Name: Modelo Quirúrgico Murino de Aneurisma aórtico torácico descendente fortuito tópico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 s
Description: Aprenda a inducir aneurismas aórticos torácicos descendientes en ratones C57BL/6 mediante toracotomía izquierda y aplicación de elastasa pancreática porcina. Este protocolo quirúrgico ofrece resultados consistentes en tamaño y localización para investigación cardiovascular.

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Este trabajo fue apoyado por las subvenciones de la Subvención de Desarrollo Científico de la AHA 14SDG18730000 (M.S.), NIH K08 HL098560 (G.A.) y RO1 HL081629 (G.R.U.). Este proyecto fue apoyado por la Beca de Investigación de la Fundación de Cirugía Torácica para la Investigación y la Educación (TSFRE) (PI: G. Ailawadi). El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente las opiniones de la NHLBI o del TSFRE. Agradecemos a Anthony Herring y Cindy Dodson por su conocimiento y experiencia técnica.

Los protocolos animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Virginia (núm. 3634).
1. Inducción de anestesia e intubación
<ol><li>Coloque un ratón C57BL/6 macho de 8-10 semanas de edad en una cámara cerrada con flujo continuo de 5% de isoflurano y mezcla de oxígeno durante 5 minutos, hasta que las respiraciones se desaceleren visiblemente. NOTA: Se pueden utilizar diferentes cepas, géneros y edades de los ratones dependiendo del protocolo experimental. Los ratones hembras pueden ser más difíciles de intubar debido a un tamaño más pequeño y, por lo tanto, a las vías respiratorias más pequeñas.</li>
	<li>Intubar el ratón como lo describen Vandivort et al.13. NOTA: El paso de intubación es la parte más difícil de este modelo para aprender y realizar. Los autores mencionados anteriormente hacen un excelente trabajo explicando los pasos en su video.</li>
</ol>2. Asegurar el ratón a la placa quirúrgica
<ol><li>Conecte el tubo endotraqueal (ET), confirme el aumento del pecho y coloque el ratón en la posición del decúmito lateral derecho. Gire el isoflurano a aproximadamente el 3% y aplique la lubricación en ambos ojos. El ventilador debe ajustarse para proporcionar aproximadamente 200 respiraciones por minuto y 225 ml de volumen de marea. NOTA: La toxicidad es rápida si el isoflurano se deja en el 5%. Sin embargo, la respuesta al isoflurano es variable, por lo que el caudal anestésico debe valorarse de tal manera que se produzcan contracciones diafragmáticas espontáneas aproximadamente cada 10-20 s y la oxigenación parezca adecuada en la inspección de las membranas mucosas y el tejido expuesto.</li>
	<li>Fije el tubo ET a la placa con cinta adhesiva. Extiende el brazo derecho rostrally para que la pata delantera esté en línea con la nariz y fíjala con cinta adhesiva.</li>
	<li>Tire de la cola caudalmente para crear una línea de tensión entre el brazo derecho y la cola, produciendo la extensión de la columna vertebral. NOTA: Asegurar tanto la cola como la pata derecha en línea evita la inserción excesiva o desconexión del tubo ET.</li>
	<li>Tape la pierna izquierda en su posición natural. Dibuje el brazo izquierdo ventralmente sobre la gasa enrollada y la cinta hacia abajo.</li>
</ol>3. Preparación para la cirugía
<ol><li>Afiva el flanco izquierdo del ratón con pinzas eléctricas desde el hombro izquierdo hasta el abdomen izquierdo.</li>
	<li>Utilice un aplicador de punta de algodón para cepillar la solución de betadina sobre el sitio quirúrgico. Utilice un nuevo aplicador de punta de algodón para cepillar 70% solución de etanol sobre el sitio quirúrgico. Dejar secar. Coloque una cortina estéril.</li>
	<li>ADVERTENCIA: Asegúrese de que todo el etanol esté completamente seco antes de proceder ya que se utiliza la electrocauterización y puede encender el etanol.</li>
</ol>4. Entrada en el tórax
<ol><li>Haga una incisión lateral de 1 cm en el punto medio del hemitrastóx con tijeras quirúrgicas. Utilice la electrocauterización de mano para dividir las capas musculares hasta que las costillas sean visibles.</li>
	<li>Cauterizar directamente una porción de 2 mm de la costilla. NOTA: Cuando utilice electrocauterización en la costilla, observe la frecuencia respiratoria espontánea. Si el ratón tiene una contracción diafragmática durante la cautela, la punta puede entrar en el tórax y perforar el pulmón, que suele ser mortal en este modelo.</li>
	<li>Usando un aplicador húmedo con punta de algodón fino en el espacio de las costillas superior a la porción cauterizada, gire la punta sobre el tejido para romper en el espacio pleural. Coloque la esponja humedecida de 3 mm x 2 mm en el tórax para ayudar a colapsar el pulmón. NOTA: Deje que las esponjas suaves, húmedas y entren en contacto con el pulmón, ya que es extremadamente delicado.</li>
	<li>Utilice tijeras para cortar a lo largo del aspecto superior de la costilla cauterizada, hasta que el diafragma sea visible.</li>
</ol>5. Exposición aórtica
<ol><li>Coloque los retractores de costillas y utilícelos para abrir la incisión de toracotomía. Retire cuidadosamente la esponja de la superficie del pulmón.</li>
	<li>Coloque la esponja humedecida de 6 mm x 4 mm de modo que quede cubriendo el pulmón, con extremos apuntando de forma rostrally y caudal. Coloque el retractor pulmonar (plano ancho) sobre la esponja y deslice suavemente el retractor ventralmente hasta que la aorta torácica descendente quede expuesta.</li>
	<li>Utilice #7 fórceps para diseccionar el tejido conectivo y la grasa de la aorta durante una sección de aproximadamente 5 mm. NOTA: Las venas pequeñas pueden estar corriendo transversalmente a través de la aorta; evitar rasgarlos durante la disección (usar al menos 14x aumento puede ayudar a evitar esta complicación).</li>
</ol>6. Exposición a elastasa
