales grandes requieren especial, equipos y personal, que está relacionado con altos costos y no siempre está disponibles en una institución. Modelos animales pequeños incluyen ratas y ratones. En comparación con las ratas, ratones tienen las ventajas de menor costo y la existencia de una variedad de golpes modelos. El modelo descrito en este video se puede combinar con ApoE-/-los ratones alimentados con una dieta occidental que mímico de cerca el ajuste clínico de la angioplastia en los vasos ateroscleróticos12. Los modelos anteriores inducida por lesión vascular vía cable lesión13, desecación líquido14, primavera15o manguito lesiones16. Puesto que la naturaleza de la lesión afectará grandemente el desarrollo y Constitución de MH, utilizando un catéter con balón para inducir lesión de vaso es la mejor manera de imitar el ajuste clínico.
En este artículo describimos un nuevo método para inducir a MH con un catéter con balón en ratones. El uso de un catéter con balón (1,2 mm x 6 mm) con un puerto de RX (figura 1A) permite el raspado de la capa íntima y, al mismo tiempo, la inducción de un overdistension del buque. Ambos de estos factores son importantes factores desencadenantes para el desarrollo de MH. El tiempo de observación para este modelo es de 28 días17.

<table><tbody><tr><td>10-0 Sutura Ethilon</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>3 mL Jeringa</td><td>BD Medical</td><td>309658</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>5-0 sutura de prolene</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Sutura de prolene</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Ácido Fucsina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Solución de recuperación de antígenos</td><td>Dako</td><td>S1699</td><td></td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Bepanthen Pomada para ojos y nariz</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>ungüento para los ojos</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Charles River</td><td>Número de inventario 000664</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de pinza</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td>MANDÍBULA DIMS: 4 x 0,75 mm
LONGITUD: 13 mm</td></tr><tr><td>Colágeno 3</td><td>ABCAM</td><td>AB7778</td><td>Anticuerpo</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fischer</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Burro anti-Cabra IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A21432</td><td>Anticuerpo</td></tr><tr><td>secundario Burro anti-Conejo IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A21206</td><td>Anticuerpo</td></tr><tr><td>Secundario Burro anti-Conejo IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A11055</td><td>Secundario anticuerpo</td></tr><tr><td>Burro anti-Conejo IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A31572</td><td>Anticuerpo secundario</td></tr><tr><td>Etanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Etanol absoluto</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>FAP</td><td>abcam</td><td>ab28246</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de anticuerpos finas</td><td>Herramientas</td> <td>de ciencia fina11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas estándar</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Ácido acético glacial</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>Cortapelos</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN 3862340</td><td>25.000 I.E./mL</td></tr><tr><td>Kit de cauterización para alta temperatura</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Image-iT FX Signal Enhancer</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td>Solución de bloqueo</td></tr><tr><td>Verde claro SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Pinza microquirúrgica</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4mm</td></tr><tr><td>MINI TREK Catéter de Dilatación Coronaria 1,20 mm x 6 mm / Intercambio Rápido</td><td>Abbott</td><td>1012268-06U</td><td></td></tr><tr><td>Hidrato de ácido molibdatofosfórico</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Nº de artículo: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizol</td></tr><tr><td>Naranja G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Parafina</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>PFA 4%</td><td>Microscopía electrónica Ciencias</td><td>#157135S</td><td></td></tr><tr><td>Solución de Ponceau S</td><td>Serva Electroforesis</td><td>33427</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Diluyente de anticuerpos primarios</td><td>Dako</td><td>S3022</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Solución de montaje</td><td>Thermo Fischer</td><td>P36930</td><td>Solución de montaje para portaobjetos teñidos con inmunofluorescencia</td></tr><tr><td>Reemplazable punta fina</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td>Resorcina-Fucsina Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2E-30</td><td>Tinción tricrómica</td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofeno</td></tr><tr><td>Tijeras</td><td>Fine Science Tools</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras Herramientas de</td><td>Fine Science estilo</td> <td>Vannas15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Diluyente de anticuerpos secundarios</td><td>Dako</td><td>S0809</td><td></td></tr><tr><td>Adhesivo de acción rápida MINIS 3x1g</td><td>UHU</td><td>45370</td> Portaobjetos de <td>cianoacrilato</td></tr><tr><td></td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>SM22</td><td>abcam</td><td>ab10135</td><td>Anticuerpo</td></tr><tr><td>SMA</td><td>abcam</td><td>ab21027</td><td></td></tr><tr><td>Placa de tinción de</td> anticuerpos <td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio quirúrgico</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Tabotamp fibrilar</td><td>Ethicon</td><td>431962</td><td>Hemostático absorbible</td></tr><tr><td>Transpore Cinta quirúrgica 3M</td><td></td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Jeringa de insulina</td><td>BD Medical</td><td>324825</td><td></td></tr><tr><td>Dilatador de vasos</td><td>Fine Science Tools</td><td>18603-14</td><td></td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Kit de hematoxilina de hierro Weigerts Merck</td><td></td><td>1.15973.0002</td><td>Xileno tricrómico para tinción</td></tr><tr><td></td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr></tbody></table>

