Name: Estímulo del nervio cavernoso y grabación de la presión intracavernosa en una rata (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Aprende una técnica quirúrgica simplificada para estimular el nervio cavernoso y medir la presión intracavernosa en ratas. Este método reproducible permite estudiar la fisiopatología de la disfunción eréctil y probar nuevas terapias de forma confiable.

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Los autores no tienen ninguna agradecimientos.

Los animales fueron alojados en el centro de cuidado Animal de Universidad de Dinamarca Meridional según las directrices. Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo con arreglo a la guía de institutos nacionales de salud para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Se trata de un procedimiento de cirugía aguda, no supervivencia.
1. preparación de tubos, electrodos e instrumentos para el procedimiento quirúrgico
<ol><li>Utilizar los siguientes instrumentos de microcirugía: tijeras quirúrgicas, tijeras micro angulares, un fórceps de tejido, un par de Dumont #7 y #5 curvas micro pinzas, un soporte de micro de la aguja y retractores. Nota: Como se trata de un procedimiento agudo, los instrumentos no deben ser esterilizados. Después del uso, limpie y limpie las puntas con etanol al 70%.</li>
	<li>Sumerja el tubo en etanol al 70% y luego lavarlo con estéril 0,9% NaCl con 100 heparina U/mL antes de su uso. Dejar el tubo de llenado para evitar la introducción de burbujas de aire en el sistema.</li>
	<li>Cortar un trozo de longitud de 20-30 cm de tubería de polietileno (PE)-50 para hacer un catéter para la medición de la PIC. Asegúrese que el tubo lo más corto posible reducir la presión de la humectación.</li>
	<li>Doblar un estéril 24G aguja de lado a lado hasta que la aguja se rompe en el medio. Conecte la pieza con el bisel en el extremo distal de la tubería de PE para su inserción en las crus del pene. Introducir la otra mitad al hub para conexión a transductor de presión. Llenar el sistema con solución salina heparinizada (100 U/mL).</li>
	<li>Para hacer el electrodo bipolar de recubrimiento de Teflon, corte dos 125 μm plata hilos de igual longitud. Utilice un trozo de cinta para conectar los cables al borde de la mesa y enlácelos. Posteriormente, coloque el electrodo en una placa negra.</li>
	<li>Hacer una pequeña incisión en el teflón y #5 micro pinzas para una longitud de 4-5 mm de revestimiento de teflón de las puntas de los electrodos de la tira. Cortar las puntas con un bisturí para lograr incluso longitud y crear ganchos doblando los extremos en el borde romo de una hoja de bisturí.</li>
	<li>El electrodo de cinta con el final que se extiende ligeramente sobre el borde de la placa negra con los ganchos hacia arriba. Mezcle el pegamento de silicona en una placa de plástico para 10 s y abrigo de una cola de burbujas alrededor del electrodo 1-2 mm del gancho.</li>
	<li>Deje que se seque durante aproximadamente 5 minutos antes de su uso (figura 1). Tira el teflón de una sección más larga en el otro extremo, para permitir la conexión con el estimulador. Nota: Con volver a hacer los ganchos en el extremo distal, el electrodo puede ser reutilizado muchas veces.</li>
</ol>2. preparación del Animal
<ol><li>Después de anestesiar el animal, afeitarse la mitad inferior del abdomen, cuello y perineo. Frote el animal con alcohol al 70% seguido de povidona-yodo tres veces. Colocar la rata en una plataforma quirúrgica calentada en una posición supina. Aplicar el ungüento oftálmico de veterinario y pasar la anestesia a un cono de nariz con 2.5% isoflurano y 0,8 L/min de oxígeno como el portador. Nota: Ajustar el nivel de isoflurano y oxígeno para alcanzar un nivel aceptable de la anestesia.</li>
</ol>3. preparación prequirúrgica
<ol><li>Realizar todo el procedimiento quirúrgico bajo un microscopio: basta con un aumento de 3.15 X hasta 20 X. Usar guantes y mantener un ambiente limpio a través de la cirugía. Colocar la rata en un paño.</li>
</ol>4. disección del músculo isquiocavernoso para la medición de PIC
