Name: Evaluación de la autoregulación del flujo sanguíneo cerebral en la rata mediante la fluidmetría Doppler láser (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-01-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Aprende a evaluar la autoregulación del flujo sanguíneo cerebral en ratas mediante fluidmetría Doppler láser. Este método no invasivo permite monitorear continuamente la microcirculación cerebral durante cambios de presión arterial.

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Los autores expresan su sincero agradecimiento a Kaleigh Kozak, Megan Stumpf y Jack Bullis por su excelente ayuda para completar este estudio y preparar el manuscrito. Soporte de subvención: NIH #R01-HL128242, #R21-OD018309 y #R21-OD024781.

El Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de Wisconsin (IACUC) aprobó todos los protocolos descritos en este documento y todos los procedimientos están en conformidad con la Oficina de Bienestar Animal de Laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) (OLAW) Reglamentos.
1. Animales experimentales y preparación para el registro
<ol><li>Utilice ratas Sprague-Dawley machos de 8 a 12 semanas que pesen 250–300 g. Para estos experimentos, alimentar ratas una dieta estándar que consiste en 0.4% NaCl, 200 g/kg de caseína, 3 g/kg DL-metionina, 497.77 g/kg de sacarosa, 150 g/kg de almidón de maíz, 50 g/kg de aceite de maíz, 50 g/kg de celulosa, 2 g/kg de bitarrate de colina, 35 g/kg de mezcla de mineral.</li>
	<li>Registre la presión arterial y las lecturas de LDF utilizando software de adquisición de datos o cualquier método de grabación comparable.</li>
	<li>Conecte el transductor de presión arterial a un canal del sistema de grabación y la sonda LDF al otro canal del sistema de grabación.</li>
	<li>Antes de la medición, calibrar la sonda Doppler láser para establecer un estándar de motilidad y asegurarse de que el caudalímetro Doppler láser proporciona una salida constante.</li>
	<li>Preparar el equipo adicional necesario para la cirugía preparatoria y para el experimento: un microscopio de disección, un ventilador de roedores, un monitor CO2 de marea final, un instrumento estereotaxico para fijar la cabeza de la rata en posición, y un micromanipulador para localizar la sonda LDF sobre la microcirculación pial y mantenerla en una posición estable.</li>
</ol>2. Preparación quirúrgica
<ol><li>Pesar la rata y anestesiar al animal en una cámara de inducción con 3.5% de isoflurano y 30% O2 suplemento.</li>
	<li>Retire el animal de la cámara de inducción y sustituya una máscara anestésica que entregue 1.5–3% de isoflurano con un suplemento de 30% O2.</li>
	<li>Coloque la rata sobre una manta de agua circulante mantenida a 37 oC y compruebe los reflejos con un pellizco del dedo del dedo del dedo del tiempo para asegurarse de que hay un reflejo de abstinencia. Aplique pomada oftálmica estéril en ambos ojos para prevenir la desecación corneal.</li>
	<li>Afeitar la parte superior del cráneo, el área del cuello ventral y los triángulos femorales. Retire el cabello suelto de esas áreas y límpielo con alcohol para frotar.</li>
	<li>Coloque la rata en posición supina en una almohadilla de calentamiento con una bomba de agua caliente circulante para mantener la temperatura corporal del animal a 37 oC y fijarla temporalmente a la almohadilla con cinta médica.</li>
	<li>Instale una cánula traqueal (tubo de polietileno PE240) a través de una incisión ventral en el cuello como se describe en otroslugares 26.</li>
	<li>Fije la cánula traqueal a un monitor de CO2 de marea final y el respirador que entrega 2.5–3.0% de isoflurano (dependiendo del tamaño del animal) y un suplemento de inhalación del 30% O2. Asegúrese de que la frecuencia respiratoria, el tiempo inspiratorio y el volumen ventilatorio de minutos estén ajustados y monitoreados para garantizar unCO2 de marea final caducada de aproximadamente 35 mmHg durante todo el experimento. NOTA: Esto se logra generalmente con una frecuencia respiratoria de aproximadamente 48–60 respiraciones/min, un volumen de marea de 1.70–2.30 mL, y un tiempo de inspiración de 0.50–0.60 s para una rata de 250-300 g.</li>
