Name: Evaluación no invasiva de la función muscular de los dorsiflexores en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-17T13:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 31 s
Description: Aprende a evaluar la función muscular de los dorsiflexores en ratones mediante un método no invasivo in vivo. Esta técnica permite mediciones repetidas para monitorear la progresión de enfermedades neuromusculares.

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Financiación de este proyecto fue de la escuela de ejercicio y Ciencias de la nutrición, Universidad de Deakin. Los autores desean agradecer al Sr. Andrew Howarth por su extensa obra en la optimización del dispositivo de electrodos.

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el Comité de ética de la Universidad de Deakin Animal (proyecto #G19/2014).
1. equipo instalación
<ol><li>Asegúrese de que todas las máquinas están correctamente conectadas.</li>
	<li>Encienda el ordenador, el estimulador de bifásico de alta potencia y sistema de palanca dual-mode.</li>
	<li>Ajustar la abrazadera de rodilla de ratón en la plataforma, así como de la placa-base de ratón en el transductor.</li>
	<li>Encender la plataforma de calentamiento a 37 ° C.</li>
	<li>Abra el software de control muscular dinámico en el escritorio. Nota: Este es el software necesitado para realizar pruebas funcionales.</li>
</ol>2. software y configuración del modelo
<ol><li>Una vez abierto el programa (figura 1), calibrar el transductor y seleccione Setup | Mis instrumentos | Calibrar.</li>
	<li>En el botón "Configuración", seleccione InstantStim y cambiar los parámetros de "Tiempo de ejecución" a 120 s (figura 1A). Nota: Voltaje óptimo puede lograrse también por realizar contracciones solo, configurar manualmente o a partir de la InstantStim tantas veces como sea necesario.</li>
	<li>En la ventana tipo capaz con la etiqueta "Autoguardar Base" para introducir el nombre del auto guardar ubicación de archivo (por ejemplo,, mouse1-fecha-timepoint1). Haga clic en la casilla de verificación a la izquierda de la ventana "Base de autoguardado" y cambiar a Activar Autoguardar.</li>
	<li>En la parte superior del control DMC pantalla ir a secuenciador, que se abre una nueva pop-up ventana. Seleccione Secuencia abierta y seleccione el protocolo predefinido para ser utilizados (figura 1B). Haga clic en secuencia de carga de | Cerrar ventana. Nota: Este paso se utiliza para generar una prueba de curva de frecuencia (FFC) fuerza (1, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 80, 100, 150, 200, 250 Hz).</li>
	<li>Coloque el botón "RANGE" en 10 mA sobre el estimulador bifásico. Nota: Asegúrese que el botón de "ADJUST" (abajo a la derecha siguiente) está en cero. Este ajuste fino permite la configuración de los electrodos.</li>
</ol>3. ratón configuración
Nota: Todas las medidas de fuerza fueron realizadas en ratones machos de tipo salvaje (C57BI/6) a las 12 semanas de edad.
<ol><li>Coloque cada ratón en la cámara de anestesia con un caudal de oxígeno de 1 L/min con 5% isoflurano (por inhalación de la nariz) hasta que el ratón pierde la conciencia. Confirmar la anestesia adecuada a través de la pérdida del reflejo del pie.</li>
	<li>Quite todo el pelo de la pata derecha del ratón afeitado con cortapelos eléctrico.</li>
	<li>Coloque el animal en posición decúbito supina en la plataforma calentada y limpie la pierna derecha (se puede utilizar cualquiera de los lados) con alcohol al 70% y yodo. En este punto, ajuste el isoflurano al 2% (con flujo de oxígeno a 1 L/min) y aplicar el gel conductor sobre la piel donde se colocarán los electrodos. Nota: Utilizar una sonda de temperatura rectal para monitorear la temperatura del cuerpo durante el procedimiento y aplicar ungüento de ojo para evitar cualquier sequedad o daño a los ojos.</li>
	<li>Colocar el pie sobre la placa base y fíjela con cinta médica. Abrazadera para la rodilla para estabilizar e inmovilizar la pierna durante el procedimiento. Nota: Algunos estudios han descrito utilizando un pasador muy fino insertado a través de la tibia proximal (posterior a los músculos dorsiflexors)12 estabilizador. Este protocolo se opta por una pinza, ya que esto proporciona suficiente estabilización sin compresión o daños innecesarios a la rodilla. La abrazadera también evita la inflamación potenciales que pueda crear un pin trans-osea, mientras sigue permitiendo el gravamen exacto de la contractilidad muscular. Además, la abrazadera de rodilla de ratón ha sido usado con éxito14.</li>