<ol><li>Usar un bisturí, tijeras rectas, y curvas de Dumont #7 micro pinzas para hacer 1 cm vertical piel incisión 5 mm lateral a la línea media a partir del nivel de la base del pene y que se extiende hacia abajo (figura 2A). Use un q-Tip y separar con cuidado el lateral de la fascia del escroto (figura 2B). Después de disecar la fascia, Coloque retractores y palpe con un algodón-inclinado-swap para encontrar la tuberosidad isquiática (figura 2).</li>
	<li>Diseca a través del tejido adiposo medial de este punto hasta que se visualiza el músculo isquiocavernoso (Figura 3A). Utilice un par de pinzas de micro curva Dumont #7 y separar longitudinalmente el músculo. La túnica albugínea aparece como una estructura blanco brillante (figura 3B). Utilizando micro pinza y una tijera micro, exponer la túnica albugínea adecuadamente para ver su recorrido (figura 3).</li>
	<li>Después de la calibración de la configuración del sistema, inserte el tubo a través de la piel en el perineo, asegurándose de que corre paralela a las crus del pene (figura 4). Deje la línea en su lugar y mantener la incisión húmeda con solución salina.</li>
</ol>5. CN la disección para la estimulación
<ol><li>Hacer 2 cm inferior, incisión abdominal de línea media a través de la piel utilizando, en primer lugar, un bisturí y luego un par de tijeras rectas y micro pinzas. Crear una incisión correspondiente a través de la fascia a lo largo de la línea alba y el tejido muscular subyacente para exponer a la vejiga y la próstata.</li>
	<li>Utilizar separadores para lograr buena exposición. Usar hisopos de punta de algodón para separar la próstata desde el tejido adiposo para obtener clara visualización del ganglio pélvico mayor (MPG) y CN, en el aspecto dorsolateral de la próstata (figura 5).</li>
	<li>Después de la visualización del MPG y el CN, cuidadosamente incidir la fascia que cubre el nervio 2-5 mm distal al MPG con tijeras micro angulares (Figura 6a). Con el uso de pinzas micro #5, extensión del tejido a cada lado del nervio y por debajo de ella para liberar una porción larga de 4 mm (figura 6b) y deslice una sutura 9-0 en el nervio (figura 6 c).</li>
	<li>Elevar el nervio un poco con la ayuda de la sutura (Figura 7a) para facilitar la colocación de los ganchos del electrodo bipolar alrededor del nervio (figura 7b). Que una mezcla de asistente el pegamento de silicona de dos componentes con la punta de una insulina de aguja seco s. 5 el nervio y aplique el pegamento en el área alrededor de los ganchos y el nervio (figura 7 c, d). Mantenga el nervio elevado tirando ligeramente el electrodo durante aproximadamente 1 minuto permitir que el pegamento se seque.</li>
	<li>Retire los retractores, a excepción de los retractores del lado derecho para evitar cualquier tracción o torsión del electrodo. Moje los órganos expuestos con solución salina y de la endecha una gasa empapada en solución salina sobre la incisión.</li>
</ol>6. cavernoso cuerpo canulación para la medición de PIC
<ol><li>Restaurar la visualización de la túnica albugínea con retractores. Asegúrese de no colocar los retractores al músculo isquiocavernoso como distorsionará el muslo.</li>
	<li>Conecte la aguja y lave el tubo con solución salina heparinizada antes de introducirlo en la túnica albugínea. Mantenga estirado, con Dumont #7 curvas micro pinzas en una mano el albuginea de tunica (no dominante), sostiene la túnica albugínea y el resto del músculo sobrepuesto distal al punto de inserción. Sujete la aguja con el fórceps recto micro en otro lado dominante y asegúrese de introducirla paralelo al curso del cuerpo cavernoso (figura 8).</li>
	<li>Empuje la aguja 5-8 mm en el cuerpo cavernoso. Lave el tubo y presiona en las crus para probar la línea (figura 9). Asegúrese de que no hay ninguna fuga. Fije el tubo a la mesa con cinta para evitar tracción accidental de la línea. Retire los retractores.</li>
</ol>7. estimulación de la CN
<ol><li>Con el programa de grabación (p. ej., punto 2) continuamente en ejecución, registrar la presión arterial intracavernosa y media.</li>
	<li>Definir los siguientes parámetros en un estimulador (por ejemplo, instrumentos de hierba SD9, véase Tabla de materiales) para la estimulación de la CN: corriente 1.5 mA, frecuencia de 16 Hz, tensión de 3 V y ancho de pulso 5 Sra. aplicar 50 s de la estimulación con un mínimo de 1 minuto de descanso entre estímulos. Nota: Los primeros estímulos generalmente producir respuesta disminuida (figura 10).</li>
</ol>