lesión basada en globo para inducir la hiperplasia myointimal de la aorta abdominal de ratón

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

El uso de modelos animales es esencial para una mejor comprensión de la MH, una de las principales causas de estenosis arterial. En este artículo, nos muestran un modelo de denudación murine del globo, que es comparable con modelos de lesión de buque establecido en grandes animales. El modelo de denudación de aorta con catéteres de balón imita el ajuste clínico y conduce a cambios fisiológicos y pathobiological comparables. Brevemente, después de realizar una incisión horizontal en la aorta abdominalis, un catéter con balón se introduce en el recipiente, inflado y se introdujo retrogradely. Inflación del balón dará lugar a lesiones de la íntima y overdistension del buque. Después de retirar el catéter, se cerrará la incisión aórtica con puntos de sutura únicas. El modelo mostrado en este artículo es reproducible, fácil de realizar y pueden establecerse de forma rápida y fiable. Es especialmente conveniente para la evaluación de agentes terapéuticos experimentales costosos, que pueden aplicarse de una manera económica. Mediante el uso de diferentes cepas de ratón knockout, podrá evaluarse el impacto de diferentes genes en el desarrollo de MH.

Denudación de globo es un modelo adecuado para estudiar el desarrollo de MH en ratones. Animales recuperan bien de la cirugía y mostrar después de la operación de una excelente condición física. Se estableció este modelo en 50 ratones con menos de 3% de mortalidad debido a la intervención quirúrgica. Figuras 1B -C muestra los principales pasos quirúrgicos. Después de una incisión en la piel a lo largo de la linea alba, identificar la...

Este artículo demuestra un modelo murino para el desarrollo de la hiperplasia myointimal (MH) después de lesión de globo.

Lesión basada en globo para inducir la hiperplasia Myointimal de la Aorta Abdominal de ratón