	<li>En este punto, utilice las perillas en la plataforma para colocar la trasera del ratón para que haya un ángulo de 90° en el tobillo (figura 2).</li>
</ol>4. optimización de la posición de los electrodos
<ol><li>Una vez que el ratón se coloca sobre la plataforma, coloque los electrodos bajo la piel (subcutánea) en la pierna derecha. Nota: Este es un paso crucial, y reposicionamiento de algunos puede ser necesario para obtener la posición deseada durante la instalación paso 4.4.</li>
	<li>Coloque los electrodos en la parte lateral de la pierna derecha; coloca uno cerca de la cabeza del peroné y el otro electrodo más distal en el lado lateral de la pierna (figura 2). Nota: Un sistema de electrodos a medida está diseñado para optimizar este paso. Sin embargo, esta prueba puede realizarse con agujas de electrodos proporcionadas por el fabricante en este sistema.</li>
	<li>Una vez que estos pasos se logran, en el estimulador de bifásico de alta potencia Ajuste el botón etiquetado como "Ajuste" como sea necesario para obtener una estimulación del nervio peroneo que se traduce en máxima dorsiflexión par. Nota: Para los ratones de tipo salvaje adulto, esta gama es menos de 2 mA; sin embargo, esto puede ser dependiente en el tamaño, edad y sexo del animal. La producción de fuerza (los picos de las curvas) debe aumentarse lentamente hasta que se alcanza la fuerza máxima.</li>
	<li>Durante la estimulación, gire el transductor para producir valores negativos (figura 3), que son importantes para asegurar que los electrodos están estimulando sólo los músculos dorsiflexores por nervio peroneal. Una vez que este paso se logra, estabilizar los electrodos mediante una pinza, evitando cualquier movimiento durante el procedimiento. Nota: Los picos lentamente aumentará en magnitud, y el amperaje máximo se determina como el nivel en que tres o más estímulos consecutivos producir en contractilidad idéntica. Resistir girar el amperaje más de lo necesario; el amperaje máximo estimulará la vecinos y potencialmente músculos antagonista se contraigan, provocando contracción de Co, que puede generar picos de valores positivos.</li>
	<li>Detener el instante Stim en el software.</li>
	<li>En la pantalla principal, gire el botón etiquetado como "Secuencia de inicio" para iniciar la secuencia de configuración anterior (como se describe en el paso 2.4).</li>
</ol>5. fin del procedimiento
<ol><li>Una vez que terminen las medidas de fuerza, retire los electrodos, suelte la abrazadera de la rodilla y retirar la cinta de pie.</li>
	<li>Apague el isoflurano y mantener oxígeno durante unos minutos, ayudando a la recuperación del animal. Una vez que el ratón se comience a mover o recupera la conciencia y puede uno mismo-a la derecha, volver el ratón a su jaula. Nota: Una droga antiinflamatoria nonsteroidal (NSAID) puede ser inyectada por vía subcutánea (meloxicam de 1 mg/kg) para evitar cualquier molestia o dolor después del procedimiento.</li>
</ol>6. Análisis de datos
<ol><li>Abra el software de análisis de datos.</li>
	<li>Ir a Alto rendimiento (parte superior izquierda de la pantalla). Seleccione Frecuencia fuerza para analizar lo anterior descrito secuencia de configuración.</li>
	<li>Seleccione Manual y cambie el valor de "Cursor de extremo" 3. También seleccione Eliminar de la base.</li>
	<li>Haga clic en Seleccionar archivos para acceder al procedimiento previamente y a continuación, haga clic en analizar. En este punto el resultado se puede acceder en la pantalla o exportado a una hoja de cálculo para mayor análisis o cálculos. Nota: Los datos fueron medidos en mN; sin embargo, el esfuerzo de torsión puede calcularse multiplicando el valor de la fuerza por la longitud del brazo de palanca (fuerza absoluta). Si la normalización es necesaria (fuerza específica), par puede normalizarse al peso corporal, o experimentos terminales se pueden realizar para recoger la masa muscular de edad comparable.</li>
</ol>