<ol><li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEckhard%2C+C+%22Untersuchungen+%C3%BCber+die+Erektion+des+Hundes+In%3A+Beitr%C3%A4ge+zur+Anatomie+und+Physiologie%22">Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie</a>. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li>
<li>Martinez-Pineiro, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+the+study+of+penile+erection%3A+pharmacologic+and+electrical-stimulation+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters.</a> Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).</li>
<li>Hayashi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+FK1706+on+erectile+function+following+bilateral+cavernous+nerve+crush+injury+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model.</a> J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).</li>
<li>Burnett, A. L., Becker, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunophilin+ligands+promote+penile+neurogenesis+and+erection+recovery+after+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury.</a> J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).</li>
<li>Yamashita, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+injury-related+erectile+dysfunction+following+nerve-sparing+radical+prostatectomy%3A+a+novel+experimental+dissection+model%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model.</a> Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).</li>
<li>Burnett, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GGF2+is+neuroprotective+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury-induced+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).</li>
<li>Lin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticle+Improved+Stem+Cell+Therapy+for+Erectile+Dysfunction+in+a+Rat+Model+of+Cavernous+Nerve+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury.</a> J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).</li>
<li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li>
<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction%3A+a+consensus+article%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat%3A+is+there+model+dependency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li>
<li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El objetivo principal de este estudio era describir una técnica quirúrgica simplificada de la canulación de la crus del pene para la grabación de la ICP y el aislamiento del CN para la electroestimulación. Hemos introducido modificaciones a la disección del cuerpo cavernoso para simplificar la cirugía y proporcionar grabaciones reproducibles del aumento del ICP con el estímulo de la CN. Con una incisión vertical de piel de 1 cm, lateral a la base del pene, con la tuberosidad isquiática palpable como guía, hemos logrado b...

In vivo estudio de la función eréctil en animales de experimentación se inició en 1863 con el trabajo experimental pionero de Eckhard1. Electroestimulación de los nervios pélvicos fue utilizada para inducir el ICP creciente en perros. A lo largo delsiglo 20, protocolos experimentales similares fueron utilizados en los animales más grandes como perros, monos, gatos y conejos. Evaluación de la función eréctil en una rata primero fue desarrollado por Quinlan et en 19892. El método ya ha sido modificado y actualizado por varios otros grupos34. Hoy, la rata es el más ampliamente utilizado de modelo animal para estudiar la patología de la disfunción eréctil y evaluar nuevas opciones de tratamiento. Los pasos principales del procedimiento incluyen, registrar la presión arterial sistémica usando una línea en la arteria carótida, la canulación de las crus del pene a medida ICP y la estimulación de la CN para inducir un aumento del ICP. Aunque varios investigadores han refinado el modelo, su reproductibilidad sigue siendo un problema y resultados variables han sido reportados por diferentes laboratorios. Persisten varias dificultades.
Anteriores artículos5,6,7,8,9,10 describe el uso de la exposición completa del pene con degloving del pene para la canulación del cuerpo cavernoso. No se trata de un enfoque óptimo como manipulación y disección perjudicial causa lesión a las estructuras, que son esenciales para la función eréctil. La disección de la CN ha sido bien descrito10,11, pero el estímulo del nervio no es óptimo debido a múltiples factores que podrían afectar los resultados experimentales. La técnica de estimulación CN incluye elevación del nervio del tejido circundante tirando el electrodo bipolar de gancho, que se coloca alrededor del nervio, y secando el nervio antes de cada estímulo. Esto puede llevar a diversos grados de daño del nervio y la fuga de corriente eléctrica, resultando en una respuesta disminuida o falso aumento del ICP mediante la estimulación de vías alternativas por ejemplo, los músculos del suelo pélvico, vejiga y del aparato digestivo zona12. Todos estos factores límite de reproducibilidad.
Durante nuestro estudio, observamos que la profundidad y el tipo de anestesia tienen un efecto profundo en el ICP. Los anestésicos utilizados son sodio pentobarbital, ketamina/xilacina o ketamina/midazolam inyección o inhalación isoflurano/oxígeno.
Aquí describimos un método quirúrgico simplificado y proporcionar datos de apoyo a la estandarización del protocolo experimental.