	<li>Llene dos cánulas de polietileno PE50 con 1 U/ml de heparina en solución isotónica de NaCl para evitar la coagulación y mantener la patencia de los catéteres. Después de rellenar, biselar el extremo abierto de cada cánula con tijeras quirúrgicas para facilitar la inserción en la arteria.</li>
	<li>Cannute las arterias femorales derecha e izquierda como se describe en otros lugares27 para permitir un monitoreo continuo de la presión arterial en un catéter y la extracción de sangre del otro catéter.<ol>
<li>Después de separar cuidadosamente las arterias del tejido circundante bajo un microscopio de disección, ligar el extremo distal de la arteria y colocar dos suturas adicionales alrededor de los extremos medio y proximal de la arteria sin apretar los nudos.</li>
		<li>Utilice la sutura proximal como ligadura de elevación para evitar el sangrado de la arteria después de la incisión para la inserción de cánulas (paso 2.11).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inserte un alambre en forma de V diseñado a partir de un clip de papel debajo de la arteria para ocluir el recipiente hasta que la cánula esté asegurada.</li>
	<li>Bajo un microscopio de disección haz una pequeña incisión en la arteria femoral cerca de la ligadura distal usando tijeras Vannas. Inserte el extremo biselado de la cánula en la incisión y adelántelo a la arteria femoral. Apriete el nudo en la ligadura media para fijar la cánula en su lugar para que no se desaloje por la presión arterial cuando se retire la ligadura de elevación o el clip de papel.</li>
	<li>Después de apretar la ligadura media, suelte la tensión en la ligadura de elevación y/o retire el clip de papel, y apriete la ligadura proximal.</li>
	<li>Cierre la incisión con suturas finas (3-0 de seda) o una grapa quirúrgica. Alternativamente, coloque una gasa húmeda sobre el sitio de la incisión, dependiendo del tamaño de la incisión.</li>
</ol>3. Adelgazamiento del cráneo para mediciones de LDF
<ol><li>Inmediatamente después de que las cánulas estén en su lugar, coloque el animal en una posición esternal y fije la cabeza en un dispositivo esterenoquícico, teniendo cuidado de no desalojar los catéteres o tubo traqueal.</li>
	<li>Use tijeras quirúrgicas para hacer una incisión elíptica en la piel que cubre el cráneo. Use un hisopo de algodón para eliminar cualquier tejido conectivo, asegurándose de que el cráneo esté limpio y seco. Coloque un pequeño trozo de papel tisú alargado y enrollado alrededor de la incisión en el cuero cabelludo para detener cualquier sangrado.</li>
	<li>Bajo el microscopio de disección, utilice una herramienta Dremel o un taladro dental con una broca de 2,15 mm para adelgazar un área pequeña del hueso (aproximadamente 0,5-1 cm dependiendo del tamaño de la rata) en el área parietal sobre la corteza somatosensorial izquierda o derecha. ADVERTENCIA: Adelgace el hueso lentamente y con cuidado para evitar penetrar el cráneo. Durante este paso, la solución salina debe aplicarse liberalmente para evitar que la zona se sobrecaliente.</li>
	<li>Una vez que el cráneo ha sido adelgazado y el área tiene un aspecto rosado y / o se visualizan los vasos sanguíneos, cubrir el área con aceite mineral y utilizar un micromanipulador para colocar la sonda Doppler láser sobre la microcirculación cerebral expuesta de modo que la punta de la sonda está tocando la parte superior de la piscina de aceite mineral(Figura 1). NOTA: Es esencial tomar mediciones de LDF en un área donde no haya vibraciones externas que interfieran con las lecturas Doppler del láser y que la sonda se fije de forma segura sobre el mismo área objetivo a lo largo del experimento.</li>
</ol>4. Evaluación de la autorregulación vascular cerebral