<ol><li>Saturar la esponja de 0,5 mm x 1 mm con 12 ml de elastasa pancreática porcina y colocarla sobre la superficie expuesta de la aorta. NOTA: No deje que la esponja toque el pulmón contralateral.</li>
	<li>Después del tiempo predeterminado (generalmente 3-5 min), retire la esponja de elastasa con #7 fórceps. Retire el retractor pulmonar. Irrigar la cavidad torácica con 1 ml de solución salina estéril. NOTA: Retire el retractor pulmonar antes de irrigación con solución salina, ya que permitirá que la esponja pulmonar se sature y se descante, lo que facilita su eliminación de la superficie del pulmón.</li>
	<li>Utilice una gasa enrollada de 2" x 2" para absorber el riego salino restante. Gire el isoflurano al 2%.</li>
</ol>7. Cierre del pecho
<ol><li>Retire la esponja pulmonar. Retire el retractor pulmonar caudal. Retire el retractor de pulmón rostral.</li>
	<li>Coloque 3 suturas no absorbibles de 6-0 interrumpidas para oponerse a las costillas, ate un nudo suelto en cada una, pero no ate. Tenga mucho cuidado de no tocar el pulmón con la aguja de sutura.</li>
	<li>Vuelva a inflar el pulmón mediante la oclusión del tubo de salida en el ventilador o soplando rápidamente 0,5-1,0 ml de aire a través del tubo ET mediante la utilización de la polla de parada de 3 vías. NOTA: Para evitar el barotraumatismo, evite el uso excesivo de la jeringa llena de aire y no utilice más de 1,0 ml de aire.</li>
	<li>Ate suturas no absorbibles. Reaproxima las capas musculares con una sutura multifilamento absorbible 5-0. Gire el isoflurano al 1%.</li>
	<li>Cierre la piel con 7-10 suturas no absorbibles interrumpidas 5-0. Gire el isoflurano a 0%.</li>
</ol>8. Recuperación
<ol><li>Administrar 6 g (0,02 ml de una suspensión de 0,3 mg/ml) de buprenorfina por vía subcutánea. Retire la cinta del pie derecho, la cola y el brazo izquierdo seguido de la cinta del brazo derecho.</li>
	<li>Cuando el ratón mueve las extremidades, extubere tirando de ella por su cola para deslizarse fuera del tubo ET. Colocar en la cámara más cálida de alto contenido de oxígeno en la posición supina. NOTA: Es seguro mover el ratón de la cámara de oxígeno a la jaula cuando puede girarse a sí mismo a la posición normal de pie. Además, los ratones deben ser monitoreados en busca de signos de dolor, angustia o falta de desarrollo con frecuencia durante las primeras 24-48 horas después de la cirugía y proporcionar analgesia adicional o alimentos blandos como se indica.</li>
</ol>9. Exposición del aneurisma aórtico (procedimiento de cosecha terminal)
NOTA: En general, la cosecha de tejido se lleva a cabo a los 14 días, ya que esto representa el período de dilatación máxima. Sin embargo, dependiendo del experimento, el tiempo del procedimiento de cosecha se puede llevar a cabo en cualquier momento entre 3 días y 4+ semanas, dependiendo del experimento.
<ol><li>Intubar y asegurar el ratón al campo operativo como se describió anteriormente (secciones 1-3). Use tijeras para inciser la piel medialmente desde el flanco izquierdo hasta el abdomen central teniendo cuidado de no entrar en el peritoneo.</li>
	<li>Incise la piel desde el flanco izquierdo dorsal rostrally hasta el nivel del hombro izquierdo. A continuación, incise en un ángulo de 90o a través de la axila al esternón. NOTA: Esta incisión debe rodear completamente la incisión cutánea original.</li>
	<li>Usando cauterio, disecciona la solapa de la piel hacia el aspecto ventral del ratón, exponiendo el hemitórax izquierdo. Usa tijeras para entrar en el abdomen e inciso a lo largo del margen costalista izquierdo de ventral a dorsal para exponer la parte inferior del diafragma izquierdo. El borde lateral más lateral del diafragma puede abrirse y se desea.</li>
	<li>Si no se crea con el paso anterior, incise el diafragma en su borde más lateral. Coloque la punta de la cauterización en este agujero y cauterice el diafragma fuera del margen costal al proceso de la ciifoidea. Usando un aplicador húmedo con punta fina de algodón, libere suavemente el pulmón de las adherencias a la pared torácica y empuje el pulmón medialmente. NOTA: Si las adherencias no salen fácilmente de la pared torácica, utilice cautery para eliminarlas; hacerlo ayuda a evitar el desgarro del pulmón que puede causar sangrado abundante.</li>
	<li>Cauterizar el interior de la pared torácica desde la costilla uno hasta el margen costal, dorsal a la línea axilar media pero al menos 2 mm de la aorta. Corte la pared torácica a lo largo de la línea cauterizada. NOTA: Esta técnica evita el sangrado de las arterias intercostales.</li>
	<li>Corte a lo largo del margen superior de la costilla uno y luego caudalmente a lo largo del borde lateral del esternón, retirando la caja torácica izquierda. Coloque los retractores en el pulmón y tire de la media. Coloque el retractor en el diafragma y dibuje caudalmente para exponer la mayor cantidad de aorta posible.</li>
	<li>Utilice un aplicador seco con punta de algodón para eliminar las adherencias del aneurisma aórtico y un segmento distal no afectado. Mida el diámetro del segmento de control no afectado y la porción más ancha del aneurisma tratado por elastasa utilizando micrometría de vídeo. NOTA: Las mediciones de micrometría de vídeo se utilizan para calcular el porcentaje de dilatación del segmento aneurisma en comparación con un segmento de control con la ecuación 1. Se selecciona un segmento de control de 0,5 mm distal al segmento aneurisma 1. <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/60105/60105eq1.jpg">Ecuación 1 
	 </li>
	<li>Agarre la aorta con fórceps de daño, simplemente distal al segmento tratado. Usa tijeras para cortar el distal a los fórceps, luego disecciona la aorta de la columna vertebral. Cortar la aorta proximal al segmento tratado y eliminar la aorta aneurisma.</li>
	<li>Con una jeringa y una aguja de tuberculina, lave el lumen aórtico con salina y procese el tejido como desee.</li>
</ol>