<table><tbody><tr><td>Pinzas Adson</td><td>Herramienta de Ciencia Fina</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont #7</td><td>Herramienta de Ciencia Fina</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Dumont #5</td><td>Herramienta de Ciencia Fina</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td>Tijera ToughCut Mayo</td><td>Herramienta de Ciencia Fina</td><td>14110-15</td><td></td></tr><tr><td>Tijera de resorte Vannas</td><td>en miniatura Herramienta de ciencia fina</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Hemostático ultrafino</td><td>Herramienta de ciencia fina</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr><td>Crile Hemostático</td><td>Herramienta de ciencia fina</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil Adhesivo</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-SIL</td><td></td>Alambre de</tr><tr><td>plata recubierto de teflón 0,125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>Retractores de alambre elástico</td><td>Hecho a medida</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hoja de bisturí</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>Tubo PE-50</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de 23 G</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 Estimulador de pulso cuadrado</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>Transductor de presión arterial y cable</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf Aplicadores con punta de algodón</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta Sticks Oculares</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 % 100 mL</td><td>Farmacia local Heparina</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Farmacia</td><td></td><td></td>local</tr><tr><td>25 mL Jeringa Hospital</td><td>Universitario</td><td></td><td></td>Odense</tr><tr><td>Pomada ocular veterinaria - Viscotears</td><td>Farmacia local</td><td></td><td></td></tr><tr><td>alambres de plata&nbsp;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pegamento de silicona&nbsp;</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, EE. UU.</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

estímulo del nervio cavernoso y grabación de la presión intracavernosa en una rata

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

La estimulación del nervio cavernoso (CN) y la medición de la presión intracavernosa (PIC) se han utilizado extensivamente para probar y evaluar terapias para la disfunción eréctil. Sin embargo, los métodos utilizados varían entre los laboratorios, y todavía existen riesgos. El objetivo de este estudio era describir una técnica quirúrgica que proporcionaría un modelo confiable y reproducible. Exponiendo el músculo isquiocavernoso en su punto de inserción en la tuberosidad isquiática, las crus pene podrían ser canulados con mínima disección y lesiones a las estructuras implicadas en la función eréctil. Estimulación repetida de la CN, sin necesidad de levantar y secado, se logró mediante un 125 μm bipolares electrodo de plata y pegamento de silicona biocompatibles para aislar el complejo de electrodo-nervio. Este método evita neuropraxia reduciendo estiramiento y secado el nervio y proporciona aislamiento total del nervio, negación de fugas eléctricas y prevención de la estimulación de vías alternativas.

El uso de este protocolo con los parámetros de estimulación recomendado, bajo anestesia inhalatoria con isoflurano 2.0% oxígeno 0,8 L/min, debe producir resultados como se muestra en la figura 11 y figura12, donde hay varios hacia atrás estímulos entre 75-80 mm Hg. figura 13 muestra la misma respuesta estable sobre un estímulo de 20 min con la respuesta estable a 73-77 mm Hg. prueba de la línea p...