<ol><li>Frontera, W. R., Ochala, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle%3A+a+brief+review+of+structure+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Calcified+Tissue+International%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle: a brief review of structure and function.</a> Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).</li>
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<li>Collins, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deletion+of+estrogen+receptor+alpha+in+skeletal+muscle+results+in+impaired+contractility+in+female+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Deletion of estrogen receptor alpha in skeletal muscle results in impaired contractility in female mice.</a> Journal of Applied Physiology (1985). 124 (4), 980-992 (2018).</li>
<li>Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Chamberlain, J. S., Brooks, S. V., Faulkner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+and+power+output+of+fast+and+slow+skeletal+muscles+from+mdx+mice+6-28+months+old%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Force and power output of fast and slow skeletal muscles from mdx mice 6-28 months old.</a> The Journal of Physiology. 535 (Pt 2), 591-600 (2001).</li>
<li>Vitzel, K. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Electrical+Stimulation+for+the+Assessment+of+Skeletal+Muscle+Contractile+Function+in+Murine+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">In Vivo Electrical Stimulation for the Assessment of Skeletal Muscle Contractile Function in Murine Models.</a> Methods in Molecular Biology. 1735, 381-395 (2018).</li>
<li>Jackman, R. W., Kandarian, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+molecular+basis+of+skeletal+muscle+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">The molecular basis of skeletal muscle atrophy.</a> American Journal of Physiology Cell Physiology. 287 (4), C834-C843 (2004).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Medición de la función contráctil muscular máxima en forma precisa y repetible es crítica para la evaluación progresiva de los genéticos, metabólicos y musculares condiciones17. Del mismo modo, la función contráctil del músculo in vivo permite la evaluación de nuevos tratamientos y terapias para afecciones musculares debilitantes. Aquí demostramos la medición de la producción de fuerza de los músculos dorsiflexores de trasera inferior del ratón a través de un procedimiento in vivo.
Aparatos comerciales son eficientes y útiles en la realización de este procedimiento no invasivo. Esta prueba proporciona importantes ventajas relacionadas con la evaluación de la función contráctil del músculo mientras que preserva el medio ambiente fisiológico nativo, en el cual la sangre suministro e inervación permanecen intactos. Por el contrario, sus desventajas están relacionadas con normalización de la fuerza por unidad de la Cruz área transversal del músculo (fuerza específica), que sólo puede determinarse en un músculo aislado que se cosecha después de la experimentación. Sin embargo, la prueba no invasiva permite múltiples mediciones de la función contráctil de los músculos flexores en el mismo animal con el tiempo, resultando en números reducidos de animales de experimentación se requiere, especialmente si el objetivo es evaluar cambios relativos ( cambios en la fuerza absoluta en el tiempo).
Hay pasos importantes que deben considerarse durante este procedimiento para obtener datos consistentes sobre los puntos de tiempo. En primer lugar, uno debe intentar estandarizar posicionamiento animal siempre que sea posible. En segundo lugar, durante la puesta en marcha es importante ser constante con electrodo posición de manera que la estimulación óptima puede llegar a través de la estimulación del nervio peroneo. La ubicación de los electrodos debe estar en el lado lateral de la pierna (en este caso la derecha), cerca de la cabeza del peroné y otras más abajo en el lado lateral de la pierna (figura 2). En base a esto, los electrodos a medida están diseñados como tal que ambos pueden colocarse en la misma posición cada vez. Sin embargo, estimulación suficiente puede también lograrse utilizando las agujas electrodo proporcionadas de los aparatos comerciales. En tercer lugar, es crucial lograr picos negativos durante la configuración de voltaje girando el transductor conectado a la placa base. Correcta colocación de los electrodos de la pata de ratón con configuración máxima tensión ha demostrado ser una técnica que puede realizarse en el mismo ratón, con el tiempo.
La capacidad para evaluar y seguir la función muscular en diferentes puntos de tiempo en el mismo animal es una evaluación importante caracterizar enfermedades musculares diferentes, así como su progresión. Además, esta medida de dorsiflexión músculo en ratones puede ser una herramienta para evaluar la eficacia de los tratamientos posibles en un ambiente fisiológico nativo, con estrés metabólico mínimo12. Por lo tanto, proporciona una técnica para evaluar el tratamiento de la enfermedad, su evolución y potencial muscular.