<ol><li>Una vez que la sonda LDF esté fija en su posición, permita un período de equilibrio de 30-45 minutos antes de comenzar el experimento. Después del período de equilibrio, mida la presión arterial media (MAP) y el flujo sanguíneo cerebral láser (LCBF) cada 30 s durante 2 min y promediar los valores para obtener los valores basales para la presión arterial de prehemorragia y LCBF.</li>
	<li>Para evaluar la autorregulación vascular cerebral en respuesta a la reducción de la presión arterial, medir la LCBF y el MAP tras sucesivos retiros de 1,5 ml de sangre de la arteria femoral11. Para mantener la patente del catéter, asegúrese de que se infunde un volumen de solución de heparina (100 U/ml en solución salina isotónica) aproximadamente igual al volumen del catéter después de cada extracción de sangre. NOTA: Al infundir la solución de heparina para mantener la patencia del catéter, es importante que coincida el volumen de la solución de heparina con el volumen del catéter lo más cerca posible para evitar que el animal reciba demasiada heparina, lo que podría causar Sangrado.</li>
	<li>Después de cada retirada del volumen sanguíneo, permita que la rata se equilibre durante 2 min, después de lo cual el MAP y la LCBF se registran cada 30 s durante 2 min. Repita las retiradas del volumen sanguíneo hasta que el animal alcance un MAPA de aproximadamente 20 mmHg.</li>
	<li>Determinar el rango de autoregulatory efectivo identificando el rango de presiones arteriales desde el MAPA de prehemorrágicos hasta el LLA (pasos 4.5 y 5.3, abajo).</li>
	<li>Determinar el LLA identificando la presión más baja a la que LCBF todavía vuelve dentro del 20% del valor de control de prehemrontodespués después de la retirada del volumen sanguíneo, como se describió anteriormente11,28 o identificando el punto de intersección de las líneas de regresión determinadas durante la fase de la meseta de la autoregulación y por debajo de la LLA, donde LCBF disminuye con cada retirada de sangre sucesiva (paso 5.3, abajo). NOTA: Los criterios para definir el LLA y la meseta autoreguladora pueden diferir entre los laboratorios (por ejemplo, Takada et al.28 vs Jones et al.29), así como los procedimientos para reducir la presión arterial arterial (por ejemplo, la retirada de un volumen específico de sangre frente a la hemorragia controlada para alcanzar niveles específicos de presión arterial)11.</li>
	<li>Al final del experimento, eutanasia al animal mediante la creación de un neumotórax bilateral mientras está bajo un plano quirúrgico de anestesia, aprobado por la IACUC.</li>
	<li>Los valores de LDF obtenidos en el tejido después de que el animal es eutanasiado proporcionarán el valor de flujo basal cero para la configuración experimental.</li>
</ol>5. Análisis estadístico
<ol><li>Realice un análisis de regresión lineal para evaluar la correlación entre los valores de LDF y su presión arterial correspondiente. Utilice las lecturas basales del LDF obtenidas después de que el animal sea eutanasiado para asegurarse de que no hubo ninguna señal LDF inespecífica que afectara a los caudales medidos.</li>
	<li>Calcule el LLA utilizando la intersección entre las líneas de regresión por encima y por debajo de la meseta de autorregulación. Para calcular el LLA utilizando este método, combine las dos ecuaciones de regresión y resuelva la ecuación resultante para la presión arterial.</li>
	<li>Al comparar diferentes grupos experimentales, utilice el análisis de regresión lineal para calcular las pendientes de la relación de presión arterial de LDF por encima y por debajo de la LLA para cada animal y resumínelas como medias de SEM para los animales de ese grupo experimental.</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Evaluación de las respuestas de flujo sanguíneo de tejido con flowmetría doppler láser (LDF). Como se señaló anteriormente, la señal LDF es proporcional al número y la velocidad de las partículas en movimiento, en este caso RBC, en la microcirculación. Las lecturas de LDF en diferentes órganos están bien correlacionadas con el flujo sanguíneo de órganos enteros evaluados mediante métodos establecidos como medidores de flujo electromagnético sormotores y microesferas radiactivas30 ...