Este estudio describe un procedimiento quirúrgico simplificado y técnica para realizar la estimulación del nervio cavernoso con el aislamiento del nervio-electrodo complejo usando pegamento de silicona y medición de la presión intracavernosa.

Estímulo del nervio cavernoso y grabación de la presión intracavernosa en una rata

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Los objetivos generales de este método son describir una técnica quirúrgica simplificada de canulación de pene para el registro de la presión intracavernosa y la disección y aislamiento del nervio cavernoso para la electroestimulación. Este protocolo experimental se puede utilizar para estudiar la fisiopatología de la disfunción eréctil y probar nuevas terapias. La principal ventaja de esta técnica es que es reproducible, rápida y fiable.Ha abordado y eliminado los principales escollos descritos en este tutorial. Aunque este método puede proporcionar información sobre la disfunción eréctil, el aislamiento del complejo de electrodos nerviosos con pegamento de silicona biocompatible es aplicable a la electroestimulación de cualquier nervio periférico, lo que permite realizar pruebas fisiológicas de otros órganos. Para comenzar este procedimiento, después de anestesiar al animal, afeitar la mitad inferior de su abdomen y perineo.Frote al animal con alcohol al 70% y povidona yodada tres veces alternativamente. Después de eso, coloque a la rata en una almohadilla quirúrgica caliente en posición supina. Aplique ungüento en los ojos y mantenga a la rata anestesiada a través de un cono nasal con 2,5% de isoflurano.Luego, realice todo el procedimiento quirúrgico bajo un microscopio quirúrgico en un paño. Posteriormente, realice una incisión en la piel de un centímetro cinco mililitros lateral a la línea media comenzando a nivel de la base del pene y extendiéndose hacia abajo. Use un hisopo para separar cuidadosamente la fascia lateral al escroto.Después de diseccionar la fascia, use un par de retractores para retirar los bordes de la piel y el testículo y localizar la tuberosidad isquiática mediante la palpación con un hisopo con punta de algodón. Diseccionar a través del tejido adiposo medialmente hasta que el músculo isquiocavernoso sea visible. Use un par de pinzas para separar el músculo longitudinalmente y exponer la túnica albugínea.La túnica albugínea aparecerá como una estructura de color blanco brillante. Después de la calibración de la configuración del sistema, inserte el tubo a través de la piel del perineo, asegurándose de que corra paralelo al pene crus. Luego, deje la vía en su lugar y mantenga la incisión húmeda con solución salina.En este procedimiento, haga una incisión de dos centímetros en la línea media abdominal inferior a través de la piel. Cree una incisión a juego a través de la fascia a lo largo de la línea alba para exponer la vejiga y la próstata. Utilice los retractores para lograr una buena exposición.Luego, use hisopos con punta de algodón para separar la próstata del tejido adiposo. Ajustar los retractores y completar la disección hasta obtener una visualización clara del MPG y CN corriendo en la cara lateral dorsal de la próstata. Después de localizar el MPG y el CN, haga una incisión cuidadosa en la fascia que recubre el nervio de dos a cinco milímetros distal al MPG.A continuación, extienda el tejido a cada lado del nervio y debajo de él para liberar una porción de cuatro milímetros de largo y luego deslice una sutura debajo del nervio. Elevar ligeramente el nervio con la ayuda de la sutura para facilitar la colocación de los ganchos del electrodo bipolar alrededor del nervio. Deje que un asistente mezcle el pegamento de silicona de dos componentes con la punta de una aguja de insulina durante cinco segundos.Seca el nervio y aplica el pegamento en el área alrededor de los ganchos y el nervio. Mantenga el nervio elevado tirando