Músculo esquelético es un tejido metabólico importante que comprende aproximadamente el 40% del peso corporal total. Desempeña un papel crucial en el control del metabolismo y la homeostasis de energía1. Músculo esquelético masa se mantiene por un equilibrio entre las tasas de síntesis y degradación de proteínas1. Numerosas condiciones de enfermedad afectan estos procesos en el músculo esquelético, llevando a una pérdida neta de masa muscular (atrofia). Estos incluyen, pero no se limitan a, envejecimiento cáncer, SIDA, ayuno y extremidad inmovilización2,3. En el envejecimiento de la población, pérdida de fuerza se asocia con una pérdida de músculo masa y es un predictor de mortalidad de todo-caso4. En este contexto, evaluación de la función muscular proporciona una medida importante para determinar la eficacia de estrategias terapéuticas para combatir o prevenir la pérdida de músculo esquelético y la pérdida de función.
Los investigadores han utilizado muchos diferentes enfoques y modelos animales para comprender las vías moleculares de la atrofia de músculo5,6 y las implicaciones de estos mecanismos en la función contráctil del músculo2,3 ,7. Por lo tanto, correlacionar cambios en el nivel molecular a las diferencias en función de la musculatura es imprescindible entender cómo cambios en el nivel moleculares pueden afectar la funcionalidad del músculo.
Función del músculo esquelético, especialmente en pequeños roedores, por lo general se realiza utilizando tres procedimientos bien8,9 detectar fuerza producción deteriorada o controlar la progresión de la enfermedad. (1) ex vivo; donde músculo es extraído del animal y se incuban en solución de Ringer del baño para evaluar la función muscular mediante la estimulación de campo10. (2) In situ; donde la fijación proximal del músculo permanece en el animal y el tendón distal está conectado a un transductor de fuerza, lo que permite la función de músculo para realizarla de la estimulación directa del nervio11. (3) In vivo; donde los electrodos se colocan subcutáneamente para obtener evocados nervio músculo fuerza producción9,12. Mientras que estos tres procedimientos se utilizan para distintos fines, cada uno poseen ventajas y desventajas. Por lo tanto, es importante seleccionar un método apropiado basado en el objetivo del estudio. La principal limitación con ex vivo experimentos es la eliminación de músculo de su ambiente normal y el uso de la estimulación de campo. El método in situ mantiene un suministro normal de sangre y utiliza estimulación a través del nervio, pero se altera la anatomía normal y la naturaleza del experimento es terminal; así, esto hace que las mediciones de la función muscular seguimiento imposible. El método in vivo aquí descrito más estrechamente imita normal fisiología en que la anatomía es imperturbada, el paquete neuromuscular se mantiene intacto y el experimento no es terminal, permitiendo que las medidas de seguimiento dentro de los mismos animales en tiempo de8.
Aquí, describimos un procedimiento in vivo que permite múltiples mediciones de la función muscular en el mismo animal con el tiempo. Este procedimiento consiste en la evaluación de los músculos del compartimento crural anterior, incluyendo el anterior(TA) tibial extensor digitorum longus (EDL) y extensor hallicus longus (EHL) los músculos, responsables de dorsiflexión — en un procedimiento no invasivo por el estímulo (también conocido como) del nervio fibular. La TA proporciona la mayor parte de la fuerza para tobillo dorsiflexión13, con sólo un mínimo aporte por la EDL y EHL eso movimiento de control de los dedos del pie. Este protocolo no terminal garantiza la preservación de la fuente del nervio y sangre. Esto permite la investigación de la eficacia de evolución y tratamiento de la enfermedad con el tiempo en el ambiente más fisiológico actualmente disponible en un modelo animal.