Los mecanismos de autorregulación en la circulación cerebral juegan un papel crucial en el mantenimiento de la homeostasis y la función normal en el cerebro. La autorregulación del flujo sanguíneo cerebral se ve afectada por múltiples factores, incluyendo la frecuencia cardíaca, la velocidad de la sangre, la presión de perfusión, el diámetro de las arterias de resistencia cerebral y la resistencia microcirculatoria, todos los cuales juegan un papel en el mantenimiento constante del flujo sanguíneo cerebral total en el cerebro sobre el rango fisiológico de las presiones arteriales sistémicas. Cuando aumenta la presión arterial, estos mecanismos constriñen las arterias y las arterias de resistencia para prevenir aumentos peligrosos en la presión intracraneal. Cuando la presión arterial disminuye, los mecanismos de control locales dilatan las arterias para mantener la perfusión tisular y la administración de O2. Diversas condiciones patológicas tales como hipercapnia, lesión cerebral hipoxica traumática o global, y microangiopatía diabética1,2,3,4,5,6 puede alterar la capacidad del cerebro para regular automáticamente su flujo sanguíneo. Por ejemplo, la hipertensión crónica desplaza el rango autoregulador efectivo hacia presiones más altas7,8,9, y una dieta alta en sal (HS) no sólo interfiere con la dilatación normal dependiente del endotelio en la microcirculación cerebral10, sino que también afecta la capacidad de los mecanismos de autorregulación en la circulación cerebral para dilatar y mantener la perfusión arterial cuando se reduce la presión arterial11. La autorregulación cerebral también se ve afectada en ratas sensibles a la sal de Dahl cuando se les alimenta una dieta delSA 12.
Durante las reducciones de la presión arterial, la dilatación de las arterias de resistencia cerebral y arteriolas inicialmente devuelve el flujo sanguíneo cerebral para controlar los valores a pesar de la presión de perfusión reducida. A medida que la presión arterial se reduce aún más, el flujo sanguíneo cerebral permanece constante en la presión más baja (fase de meseta de la respuesta autorreguladora) hasta que la vasculatura ya no puede dilatarse para mantener el flujo sanguíneo a la presión más baja. La presión más baja a la que un órgano puede mantener el flujo sanguíneo normal se denomina límite inferior de autorregulación (LLA). A presiones por debajo de la LLA, el flujo sanguíneo cerebral disminuye significativamente de los valores en reposo y disminuye de manera lineal con cada reducción de la presión arterial de perfusión13,14. Un cambio ascendente en el LLA, como se observa en la hipertensión7,8,9, puede aumentar el riesgo y la gravedad de la lesión isquémica durante las condiciones donde se reduce la presión de perfusión arterial (por ejemplo, infarto de miocardio, accidente cerebrovascular isquémico, o choque circulatorio).
LDF ha demostrado ser un enfoque extremadamente valioso para evaluar el flujo sanguíneo en la microcirculación en una variedad de circunstancias, incluyendo la autorregulación del flujo sanguíneo en la circulación cerebral11,14,15. Además de evaluar las respuestas autorreguladoras, LDF se puede utilizar para monitorear el flujo sanguíneo cortical al investigar mecanismos metabólicos, miogénicos, endoteliales, humorales o neuronales que regulan el flujo sanguíneo cerebral y el impacto de diversas intervenciones experimentales y condiciones patológicas en el flujo sanguíneo cerebral10,16,17,18,19,20,21.
LDF mide el cambio en la luz láser reflejada en respuesta al número y la velocidad de las partículas en movimiento, en este caso, los glóbulos rojos (RBC). Para estudios de autoregulación vascular cerebral, la presión arterial se cambia ya sea por la infusión de un agonista alfa-adrenérgico para aumentar la presión arterial (porque la propia circulación cerebral es insensible a los agonistas vasoconstrictores alfa-adrenérgicos)12,15 o a través de la retirada controlada del volumen sanguíneo para reducir la presión arterial11,14. En el presente estudio, LDF se utiliza para demostrar los efectos de reducciones calificadas en la presión arterial en la autorregulación cerebral en una rata sana. Aunque los métodos de cráneo abierto y cerrado se han descrito en la literatura22,23,24,25, el presente documento demuestra una preparación de cráneo cerrado, permitiendo que el flujo sanguíneo cerebral se evalúe sin penetrar el cráneo o instalar una cámara o ventana cerebral.