<ol><li>Coady, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+appropriate+size+criterion+for+resection+of+thoracic+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">What is the appropriate size criterion for resection of thoracic aortic aneurysms.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 113 (3), 489-491 (1997).</li>
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<li>Trachet, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ascending+Aortic+Aneurysm+in+Angiotensin+II-Infused+Mice%3A+Formation%2C+Progression%2C+and+the+Role+of+Focal+Dissections%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Ascending Aortic Aneurysm in Angiotensin II-Infused Mice: Formation, Progression, and the Role of Focal Dissections.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (4), 673-681 (2016).</li>
<li>Johnston, W. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+interleukin-1beta+decreases+aneurysm+formation+and+progression+in+a+novel+model+of+thoracic+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Inhibition of interleukin-1beta decreases aneurysm formation and progression in a novel model of thoracic aortic aneurysms.</a> Circulation. 130 (11), Suppl 1 51-59 (2014).</li>
<li>Pope, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-6+Receptor+Inhibition+Prevents+Descending+Thoracic+Aortic+Aneurysm+Formation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Interleukin-6 Receptor Inhibition Prevents Descending Thoracic Aortic Aneurysm Formation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 100 (5), 1620-1626 (2015).</li>
<li>Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Improved+Method+for+Rapid+Intubation+of+the+Trachea+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (108), e53771(2016).</li>
<li>Ailawadi, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+nonintrinsic+regional+basis+for+increased+infrarenal+aortic+MMP-9+expression+and+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">A nonintrinsic regional basis for increased infrarenal aortic MMP-9 expression and activity.</a> Journal of Vascular Surgery. 37 (5), 1059-1066 (2003).</li>
<li>Ruddy, J. M., Jones, J. A., Spinale, F. G., Ikonomidis, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+heterogeneity+within+the+aorta%3A+relevance+to+aneurysm+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Regional heterogeneity within the aorta: relevance to aneurysm disease.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 136 (5), 1123-1130 (2008).</li>
<li>Trigueros-Motos, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryological-origin-dependent+differences+in+homeobox+expression+in+adult+aorta%3A+role+in+regional+phenotypic+variability+and+regulation+of+NF-kappaB+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Embryological-origin-dependent differences in homeobox expression in adult aorta: role in regional phenotypic variability and regulation of NF-kappaB activity.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 33 (6), 1248-1256 (2013).</li>
<li>Lu, G. S. G., Davis, J. P., Schaheen, B., Downs, E., Roy, R. J., Ailawadi, G., Upchurch, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+chronic+advanced+staged+abdominal+aortic+aneurysm+murine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel chronic advanced staged abdominal aortic aneurysm murine model.</a> Journal of Vascular Surgery. 66 (1), 232-242 (2017).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La aorta torácica y abdominal son celular y embrionariamente distintas, lo que es relevante para la enfermedad aneurisma14,15,16. Por lo tanto, se necesita un modelo animal específico para estudiar TAA. Aunque otros modelos de dTAA murinos se han publicado8, el nuestro es el único modelo para crear dilatación aórtica torácica descendente que puede considerarse verdaderamente aneurisma (más del 50% de dila...