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

El objetivo general de este sistema modelo basado en ratones es estudiar el desarrollo de la hiperplasia miointimal después de una lesión aórtica con balón. Este sistema modelo puede ayudar a responder preguntas clave sobre la hiperplasia miointimal, como qué factores contribuyen a su desarrollo. Al estudiar el desarrollo de la hiperplasia miointimal en ratones transgénicos, esperamos obtener una mejor comprensión del mecanismo patológico de la enfermedad.Otra ventaja de este modelo animal, es que la enfermedad progresa rápidamente. En solo unas semanas, nos estudian en ratones. Primero, prepare el catéter requerido.Quítelo del soporte y tire del cable guía a través del lumen a través del puerto distal. A continuación, coloque una gota de cianoacrilato en el extremo distal del catéter y pase el alambre guía a través del puerto RX, luego a través del lumen y salga por el puerto distal. A continuación, tire ligeramente del cable guía hacia atrás para dejar unos cinco milimieters que sobresalgan y deje que el adhesivo se seque.Posteriormente, llene una jeringa de tres mililitros con 1,5 mililitros de solución salina al 0,9% y conéctela al puerto de inflado del catéter. Luego empuje el émbolo para probar el inflado del globo. Deje unos 0,6 mililitros de solución salina en la jeringa.A continuación, prepare el ratón para la cirugía. Anestesiarlo en una cámara de isoflurano y luego, durante la cirugía, administrar isoflurano a través de un cono nasal. Antes de continuar, confirme una profundidad suficiente de la anestesia pellizcando las patas traseras y la cola para verificar la ausencia de reflejos.A continuación, retire el vello abdominal con una recortadora de pelo y fije la posición de las patas traseras con cinta adhesiva. Por último, desinfecte la zona abdominal con tres exfoliantes alternos de povidona yodada seguidos de etanol al 80%. Comience con la disección de las capas de piel y músculo a lo largo de la línea alba para exponer los órganos abdominales.Luego aparta los intestinos, envuélvelos en una gasa empapada en solución salina para mantenerlos húmedos. Ahora usando dos pinzas finas para eliminar el tejido graso por encima de la aorta abdominal. Luego, desde una jeringa de insulina, inyecte aproximadamente 12 unidades de sulfato de heparina en la VCI y espere tres minutos para la distribución sistémica.A continuación, utilice fórceps para diseccionar la aorta infrarrenal hasta la bifurcación y revelar las ramas salientes. Luego, mediante cauterización, ligar los vasos laterales a lo largo de la aorta infrarrenal dentro del área que se pinzará . Luego, detenga el flujo sanguíneo pinzando el vaso directamente debajo de las arterias renales y pinzándolo en una posición distal justo por encima de la bifurcación aórtica.Ahora realice una pequeña incisión horizontal a lo largo del vaso en el punto medio entre las pinzas. La incisión debe ser de aproximadamente 1/3 de la circunferencia del vaso. Luego, usando una jeringa de insulina, enjuague la aorta con una solución de heparina como antes.A continuación, coloque suturas 10-0 con nudos simples a cada lado de la incisión. Para continuar, dilatar la aorta. Coloque un dilatador de vasos en la incisión y separe ligeramente el vaso.Hazlo dos o tres veces. A continuación, prepare el catéter con balón humedeciéndolo con solución salina. A continuación, inserte el catéter balón desinflado en la aorta y avancelo hacia la pinza proximal.Abra con cuidado la pinza proximal e infle el globo para evitar fugas de sangre inyectando aproximadamente 0,6 mililitros de solución salina. A continuación, avance el catéter retrógrado unos dos centímetros. Tire del catéter hacia atrás mientras desinfla ligeramente el globo.Cuando el catéter llegue a la incisión de la aorta, vuelva a colocar la pinza proximal. Luego, desinfla el globo por completo y retíralo. Ahora enjuague la aorta con solución de heparina.A continuación, proceda a cerrar la incisión aórtica utilizando suturas 10-0 interrumpidas en cada lado lateral. Seguido de uno o dos puntos en el lado ventral. A continuación, abra la pinza distal, compruebe si hay sangrado y coloque suturas adicionales según sea necesario.Una vez que no haya sangrado, abra con cuidado la pinza proximal. Use hisopos en las suturas para soporte y para retrasar el sangrado. A continuación, coloque hemostáticos reabsorbibles en las suturas para sostenerlas.Con ambas pinzas abiertas, debe ser visible un pulso aórtico distalmente desde la incisión. Ahora vuelva a colocar los intestinos en el abdomen y enjuague la cavidad abdominal con solución salina calentada a 37 grados centígrados. A continuación, cierre la capa de músculo abdominal con suturas corridas 6-0.Y luego cerrar la piel con suturas corridas 5-0. A continuación, inyecte inmediatamente un analgésico por vía subcutánea antes de que el animal se despierte. Ahora monitoree al ratón hasta que haya recuperado la conciencia y pueda mantener la decúbito esternal.Una vez consciente, aloja al animal solo hasta que se haya recuperado por completo. Proporcionar Metamizol al agua potable durante tres días. Asegúrese de revisar el mouse todos los días para garantizar una buena recuperación.La denudación con balón es un método adecuado para estudiar el desarrollo de la hiperplasia miointimal en ratones. Los animales se recuperaron bien de la cirugía y estaban en excelentes condiciones físicas. Menos del 3% murió en más de 50 cirugías.La hiperplasia miointimal se desarrolló progresivamente en el injerto. La tinción histológica con tricrómico de Masson mostró la formación de mioíntima dentro de la lámina elástica interna. Las lesiones miointimales consistieron principalmente en componentes celulares positivos para SM22, lo que indica células de músculo liso y células de ECM como miofibroblastos, que también se muestran en rojo.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar las lesiones con balón en ratones. Una vez dominada, esta técnica se puede hacer en 20 minutos si se realiza correctamente.

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Este video muestra a dos modelos de desarrollo de la placa de la íntima en las arterias murinos y hace hincapié en las diferencias en la hiperplasia miointimal y la aterosclerosis.