<table><tbody><tr><td>3-0 sutura de seda negra trenzada</td><td>Midwest Vet</td><td>193.73000.2</td><td></td></tr><tr><td>Transductor de presión arterial</td><td>Merit Medical</td><td>041516504A</td> Sistemas automatizados de <td></td></tr><tr><td>adquisición de datos (WINDAQ & Sistema BIOPAC)</td><td>DATAQ Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Unidad de visualización de la presión arterial</td><td>Stoelting</td><td>50115</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de circulación de agua caliente</td><td>Gaymar Industries</td><td>Bomba</td><td></td>en T</tr><tr><td>Monitor de CO2 al final de la marea</td><td>Stoelting</td><td>Capstar-100</td><td></td></tr><tr><td>Heparina Sódica</td><td>Midwest Vet</td><td>191.46720.3</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>Caudalímetro láser Doppler</td><td>Perimed</td><td>PeriFlux 5000 LDPM</td><td></td></tr><tr><td>Láser Doppler Recarga Motilidad Estándar</td><td>Perimed</td><td>PF1001</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de polietileno (PE240) (para cánula de tráquea)</td><td>VWR</td><td>63018-828</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de polietileno (PE50) (para catéteres femorales)</td><td>VWR</td><td>63019-048</td><td></td></tr><tr><td>Ventilador para roedores</td><td>Cwe/ Stoelting</td><td>SAR-830/P</td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>Midwest Vet</td><td>193.74504.3</td><td></td></tr><tr><td>Ratas endogámicas Sprague-Dawley</td><td>Variable</td><td>N/A</td><td>Las ratas se encargaron a varias empresas</td></tr><tr><td>Standard Rat Chow</td><td>Dyets, Inc.</td><td></td><td></td>113755</tr><tr><td>Instrumento Estereotáxico</td><td>Cwe/Stoelting</td><td>Clasic Lab Standard</td><td></td></tr></tbody></table>