El propósito de este método es estudiar el desarrollo, la fisiopatología y los cambios estructurales en la aorta torácica descendente murina durante la formación del aneurisma aórtico. Nuestro modelo ofrece un método reproducible y consistente para inducir aneurismas de la aorta torácica (dTAA) en ratones permitiendo así la prueba de diversos inhibidores genéticos y farmacológicos. Este trabajo puede ayudar a identificar fármacos y terapias génicas que podrían traducirse en una estrategia de tratamiento viable para los seres humanos con enfermedad de dTAA.
los dTAa se forman cuando la pared de la aorta torácica se debilita y se dilata con el tiempo hasta alcanzar un diámetro crítico al rasgarse o romperse. Clínicamente, dTAA puede progresar en silencio, aumentando de tamaño hasta que la estructura de la pared aórtica está tan distorsionada que finalmente falla, con consecuencias catastróficas. En cuanto a todo, los síntomas generalmente se desarrollan sólo cuando el aneurisma ha alcanzado un tamaño peligroso (100-150% dilatación) y está en alto riesgo de disección o ruptura1,2. la ruptura dTAA escasi universalmente letal 3, y la reparación quirúrgica electiva conlleva una morbilidad significativa4,5. Además, la mayoría de los pacientes llevan el diagnóstico de un aneurisma aórtico durante aproximadamente 5 años antes de la reparación quirúrgica6,7. Esta ventana representa un momento oportuno para intervenir no quirúrgicamente. Por lo tanto, se necesitan terapias médicas para tratar o la progresión lenta de la dTAA y representarían un avance significativo en el campo de la investigación del aneurisma. Actualmente no hay tratamientos médicos para dTAA disponibles, principalmente debido a una comprensión incompleta de la patogénesis dTAA.
En los últimos 20 años, se han desarrollado varios modelos animales dTAA, pero cada uno de estos modelos fueron distintos de los nuestros y no produjeron aneurismas robustos. Un modelo dTAA murino más similar al nuestro fue desarrollado por Ikonomidis et al.8, que incluye la aplicación directa de CaCl2 a la adventitia de la aorta. Aunque nuestro modelo fue adaptado de muchas de las técnicas establecidas por Ikonomidis, nuestro modelo es único en tres maneras separadas. En primer lugar, en nuestro modelo la aorta se expone a la elastasa tópica durante 3-5 minutos, en comparación con 15 minutos de exposición a CaCl 2. En segundo lugar, la dilatación aórtica ocurre en 2 semanas, en comparación con 16 semanas en el modelo CaCl 2. Por último, nuestro modelo produce consistentemente aneurismas de aproximadamente 100% de dilatación, en comparación con las dilataciones aórticas de 20-30% producidas por la aplicación CaCl2 (que no pueden considerarse verdaderamente aneurismas como se definen como un aumento de la aórtica diámetro >50%). Existen otros modelos murinos no quirúrgicos de formación de aneurisma, como el ratón noqueador Apo E, que forman aneurismas robustos con infusión de angiotensina II. Sin embargo, estos ratones desarrollan aneurismas de la aorta torácica suprarrenal o ascendenteen lugar de aneurismas específicamente en la aorta torácica descendente 9,10.
La razón de este protocolo es tener una manera simple, económica y adecuada para estudiar dTAA en un modelo murino. El modelo de ratón proporciona una oportunidad única para utilizar muchos knockouts genéticos y celulares específicos que se han encontrado para ser impactantes en otras enfermedades vasculares. El uso de nuestro modelo TAA específico ha sido bien recibido y los experimentos que lo utilizan se han publicado en revistas de alto impacto11,12. Hasta este punto, el modelo se ha utilizado para investigar posibles tratamientos genéticos y farmacológicos que tuvieron un efecto significativo en los modelos de aneurisma de la aorta abdominal (AAA); sin embargo, a medida que nuestro laboratorio ha ampliado el uso del modelo dTAA, estamos encontrando objetivos únicos para la formación de dTAA que podrían ser utilizados como terapias dirigidas en seres humanos.
Este modelo es más adecuado para laboratorios que tienen capacidades microquirúrgicas murinas. Aunque es técnicamente difícil, puede ser ejecutado consistentemente incluso por investigadores sin experiencia quirúrgica previa. Para un investigador sin experiencia quirúrgica murina, el modelo se puede dominar en aproximadamente 20 sesiones operativas (o aproximadamente 50 ratones). Para el investigador con experiencia quirúrgica previa, el modelo se puede dominar en 5 sesiones operativas (aproximadamente 20 ratones). Creemos que con un vídeo de alta calidad, el tiempo de dominio se puede reducir aún más. Después de la competencia, el procedimiento se puede completar en 35 minutos para la cirugía, y 20 minutos para la cosecha terminal. Los cirujanos de nuestro laboratorio pueden completar entre 10 y 12 cirugías completas por día, con una tasa de mortalidad operativa del 5-10%. La causa más común de mortalidad es la lesión pulmonar al entrar en el pecho, toxicidad anestésica o desgarro de la aorta durante la disección. Además de la investigación dTAA, este modelo también sirve como una guía para un acceso seguro y fácil a la aorta torácica y al hilum pulmonar para los investigadores que estudian otras intervenciones en el pecho.