ligeramente del electrodo durante aproximadamente un minuto para permitir que el pegamento se seque. A continuación, retire los retractores, a excepción de los retractores del lado derecho para evitar que el electrodo se tire o se tuerza.Posteriormente, humedezca los órganos expuestos con solución salina y coloque una gasa empapada en solución salina sobre la incisión. En este procedimiento, restaure la visualización de la túnica albugínea utilizando retractores. Asegúrate de no colocar los retractores en el músculo isquiocavernoso, ya que distorsionará el músculo.A continuación, coloque la aguja en el tubo de PE50 y enjuague el tubo con solución salina heparinizada antes de introducirla en la túnica albugínea. Mantenga la túnica albugínea estirada y sostenga el músculo suprayacente distal hasta el punto de inserción con su mano dominante. Luego, sostenga la aguja en su mano no dominante e introdúzcala en el cuerpo cavernoso.Enjuague la línea para confirmar la colocación correcta en los cuerpos cavernosos sin fugas. La inserción de la aguja en el cuerpo cavernoso para el registro de la presión constituye un paso crítico. Al desplegar la aguja en el crus, es importante que el crus esté estirado y que la aguja se despliegue paralelamente a su curso.Enjuague el tubo y presione los crus para probar la línea. Asegúrese de que no haya fugas. Después de eso, sujete el tubo a la mesa con cinta adhesiva para evitar tirones accidentales de la línea.A continuación, retire los retractores. Configure los parámetros en un estimulador y aplique la estimulación durante 50 segundos con un mínimo de un minuto de descanso entre estimulaciones. Esta figura muestra una primera respuesta disminuida con una estimulación de 50 milímetros de mercurio, a la que le sigue la segunda y tercera estimulación de 66 milímetros de mercurio.Luego, las mediciones posteriores se registraron en el nivel normal a 73 milímetros de mercurio. Y aquí se muestra la estabilidad de los resultados utilizando este protocolo con 10 estimulaciones consecutivas entre 75 y 78 milímetros de mercurio. Esta figura muestra las dosis efectivas de anestesia sobre la presión intracavernosa.Se observó una respuesta disminuida y más fluctuante al aumento de isoflurano en comparación con la respuesta estable al 2% en las dos primeras y las tres últimas estimulaciones. El trazo azul en la parte superior muestra la presión arterial principal constante. Esta figura muestra el efecto del tipo de anestesia sobre la presión intracavernosa.Las estimulaciones iniciales realizadas bajo anestesia con isoflurano mostraron un aumento de presión de 80 milímetros de mercurio. Una vez que se administró fentanilo midazolam, hubo un aumento en respuesta a 110 milímetros de mercurio. Esta figura demuestra el efecto de la administración de oxígeno a través del cono de la nariz.La interrupción de la administración de oxígeno a través del cono de la nariz resultó en una reducción significativa en el aumento de la presión cavernosa con la estimulación del nervio cavernoso. No se observó ningún efecto sobre la presión arterial principal. Una vez dominado y si se realiza correctamente, este procedimiento se puede completar en 30 minutos.Al realizar las estimulaciones, es importante recordar que tanto el tipo como el nivel de anestesia y oxigenación tienen un gran impacto en la presión intracavernosa. Siguiendo este procedimiento, se pueden probar diferentes agentes para responder preguntas relacionadas con la fisiopatología de la disfunción eréctil y la introducción de nuevos tratamientos. Después de ver este video, debe tener una comprensión profunda de cómo realizar la estimulación del nervio de la cánula, incluido el aislamiento del electrocomplejo nervioso con pegamento sellador y el registro de la presión intracavernosa después de la disección y canulación mínimamente invasivas de las partes cavernosas.