evaluación de la autoregulación del flujo sanguíneo cerebral en la rata mediante la fluidmetría doppler láser

Evaluation of Cerebral Blood Flow Autoregulation in the Rat Using Laser Doppler Flowmetry

Al investigar los mecanismos del cuerpo para regular el flujo sanguíneo cerebral, se puede obtener una medición relativa del flujo sanguíneo microcirculatorio utilizando lametría de flujo Doppler láser (LDF). Este artículo muestra una preparación de cráneo cerrado que permite evaluar el flujo sanguíneo cerebral sin penetrar el cráneo ni instalar una cámara o ventana cerebral. Para evaluar los mecanismos de autoregulatory, se puede utilizar un modelo de reducción controlada de la presión arterial a través de hemorragia calificada mientras se emplea simultáneamente LDF. Esto permite el seguimiento en tiempo real de los cambios relativos en el flujo sanguíneo en respuesta a las reducciones en la presión arterial producidapor por la abstinencia del volumen sanguíneo circulante. Este paradigma es un enfoque valioso para estudiar la autorregulación del flujo sanguíneo cerebral durante las reducciones de la presión arterial y, con pequeñas modificaciones en el protocolo, también es valioso como modelo experimental de shock hemorrágico. Además de evaluar las respuestas autorreguladoras, el LDF se puede utilizar para monitorear el flujo sanguíneo cortical al investigar mecanismos metabólicos, miogénicos, endoteliales, humorales o neuronales que regulan el flujo sanguíneo cerebral y el impacto de varios mecanismos experimentales intervenciones y condiciones patológicas en el flujo sanguíneo cerebral.