<table><tbody><tr><td>Angiocatéter (22G)</td><td></td><td></td><td>Utilizado para</td></tr><tr><td>pinzas Dumont de tubo ET; Patrón #7 x2</td><td>Roboz</td><td>RS-4982</td><td></td></tr><tr><td>Graefe Pinzas de tejido</td><td>Roboz</td><td>RS-5158</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Harms x2</td><td>Roboz</td><td>RS-5097</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas Intracardíacas; Extra delicado; mordazas de carburo; 7" de longitud</td><td>Roboz</td><td>RS-7800</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;KL 1500 Fuente de luz LED</td><td>Leica</td><td>150-400</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; M205A Microscopio de disscción</td><td>Leica</td><td>CH 94-35</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de iris, 11 cm, carburo de tungsteno</td><td>World Precision Instruments</td><td>500216-G</td><td></td></tr><tr>Tablero <td></td><td></td> de<td>clip de metal</td><td>Uso con el juego de retractores de ratón&nbsp;</td></tr><tr><td>Juego de retractores de ratón</td><td>Kent</td><td>SURGI-5001</td><td>Necesita 2 fijadores cortos y 1 alto</td></tr><tr><td>Ventilador de ratón MiniVent tipo 845, 115 V, fuente de alimentación con conector de EE. UU</td>. <td>Aparato Harvard</td><td>73-0043</td><td>Ventilador MiniVent para ratones (modelo 845), animal individual,</td></tr><tr>elastasa<td>Sigma Aldrich</td> de volumen controlado <td>de páncreas porcino</td><td>E0258-50MG</td><td>Se puede comprar en botellas de varios tamaños</td></tr><tr><td>Recipiente pequeño Kit de cauterizador</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-00</td><td>Se recomienda utilizar pilas AA recargables</td></tr><tr><td>Tijeras de resorte, 10,5 cm</td><td>World Precision Instruments</td><td>14127</td><td></td></tr><tr><td>Hisopos estériles (esponjas)</td><td>Sugi</td><td>31603</td><td>Se puede cortar a medida</td></tr><tr><td>Plataforma quirúrgica Surgi Suite Kent</td><td></td><td></td><td>Fijar al tablero de clips&nbsp;</td></tr><tr><td>Tech IV Isoflurano Vap</td><td>Jorgensen&nbsp; Laboratorios&nbsp;</td><td>J0561A Vaporizador</td><td>de anestesia&nbsp;</td></tr></tbody></table>

modelo quirúrgico murino de aneurisma aórtico torácico descendente fortuito tópico