Inducir miointimal Hiperplasia Versus aterosclerosis en ratones: una introducción de dos modelos válidos

Este protocolo utiliza un catéter de balón para causar una lesión intraluminal de la arteria carótida de rata y en adelante provocar hiperplasia neointimal. Este es un modelo bien establecido para el estudio de los mecanismos de remodelación vascular en respuesta a una lesión. También es ampliamente utilizado para determinar la validez de los enfoques terapéuticos potenciales.

Lesión Vascular Globo y Administración intraluminal en rata arteria carótida

Describimos una técnica quirúrgica que produce una lesión con alambre en la arteria femoral de ratones para inducir hiperplasia neointimal para servir como sistema de prueba modelo para la administración perivascular de compuestos terapéuticos para la inhibición de la reestenosis.

Modelo murino de la arteria femoral Lesiones Alambre con implantación de un perivascular Drug Delivery Patch

La reestenosis después de los procedimientos cardiovasculares (cirugía de bypass, angioplastia o stent) es un problema significativo que reduce la durabilidad de estos procedimientos. Una terapia ideal inhibiría la proliferación de células de músculo liso (VSMC) mientras promovía la regeneración del endotelio. Describimos un modelo para la evaluación simultánea de la proliferación VSMC y la función endotelial in vivo.

Lesión por aplastamiento aórtico murino: una eficacia<em&gt; In Vivo</em&gt; Modelo de proliferación de células musculares lisas y función endotelial

Modelos animales de aterosclerosis son esenciales para comprender el mecanismo e investigar nuevos enfoques para prevenir el desarrollo de la placa o ruptura, una causa principal de muerte en el mundo industrializado. Este protocolo utiliza una combinación de lesión de globo y dieta rica en colesterol para inducir a las placas ateroscleróticas en arteria ilíaca de conejo.

El modelo de conejo de ateroesclerosis acelerada: una perspectiva metodológica de la lesión de globo de la arteria ilíaca

Aquí, presentamos un protocolo de trasplante aórtico heterotópico en ratones utilizando la técnica del manguito no sutura en un modelo de murina cervical. Este modelo se puede utilizar para estudiar la patología subyacente de la vasculopatía por aloinjerto crónico (CAV) y puede ayudar a evaluar nuevos agentes terapéuticos para prevenir su formación.

Modelo de trasplante de aórtica cervical murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada

La lesión del globo arterial carótido de rata imita el procedimiento clínico de angioplastia realizado para restaurar el flujo sanguíneo en vasos ateroscleróticos. Este modelo induce la respuesta a lesiones arteriales al desprestir la pared arterial, y desnudar la capa intimal de las células endoteliales, causando en última instancia remodelación y una respuesta hiperplástica intimal.

Una lesión de globo segmentario controlada por presión arterial carótida de rata con aplicación terapéutica periavential

El presente protocolo describe un método quirúrgico estandarizado para el modelo AAA inducido por elastasa a través de la aplicación directa de elastasa a la adventicia de la aorta abdominal infrarrenal en ratones.

Modelo de aneurisma aórtico abdominal de ratón inducido por la aplicación perivascular de elastasa

Este protocolo describe un modelo de ratón de aneurisma aórtico abdominal (AAA) inducido por fosfato de calcio para estudiar las características patológicas y los mecanismos moleculares de los AAA.

Un modelo de aneurisma aórtico abdominal de ratón inducido por fosfato de calcio

Este manuscrito presenta un protocolo para establecer un modelo de aneurisma de aorta abdominal en ratón utilizando cloruro de calcio y elastasa, combinando las ventajas de los métodos de modelado anteriores. Este modelo se puede utilizar para investigar los mecanismos fisiopatológicos subyacentes a los aneurismas de aorta abdominal.

Un modelo de aneurisma de aorta abdominal de ratón por infiltración periadventicial de cloruro de calcio y elastasa

Este protocolo proporciona un método repetible y fiable para inducir aneurismas de la aorta abdominal (AAA) en ratones C57BL/6 mediante sensibilización con elastina y aplicación de elastasa perivascular, como un modelo AAA que incorpora un componente de sensibilización inmune.

Creación fiable de un modelo de aneurisma aórtico abdominal murino utilizando sensibilización con elastina y elastasa perivascular

Aprende a inducir hiperplasia myointimal en la aorta abdominal de ratón mediante lesión con catéter de globo. Este modelo permite estudiar la progresión rápida de la enfermedad y los mecanismos patológicos vasculares en investigación cardiovascular.

Lesión basada en globo para inducir la hiperplasia Myointimal de la Aorta Abdominal de ratón

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