<table><tbody><tr><td>1300A: Sistema animal completo 3 en 1 &ndash; Ratón</td><td>Aurora Scientific Inc.</td><td>305C-LR: Reposapiés de modo dual; 605A: Sistema dinámico de adquisición y análisis de datos musculares; 701C: Estimulador eléctrico y 809C:&nbsp; in situ&nbsp; Aparato de ratón</td><td>Sistema completo de función muscular&nbsp;</td></tr><tr><td>Gel conductor&nbsp;</td><td>Livingstone</td><td>ECGEL250</td><td>gel conductor utilizado en los ratones</td></tr><tr><td>Ungüento</td> para los ojos <td>Alcon</td><td>Poly Visc</td><td>producto farmacéutico (uso oftálmico)</td></tr><tr><td>medicamento antiinflamatorio no esteroideo (AINE)&nbsp;</td><td>Ilium</td><td>Metacam</td><td>medicamento veterinario (inyectable 5 mg/ml)&nbsp;</td></tr><tr><td>Isoflurano&nbsp;</td><td>Zoetis</td><td>Isoflo</td><td>anestésico veterinario inhalatorio</td></tr></tbody></table>

evaluación no invasiva de la función muscular de los dorsiflexores en ratones

Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Evaluación de la función contráctil del músculo esquelético es una medición importante para ambos clínicos y con fines de investigación. Numerosas condiciones pueden afectar negativamente al músculo esquelético. Esto puede resultar en una pérdida de masa muscular (atrofia) o pérdida de calidad de músculo (reducción de fuerza por unidad de músculo masa), los cuales son frecuentes en la enfermedad crónica, enfermedad de músculo-específica, inmovilización y envejecimiento (sarcopenia). Función del músculo esquelético en los animales puede evaluarse por una gama de diferentes pruebas. Todas las pruebas tienen limitaciones relacionadas con el entorno de pruebas fisiológico y la selección de una prueba específica a menudo depende de la naturaleza de los experimentos. Aquí, describimos una técnica no invasiva in vivo, que implica una evaluación útil y fácil de fuerza-curva de frecuencia (FFC) en ratones que se pueden realizar en el mismo animal con el tiempo. Esto permite el seguimiento de la progresión de la enfermedad y la eficacia de un tratamiento terapéutico potencial.