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

Según el Centro para el Control de Enfermedades, los aneurismas aórticos (AA) fueron considerados una de las principales causas de muerte en todas las razas y ambos sexos de 1999 a 2016. Se forma un aneurisma como resultado del debilitamiento progresivo y la dilatación eventual de la aorta, que puede romperse o desgarrarse una vez que alcanza un diámetro crítico. Los aneurismas de la aorta descendente en el pecho, llamados aneurismas de la aorta torácica descendente (dTAA), conforman una gran proporción de casos de aneurisma en los Estados Unidos. La ruptura dTAA no contenida es casi universalmente letal, y la reparación electiva tiene una alta tasa de morbilidad y mortalidad. El propósito de nuestro modelo es estudiar dTAA específicamente, dilucidar la fisiopatología de dTAA y buscar dianas moleculares para detener el crecimiento o reducir el tamaño de dTAA. Al tener un modelo murino para estudiar la patología torácica con precisión, se pueden desarrollar terapias dirigidas para probar específicamente la dTAA. El método se basa en la colocación de la elastasa pancreática porcina (EPP) directamente en la pared aórtica murinosexterna después de la exposición quirúrgica. Esto crea una reacción destructiva e inflamatoria, que debilita la pared aórtica y permite la formación de aneurisma durante semanas o meses. Aunque los modelos murinos poseen limitaciones, nuestro modelo dTAA produce aneurismas robustos de tamaño predecible. Además, este modelo se puede utilizar para probar objetivos genéticos y farmacéuticos que pueden detener el crecimiento de dTAA o prevenir la ruptura. En pacientes humanos, intervenciones como estas podrían ayudar a evitar la ruptura del aneurisma y la difícil intervención quirúrgica.

La aplicación de nuestro protocolo da como resultado un dTAA robusto en ratones en comparación con los controles salinos. Los TAA desarrollados tienen forma fusiforme y se producen únicamente en la parte tratada de la aorta (Figura1 y Figura 2)11. La Figura 2 muestra un ejemplo de una medición de micrometría de vídeo en la cosecha de tejidos. Usando la Ecuación 1, la dilatación aórtica es 130% en este ejemplo...

Describimos un protocolo quirúrgico para inducir consistentemente aneurismas de la aorta torácica descendentes robustos en ratones. El procedimiento consiste en la toracotomía izquierda, la exposición a la aorta torácica y la colocación de una esponja empapada en elastasa pancreática porcina en la pared aórtica.

Modelo Quirúrgico Murino de Aneurisma aórtico torácico descendente fortuito tópico

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...