cavernous-nerve-stimulation-recording-intracavernous-pressure

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Fuente: Sanchez, C. A., et al. Preparación de electrodos de estimulación nerviosa periférica para implantación crónica en ratas. J. Vis. Exp. (2020).Este video muestra la estimulación del nervio vago en una rata despierta. Una rata con un electrodo de manguito nervioso periférico crónico implantado y entrenada en una tarea de prensa de palanca está conectada a un generador de estímulos a través de una tapa de cabeza implantada. El nervio vago se estimula inmediatamente después de cada pulsación...

Estimulación del nervio vago a través de electrodos del manguito del nervio periférico implantados crónicamente en ratas

Este video muestra el procedimiento para registrar el potencial de acción muscular compuesto (CMAP) en ratas mediante la aplicación de estímulos eléctricos al nervio cubital, el ajuste de electrodos para una señal óptima y el aumento de la estimulación para evaluar la funcionalidad del nervio. Este método permite la investigación in vivo de las funciones de los nervios periféricos en los trastornos neurológicos.

Medición in vivo del potencial de acción muscular compuesto en una rata

Este video muestra el aislamiento y la estimulación del nervio cavernoso en una rata anestesiada para estudiar los cambios de presión arterial en el cuerpo cavernoso.

Realización de la estimulación del nervio cavernoso en ratas para medir la presión intracavernosa

La excitabilidad axonal técnicas proporcionan una poderosa herramienta para analizar la fisiopatología y los cambios biofísicos que preceden acontecimientos degenerativos irreversibles. Este manuscrito muestra el uso de estas técnicas en el nervio cubital de ratas anestesiados.

En Vivo Medición electrofisiológica del nervio cubital con la excitabilidad Axonal prueba rata

Grabación de la presión intracavernosa (PIC) es un método importante para evaluar la función eréctil de animales de experimentación. Aquí, se demuestra un protocolo detallado para el procedimiento de grabación de ICP catheterizing el pene de muslos y luego eléctricamente estimulando los nervios cavernosos en ratas.

Grabación de la presión intracavernosa para evaluar la función eréctil en roedores

Hemos desarrollado una técnica que registra simultáneamente la electrocorticografía y los potenciales de campo local en respuesta a estímulos nociceptivos laser se mueva libremente las ratas. Esta técnica ayuda a establecer una relación directa de señales electrocortical mesoscópicos y macroscópicos, que facilita la investigación de procesamiento en el cerebro de la información nociceptiva.

Grabaciones simultáneas de los potenciales de campo Local Cortical y Electrocorticograms en respuesta a estímulos nociceptivos Laser se mueva libremente las ratas

Los enfoques existentes para la construcción de electrodos nerviosos periféricos crónicamente implantables para su uso en roedores pequeños a menudo requieren equipo especializado y/o personal altamente capacitado. En este protocolo demostramos un enfoque simple y de bajo costo para fabricar electrodos de manguito implantables crónicamente, y demostramos su eficacia para la estimulación nerviosa de vagon (VNS) en ratas.

Preparación de electrodos de estimulación nerviosa periférica para la implantación crónica en ratas

Este protocolo describe el registro intracelular in vivo de motoneurones lumbares de rata con estimulación simultánea de corriente directa trans-espinal. El método nos permite medir las propiedades de la membrana y registrar la cocción rítmica de motoneurones antes, durante y después de la polarización anodal o catódal de la médula espinal.

En Vivo Registro Intracelular de Motoneurones Espinales de Rata Tipo Identificados Durante estimulación de corriente directa trans-espinal

El presente protocolo describe la técnica quirúrgica para implantar una guía de electrodos en el nervio vago abdominal en ratas, junto con métodos para pruebas de electrofisiología crónica y estimulación con el dispositivo implantado.

Cirugía de implantación para estudios de estimulación y registro del nervio vago abdominal en ratas despiertas

Una nueva técnica para registrar las presiones dentro del cráneo se describe. El método mínimamente invasiva usa un sistema de presión de fibra óptica de detección para medir con precisión la presión intracraneal (PIC) en ratas anestesiadas, sin causar un trauma cerebral importante. La técnica se puede utilizar en una amplia gama de modelos experimentales.

Medición de la presión intracraneal epidural en ratas, utilizando un transductor de presión de fibra óptica

Aprende una técnica quirúrgica simplificada para estimular el nervio cavernoso y medir la presión intracavernosa en ratas. Este método reproducible permite estudiar la fisiopatología de la disfunción eréctil y probar nuevas terapias de forma confiable.

Estímulo del nervio cavernoso y grabación de la presión intracavernosa en una rata

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