La curva de fuerza-frecuencia es una prueba útil en el cual los músculos pueden ser estimulados por frecuencias inferiores y superiores para distinguir fuerza subóptima y óptima respuesta15. La fuerza en frecuencias más bajas puede estimular una contracción individual, activando unidades menos y más pequeño motores, y en frecuencias más altas se llega a un pico estable, donde aisladas contracciones fusionados (tétanos), llegando a fuerza máxima a través de la activación de todas las unidades de motor16 . En la prueba presentada, la curva tetánica comienza a ~ 60 Hz, donde se puede visualizar la potenciación (Figura 4A) y la fuerza máxima se determinan a ~ 150 Hz (Figura 4B), cuando se alcanza la meseta con una curva fundido terminado9, 16.
Cualquier variación de estos resultados puede indicar que los músculos no son ser estimulados adecuadamente por los electrodos. Colocación del electrodo es un paso importante en la preparación de este procedimiento, como la estimulación eléctrica debe estar correctamente colocada para inervan el nervio peroneo y así activar completamente los músculos de la dorsiflexión, cual provee (TA, EDL y EHL). Correcta colocación del electrodo resulta en la generación de picos negativos (figura 3) durante este proceso, mientras que el desalineamiento de los electrodos o mayor amperaje puede conducir a la estimulación de la que rodea los músculos, causando la contracción de la los vecinos, los músculos y los músculos del antagonista, que a su vez genera picos de valores positivos.
Figura 5A muestra los datos de curva de frecuencia fuerza representativa de un ratón a través del tiempo, donde el procedimiento se repitió una vez por semana hasta 5 puntos de tiempo fueron terminados. Estas observaciones han mostrado fuerza constante valores de producción a lo largo de los puntos de tiempo y/o observaciones medidos. Este procedimiento también ha demostrado para ser consistente entre mediciones de ratones, como figura 5B muestra al representante área bajo la curva de la FFC estimulado más de 5 diferentes observaciones en 6 ratones probadas una vez por semana.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig1.jpg"> Figura 1 : Sistema de software. (A) ilustración del software de los pasos para configurar los parámetros de "Stim instantánea" de Control. En la foto de fondo, haga clic en Setup | Stim instantánea. El pequeño apareció una ventana (foto anterior), configure los parámetros. (B) ilustración de la vista de configuración de "Secuenciador". <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig2.jpg"> Figura 2 : Configuración de ratón. Resumen de la posición del animal anestesiado. La abrazadera de la rodilla derecha se coloca para que la rodilla es de 90° y para que el pie y el tobillo están en ángulos de 90° (línea blanca punteada). Contracción de los músculos dorsiflexors se logra por estimulación del nervio peroneo, que se encuentra justo por debajo (distal) la cabeza del peroné. Usamos electrodos personalizados (recuadro); sin embargo, los electrodos de aguja que son proporcionados con la unidad, o comprados por separado, también son suficientes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig3.jpg"> Figura 3 : Salida de la colocación de los electrodos. Una vez que los electrodos se colocan debajo de la piel y la tensión se inicia, se observan picos con valores negativos. En este punto, llegando a valores negativos (líneas verdes) es un paso crucial en asegurarse de que la estimulación se logra en los dorsiflexores músculos solamente (TA, EDL y EHL). Se indica la medición en tiempo real entre las dos líneas rojas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig4.jpg"> Figura 4 : Curvas representativas. (A) muestra de la curva de fuerza en 60 Hz (ratón #06). (B) muestra de la curva tetánica en 150 Hz (ratón #03). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58696/58696fig5.jpg"> Figura 5 : Representante de la fuerza área debajo de los datos de la curva y curva de frecuencia (FFC). (A) FFC (eje x) sobre 5 diferentes puntos de tiempo (semanas 1, 2, 3, 4 y 5) en un ratón de muestra (#05). (B) área bajo la curva (AU, eje y) de la FFC en 5 horarios diferentes (ratón #01, 02, 03, 04, 05 y 06, respectivamente; eje x). Resultados se expresan como media ± error estándar de medición (SEM) de cinco puntos de tiempo (las pruebas) en 6 ratones y fueron analizados por ANOVA unidireccional prueba (p &lt; 0.05). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58696/58696fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Medición de la función contráctil del músculo esquelético roedor es una útil herramienta que puede utilizarse para seguir la progresión de la enfermedad, así como eficacia de la intervención terapéutica. Describimos aquí la evaluación no invasiva, de en vivo de los músculos dorsiflexores que puede repetirse en el tiempo en el mismo ratón.

Evaluación no invasiva de la función muscular de los dorsiflexores en ratones

Assessment of skeletal muscle contractile function is an important measurement for both clinical and research purposes. Numerous conditions can negatively ...