Este protocolo es capaz de producir aneurismas aórticos torácicos robustos de tamaño y ubicación constantes en ratones y sirve como guía para un acceso seguro al pecho murino. Este protocolo es un método sencillo y consistente para producir aneurismas de la aorta torácica en ratones durante una cantidad razonable de tiempo en comparación con otros modelos. Después de confirmar un nivel adecuado de sedación en un ratón de seis machos de ocho a 10 semanas de edad, coloque el ratón en la posición de decúbito lateral derecho y pegue el brazo derecho rostralmente para que la pata delantera esté alineada con la nariz.Tire de la cola caudalmente para crear una línea de tensión entre el brazo derecho y la cola, produciendo la extensión de la columna vertebral, y pegue la pierna izquierda en su posición natural. A continuación, pegue el brazo izquierdo ventralmente sobre la gasa enrollada. Antes de comenzar el procedimiento, utilice pinzas para afeitar el flanco izquierdo desde el hombro izquierdo hasta el abdomen izquierdo.Utilice un aplicador con punta de algodón para cepillar la primera solución de betadyne, luego 70% de etanol sobre el sitio quirúrgico. Cuando la piel esté seca, coloque una cortina estéril sobre el animal. Haz una incisión lateral de dos centímetros en el punto medio del hemotórax y usa electrocauterización manual para dividir las capas musculares hasta que las costillas sean visibles.Bajo aumento de 10 a 15x, cauterizar directamente una porción de dos milímetros entre las costillas y utilizar un aplicador de punta de algodón fino humedecido con solución salina en el espacio de las costillas con el fin de diseccionar en el espacio pleural a través de la porción cauterizada. Coloca una esponja mojada con solución salina, de tres por dos milímetros en el tórax para ayudar a colapsar el pulmón. Luego, usa tijeras para ensanchar la toracotomía hasta que el diafragma sea visible ventralmente y la incisión esté a varios milímetros de distancia de los músculos paraspinos dorsalmente.Para exponer la aorta, coloque los retractores de las costillas en la incisión de toracotomía y retire cuidadosamente la esponja de la superficie del pulmón. Cubre el pulmón con una esponja de seis por cuatro milímetros humedecida con los extremos apuntando rostral y caudalmente y coloca un retractor pulmonar ancho y plano en la esponja. Luego, deslice suavemente el retractor ventralmente hasta que la aorta torácica descendente esté expuesta y use el número siete fórceps para diseccionar una sección de aproximadamente cinco milímetros del tejido conectivo y la grasa de la aorta.Para aplicar la elastasa, primero, utilice una micropipeta para saturar una esponja de 0,5 por un milímetro con 12 microlitros de elastasa pancreática porcina y coloque la esponja sobre la superficie expuesta de la aorta. Después de tres a cinco minutos, usa el número siete fórceps para extraer la esponja de elastasa y extraer el retractor pulmonar. Irrigar la cavidad torácica con aproximadamente la mitad de un mililitro de solución salina estéril.Retire la esponja pulmonar y utilice una gasa enrollada de dos por dos pulgadas para absorber el riego salino restante. Retire los retractores de las costillas y deponga las costillas con tres suturas interrumpidas de seis ohes no absorbibles, atando un nudo suelto en cada sutura sin atar las suturas hacia abajo. Después de replantear el pulmón, ata las suturas y reaproxima las capas musculares con una sutura trenzada absorbible de cinco oh.Cierre la piel con suturas no absorbibles de cinco a 10 de cinco oh interrumpidas. Luego, monitoree al animal hasta su completa reclinencia. En el punto final experimental apropiado, utilice tijeras para incitar la piel mediamente desde el flanco izquierdo hasta el abdomen central, teniendo cuidado de no entrar en el peritoneo.Incitar la piel desde el flanco dorsal izquierdo rostralmente hasta el hombro izquierdo y hacer una incisión en un ángulo de 90 grados a través de la axila hasta el esternón. Usando cautería, diseccione el colgajo de la piel hacia el aspecto ventral del ratón para exponer el hemotórax izquierdo y use tijeras para entrar en el abdomen a lo largo del margen costal izquierdo desde la dirección ventral a dorsal para exponer la parte inferior del diafragma izquierdo. Si el borde lateral del diafragma no se abre, incíme el diafragma en su borde más lateral.Colocando la punta del cauterme en este agujero, cauterizar el diafragma desde el margen costal hasta el proceso de xifoide y utilizar un aplicador húmedo, punta fina de algodón con puntas finas para liberar suavemente el pulmón de cualquier adherencia a la pared torácica. Mientras se asegura de que el pulmón está fuera del camino, utilice la electrocauterización para cortar a través de las costillas y la pared torácica desde el margen costal hasta la primera costilla, dorsal a la línea media axilar, pero al menos dos milímetros de la aorta. Corte a lo largo del margen superior de la primera costilla y refleje la caja torácica ventralmente para exponer el hemotórax.Coloque los retractores en el pulmón y tire mediamente. Coloque un retractor o una gasa mojada con solución salina en el diafragma y dibuje caudal para exponer la mayor cantidad posible de la aorta. Utilice un aplicador seco con punta de algodón para eliminar cualquier adherencia del aneurisma de la aorta y un segmento distal no afectado y utilice la micrometría de vídeo para medir el diámetro del segmento de control no afectado y la porción más ancha del aneurisma tratado con la elastasa.Para cosechar la aorta, agarre el recipiente con daños fórceps sólo distal al segmento tratado y utilice tijeras para cortar distal a los fórceps. Diseccione la aorta de la columna vertebral y corte el vaso proximal al segmento tratado para extraer el tejido aneurisma. A continuación, utilizando una jeringa de tuberculina y una aguja, lave el lumen aórtico con solución salina y procese la muestra de acuerdo con el análisis experimental descendente planificado.Los aneurismas torácicos desarrollados como fusiformes en forma y se producen sólo en la porción tratada en la aorta. En esta medición representativa de la micrometría de vídeo, se determinó que la dilatación aórtica era del 130% en la cosecha de tejido. De hecho, mientras que los ratones tratados con el tipo de elastasa presentan un aumento significativo en la dilatación aórtica en los días tres, siete, 14 y 21 post-tratamiento con la dilatación máxima observada en el día 14 en comparación con el control de ratones de tipo salvaje.El análisis histológico revela que los aneurismas de tipo salvaje tienen fibras de elastina delgadas y fragmentadas. También hay menos tinción de células musculares lisas con un aumento en el macrófago y la expresión de una beta entrelukin. El pulmón murino es extremadamente delicado, y la lesión suele ser mortal.Tenga el máximo cuidado con la entrada inicial en el pecho y sólo manipule el pulmón con esponjas húmedas con solución salina. Este modelo ha ayudado a dilucidar el papel de la interluquina one-beta y la interluquina seis en la patogénesis de los aneurismas de la aorta torácica descendente y cómo su bloqueo podría facilitar el manejo no quirúrgico de estos aneurismas.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este video muestra cómo inducir a los aneurismas de aorta abdominal (AAA) en ratones a través de la infusión intraluminal transitoria de la elastasa pancreática porcina en el segmento infrarrenal de la aorta abdominal. El modelo tiene la capacidad de agregar visión completa de la biopatología de la AAA, debido a la aparición de numerosos transgénicos y ratones knock-out de genes.