La Figura 2 resume los resultados de los experimentos realizados en 10 ratas macho Sprague-Dawley alimentados con comida de laboratorio estándar. En esos experimentos, la LCBF media se mantuvo dentro del 20% del valor de la prehemorragia después de las tres primeras extracciones del volumen sanguíneo, hasta que la presión arterial media alcanzó la LLA. Las posteriores retiradas del volumen sanguíneo a presiones por debajo de la LLA causaron una reducción progresiva de lcbf, lo que demuestra ...

Este artículo demuestra el uso de láser Doppler flowmetry para evaluar la capacidad de la circulación cerebral para autoregular su flujo sanguíneo durante las reducciones en la presión arterial.

Evaluación de la autoregulación del flujo sanguíneo cerebral en la rata mediante la fluidmetría Doppler láser

When investigating the body&#39;s mechanisms for regulating cerebral blood flow, a relative measurement of microcirculatory blood flow can be obtained ...

Este protocolo es ideal para evaluar la capacidad de la microcirculación cerebral para regular su propio flujo sanguíneo durante los cambios de presión arterial en condiciones normales y patológicas. LDF proporciona un método relativamente no invasivo para el monitoreo continuo del flujo sanguíneo cerebral bajo una variedad de condiciones que no es posible con otros métodos. La flowmetría Doppler láser se puede utilizar para la evaluación del flujo sanguíneo no invasivo.Por ejemplo, para evaluar los efectos de una dieta alta en la sal en la regulación del flujo sanguíneo deteriorado en mujeres jóvenes sanas. LDF permite que el flujo sanguíneo sea fácilmente monitoreado en muchos lechos vasculares diferentes de seres humanos y animales, y se puede utilizar en una amplia variedad de estudios. Demostrando el procedimiento con Adrienne Allen estará Megan Stumpf, mi tecnóloga de investigación y gerente de laboratorio.Antes de comenzar el procedimiento, coloque la rata sobre una manta de agua circulante mantenida a 37 grados centígrados y confirme una falta de respuesta al reflejo del pedal en una rata experimental anestesiada. Aplicar pomada a los ojos de los animales y afeitar la parte superior del cráneo, la zona del cuello ventral y los triángulos femorales. Retire cualquier pérdida de cabello de la piel expuesta.Y desinfectar la piel con alcohol. Mueva la rata a una almohadilla de calentamiento con una bomba de agua tibia circulante. Y usa cinta médica para asegurar temporalmente a la rata en la posición supina.Llene dos cánulas PE 50 con una unidad por ml de heparina en solución isotónica de cloruro sódico. Y biselar el extremo abierto de los catéteres con tijeras quirúrgicas para facilitar la inserción en las arterias. Después de separar cuidadosamente las arterias femorales del tejido circundante bajo un microscopio diseccionador, ligar el extremo distal del segmento aislado de la arteria femoral y colocar dos suturas adicionales alrededor de los extremos medio y proximal de la arteria sin apretar los nudos.Inserte un alambre en forma de V diseñado a partir de un clip de papel debajo de la arteria para ocluir el recipiente hasta que la cánula se haya asegurado. Luego usa tijeras de vannas para hacer una pequeña incisión en la arteria femoral cerca de la ligadura distal. Inserte el extremo biselado de la cánula en la incisión y avance la cánula en la arteria femoral.Retire el clip de papel. Apriete el nudo en la ligadura media sobre la cánula para asegurar la cánula en su lugar. Suelte la tensión en la ligadura de elevación, luego apriete la ligadura proximal y cierre la incisión.Inmediatamente después de que las cánulas estén en su lugar, coloque el animal en una posición esternal. Y fije la cabeza en un dispositivo estereotaxico teniendo cuidado de no desalojar los catéteres. Haga una incisión elíptica en la piel que cubre el cráneo.Y usa un hisopo de algodón para eliminar cualquier tejido conectivo, asegurando que el cráneo esté limpio y seco. Coloque un pequeño pedazo de papel tisú alargado laminado alrededor de la incisión en el cuero cabelludo para detener cualquier sangrado y debajo del microscopio diseccionado, utilice un taladro de tamaño adecuado con una broca de 2,15 mm para adelgazar un área de 0,5 a 1 cm de hueso en el área parietal sobre la corteza somatosensorial izquierda o derecha, dependiendo del tamaño de la rata. Adelgazar el hueso lentamente y cuidadosamente para evitar penetrar en el cráneo.Al realizar este paso, la solución salina debe aplicarse liberalmente para evitar que el área se caliente en exceso. Cuando el área tiene un aspecto rosado y / o vasos sanguíneos se pueden visualizar, cubrir el hueso adelgazado con aceite mineral. Y utilice un micromaniprógrafo para colocar la sonda doppler láser sobre la microcirculación cerebral expuesta de modo que la punta de la sonda esté tocando la parte superior de la piscina de aceite mineral.Para la colocación inicial de la sonda, lo mejor es comenzar con una señal de aproximadamente 150 unidades para asegurarse de que la sonda se coloca sobre la micro circulación. Cuando la sonda de flowmetry doppler láser esté en su lugar, deje que el animal descanse durante un período de equilibrición de 30 a 45 minutos antes de retirar 1,5 ml de sangre de la cánula de la arteria femoral apropiada durante un período de 30 segundos. Para mantener la patente del catéter, infunda 100 unidades por ml de heparina en solución salina isotónica en la cánula después de cada extracción de sangre.Deje que la rata se recupere durante dos minutos y luego mida el LDF y la presión arterial cada 30 segundos durante dos minutos. Después de la presión arterial y las mediciones de LDF, repita la abstinencia del volumen sanguíneo cada dos minutos hasta que el animal alcance una presión arterial media de aproximadamente 20 mmHg. En estos experimentos representativos, el flujo sanguíneo cerebral láser medio de 10 ratas Sprague-Dawley alimentadas con comida estándar de laboratorio se mantuvo dentro del 20% del valor de la hemorragia después de las tres primeras abstinencias del volumen sanguíneo, hasta que la presión arterial media alcanzó el límite inferior de la autoregulación.Las posteriores abstinencias del volumen sanguíneo a presiones por debajo del límite inferior de la autoregulación, causaron una reducción progresiva del flujo sanguíneo cerebral láser que demostró que la circulación cerebral ya no era capaz de producir un nivel suficiente de vasodilatación para mantener el flujo sanguíneo cerebral constante a las presiones de profusión más bajas. A presiones en o por encima del límite inferior de la autorregulación, no hubo correlación significativa entre el flujo sanguíneo cerebral láser y la presión arterial, lo que indica que el flujo sanguíneo cerebral láser era independiente de la presión arterial en el rango de meseta de la curva autorreguladora. Por debajo del límite inferior de la autoregulación, la relación de presión arterial del flujo sanguíneo cerebral láser tenía una pendiente negativa.Y el flujo sanguíneo cerebral láser se correlacionó significativamente con la presión arterial. Lo más importante es adelgazar el cráneo con mucho cuidado y asegurarse de que la sonda LDF permanezca firmemente anclada sobre la misma área de tejido. Este procedimiento se puede utilizar para probar la reactividad de la microcirculación de varios agentes después de la perfusión retrógrada a través de la arteria carótida, o para evaluar la hiperemia funcional y el acoplamiento neurovascular en la circulación cerebral.Esta técnica ha permitido investigar los efectos de diferentes fármacos y anestésicos en la circulación cerebral y los cambios en la autoregulación cerebral en modelos de enfermedades como la hipertensión.

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