Este modelo puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la función de contracción muscular. Como el mecanismo de producción de fuerza, durante la progresión de la enfermedad. La principal ventaja de esta técnica es que este procedimiento es un procedimiento no invasivo, que se puede realizar en el mismo animal en diferentes puntos de tiempo, para controlar la progresión y el tratamiento de la enfermedad.La demostración visual de este método es crítica, ya que la alteración de cualquiera de estos pasos puede conducir a una mayor variabilidad en los resultados. Por lo tanto, la práctica puede permitirle obtener resultados más consistentes. Para comenzar este procedimiento, configure la abrazadera de rodilla del ratón en la plataforma, así como la placa del pie del ratón en el transductor.A continuación, encienda la plataforma de calefacción a 37 grados centígrados. Abra el software de control muscular dinámico en el escritorio. En la lista desplegable de configuración, seleccione raíz instantánea y cambie los parámetros de tiempo de ejecución a 120 segundos.En la ventana con la etiqueta de la base de guardado automático, introduzca el nombre de la ubicación del archivo de guardado automático. Haga clic en la casilla de verificación situada a la izquierda de la ventana base de guardado automático y cámbielo para habilitar el guardado automático. En la parte superior de la pantalla de control de DMC, haga clic en secuenciador, que abrirá una nueva ventana emergente.Seleccione la secuencia abierta y seleccione el protocolo que desea utilizar. A continuación, haga clic en secuencia de carga y cierre la ventana. Para preparar al animal para el experimento, retire el pelo en la pierna derecha del ratón con cortapelos eléctricos.Coloque al animal en una posición supina en la plataforma calentada y limpie la pierna derecha con 70% de alcohol y yodo. En este punto, ajuste el isoflurano al 2% con flujo de oxígeno a un litro por minuto. Coloque el pie en la placa del pie y fíjelo con cinta médica.A continuación, aplique el gel conductor sobre la piel donde se colocarán los electrodos. A continuación, sujeta la rodilla para estabilizar la pierna durante el procedimiento. Utilice las perillas de la plataforma para colocar su extremidad posterior con el fin de formar un ángulo de 90 grados en el tobillo.Una vez que el ratón esté asegurado en la plataforma, coloque los electrodos debajo de la piel de la pierna derecha, uno cerca de la cabeza del peroné y el otro electrodo más distalmente en el lado lateral de la pierna. Los electrodos se colocan cuidadosamente con el fin de lograr la estimulación suficiente del nervio peroneo. También esta posición se puede ajustar para alcanzar un pico estable, visualizado en la pantalla.Una vez alcanzados estos pasos, ajuste el estimulador bifásico de alta potencia para obtener una estimulación del nervio peroneo que resulta en un par de dorsiflexión máximo. Durante la estimulación, gire el transductor en el sentido de las agujas del reloj para producir valores negativos, que son importantes para asegurarse de que los electrodos están estimulando sólo los músculos flexores dorsi por el nervio peroneo. Una vez logrado este paso, estabilice los electrodos con una abrazadera, con el fin de evitar cualquier movimiento durante el procedimiento.Alcanzar el pico negativo lentamente y gradualmente es importante para verificar que los electrodos se colocan en la posición correcta, y la tensión es suficiente para lograr la fuerza máxima. Posteriormente, detenga el vástago instantáneo en el software. En la pantalla principal, encienda el botón con la etiqueta de secuencia de inicio "para iniciar la secuencia de configuración anterior.Una vez finalizadas las medidas de fuerza, retire los electrodos, retire la cinta del pie y suelte la abrazadera de la rodilla. Apague el isoflurano y mantenga la entrega de oxígeno durante unos minutos para ayudar a la recuperación del animal. Una vez que el ratón comienza a moverse y recupera la conciencia, devuélvalo a la jaula.Este gráfico muestra los datos representativos de la curva de frecuencia de fuerza de un ratón a lo largo del tiempo, donde el procedimiento se repetía una vez a la semana hasta que se completaron cinco puntos de tiempo. Estas observaciones han mostrado valores de producción de fuerza consistentes a lo largo de los puntos de tiempo. Este procedimiento también ha demostrado ser consistente entre diferentes ratones, como se indica en el área representativa, bajo la curva de la estimulación FFC, en cinco observaciones diferentes en seis ratones probados una vez a la semana.Después de su desarrollo, esta técnica permite a los investigadores en el campo de las enfermedades neuromusculares investigar los cambios temporales en la función muscular en la duplicación de modelos de la enfermedad.

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Un In vivo Modelo de roedores de la contracción inducida por la lesión y la monitorización no invasiva de la recuperación

Los cambios en las extremidades mecánicas propiedades contráctiles del músculo y pasiva son importantes biomarcadores para enfermedades musculares. Este manuscrito describe ensayos fisiológicos para medir estas propiedades en el extensor largo común de los dedos y tibial murino músculos anteriores.