Creación de murino Experimental aneurismas de aorta abdominal con elastasa

Modificaciones histológicas y bioquímicas después de aneurisma endoprótesis exclusión aún no están claros. Se describe un nuevo modelo de implantación de endoprótesis en un aneurisma murino. A través del análisis de trombos con y sin circulación de interfaz de flujo de sangre persistente, y la nueva evaluación de biomateriales endovascular, este modelo nos ayudará a entender mejor la exclusión endovascular del aneurisma patobiología.

Un modelo murino Nueva endovascular de aneurismas aórticos

El presente protocolo describe un método quirúrgico estandarizado para el modelo AAA inducido por elastasa a través de la aplicación directa de elastasa a la adventicia de la aorta abdominal infrarrenal en ratones.

Modelo de aneurisma aórtico abdominal de ratón inducido por la aplicación perivascular de elastasa

Este manuscrito presenta un protocolo para establecer un modelo de aneurisma de aorta abdominal en ratón utilizando cloruro de calcio y elastasa, combinando las ventajas de los métodos de modelado anteriores. Este modelo se puede utilizar para investigar los mecanismos fisiopatológicos subyacentes a los aneurismas de aorta abdominal.

Un modelo de aneurisma de aorta abdominal de ratón por infiltración periadventicial de cloruro de calcio y elastasa

Este protocolo describe un enfoque quirúrgico metódico para modelar aneurismas de aorta abdominal avanzados en ratones mediante una combinación de aplicación directa de elastasa a la aorta infrarrenal y administración de ß-aminopropionitrilo a través del agua potable.

Modelado avanzado de aneurisma de aorta abdominal en ratones mediante combinación de elastasa tópica y ß-aminopropionitrilo oral

El presente protocolo describe un método quirúrgico estandarizado para la inducción de aneurismas carotídeos en un modelo murino a través de una sola operación quirúrgica.

Un modelo murino de formación de aneurismas carotídeos

Este protocolo proporciona un procedimiento detallado, paso a paso, para la inducción de la disección aórtica torácica en ratones. En concreto, incluye el cálculo preciso de las dosis necesarias de β-aminopropionitrilo y angiotensina II, el procedimiento de llenado de la bomba osmótica y la técnica de implantación de la bomba osmótica.

Modelo murino de disección aórtica torácica inducida por infusión oral de β-aminopropionitrilo y angiotensina II subcutánea

Este protocolo proporciona un método repetible y fiable para inducir aneurismas de la aorta abdominal (AAA) en ratones C57BL/6 mediante sensibilización con elastina y aplicación de elastasa perivascular, como un modelo AAA que incorpora un componente de sensibilización inmune.

Creación fiable de un modelo de aneurisma aórtico abdominal murino utilizando sensibilización con elastina y elastasa perivascular

La falta de comprensión mecanicista de la médula espinal lesión por isquemia-reperfusión ha obstaculizado otros aditamentos para prevenir la paraplejia después de las operaciones de aorta de alto riesgo. Por lo tanto, el desarrollo de modelos animales es imperativo. Este manuscrito demuestra menor parálisis de las extremidades reproducible después de la oclusión de la aorta torácica en un modelo murino.

Paraplejia reproducible por la oclusión de la aorta torácica en un modelo murino de la médula espinal por isquemia-reperfusión

Se introduce un método quirúrgico para inducir experimental de isquemia / reperfusión (I / R) lesión para simular el infarto de miocardio (MI) en modelos de ratón que permite una mayor claridad en el posicionamiento de la ligadura en la arteria descendente anterior izquierda (LAD) para aumentar la reproducibilidad de experimentos en ratones MI.

Un modelo murino de isquemia-reperfusión miocárdica lesión a través de la ligadura de la arteria descendente anterior

Aprenda a inducir aneurismas aórticos torácicos descendientes en ratones C57BL/6 mediante toracotomía izquierda y aplicación de elastasa pancreática porcina. Este protocolo quirúrgico ofrece resultados consistentes en tamaño y localización para investigación cardiovascular.

Modelo Quirúrgico Murino de Aneurisma aórtico torácico descendente fortuito tópico

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