Evaluación de la función muscular del músculo extensor largo digitorum<em&gt; Ex vivo</em&gt; Y tibial anterior del músculo<em&gt; In situ</em&gt; En ratones

Las mediciones de las propiedades de conducción nerviosa in vivo ejemplo de una poderosa herramienta para caracterizar diversos modelos animales de enfermedades neuromusculares. A continuación, presentamos un protocolo sencillo y fiable por lo cual el análisis electrofisiológico en los nervios ciáticos de ratones anestesiados se puede realizar.

En Vivo electrofisiológicos mediciones sobre los nervios ciáticos de ratones

Inhibición presináptica GABAérgicas es un poderoso mecanismo inhibitorio en la médula espinal importante para el motor y la integración de la señal sensorial en las redes de la médula espinal. Subyacente despolarización aferente primaria se puede medir mediante el registro de los potenciales de la raíz dorsal (DRP). Aquí se demuestra un método de grabación en vivo de DRP en ratones.

Medición de la columna vertebral presináptica inhibición en ratones mediante la raíz dorsal de grabación Potencial<em&gt; En Vivo</em

Describimos un protocolo in vivo para medir la dorsiflexión del pie tras la estimulación del nervio peroneo y la contracción del compartimento crural anterior de la extremidad posterior de la rata. Estas mediciones son una herramienta traslacional indispensable para evaluar la patología del músculo esquelético y los enfoques de ingeniería de tejidos para la reparación y regeneración muscular.

Aplicaciones de la<em&gt; En Vivo</em&gt; Pruebas funcionales de la rata tibial anterior para la evaluación de la ingeniería tisular de reparación del músculo esquelético

La evaluación precisa de la respuesta al dolor en un modelo animal neuropático es fundamental investigar la patofisiología del dolor enfermedades y desarrollar nuevos analgésicos. Presentamos un método sensible y objetivo para determinar la función sensorial del roedor hind de la pata por un sistema de análisis automatizado de la marcha.

Análisis de la marcha automática en ratones con lesión de la constricción crónica

La medición de la conducción nerviosa es una herramienta útil para evaluar modelos de neurodegeneración ratón pero es con frecuencia sólo se aplica para estimular el nervio ciático en miembros posteriores. Aquí, describimos una técnica para medir compuestos musculares potencial de acción (CMAP) en vivo en el ratón miembro anterior músculos inervados por el plexo braquial.

En Vivo Medición electrofisiológica de potencial de acción compuesto del músculo de las extremidades anteriores en modelos de ratón de la degeneración de la motoneurona

La cuantificación de la fuerza máxima extensora de la rodilla es imprescindible para comprender las adaptaciones funcionales al envejecimiento, la enfermedad, las lesiones y la rehabilitación. Presentamos un método novedoso para medir repetidamente el par tetánico máximo isométrico de extensión de rodilla in vivo.

Medición in vivo de la función muscular extensora de la rodilla en ratones

La evaluación clínica de la espasticidad basada en el reflejo de Hoffmann (reflejo H) y el uso de estimulación eléctrica de los nervios periféricos es un método establecido. Aquí, proporcionamos un protocolo para una estimulación nerviosa terminal y directa para la cuantificación del reflejo H en la pata delantera del ratón.

Mediciones terminales del reflejo H en ratones

Aquí se proporcionan métodos para la inducción simple y rápida de un modelo de dolor de espalda en ratones utilizando una inyección intraligamentosa de activador del plasminógeno urinario.

Modelo de dolor de espalda de ratón inducido por activador del plasminógeno de tipo uroquinasa

El presente protocolo describe una técnica única llamada entrenamiento de resistencia ajustado por dosis (DART), que puede incorporarse a estudios de rehabilitación de precisión realizados en animales pequeños, como ratones.

Entrenamiento de resistencia ajustado a la dosis en ratones con un riesgo reducido de daño muscular

Aprende a evaluar la función muscular de los dorsiflexores en ratones mediante un método no invasivo in vivo. Esta técnica permite mediciones repetidas para monitorear la progresión de enfermedades neuromusculares.

Evaluación no invasiva de la función muscular de los dorsiflexores en ratones

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