Name: Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Aprende una nueva técnica quirúrgica de trasplante cardíaco abdominal heterotópico en ratón. Este método reconstruye el circuito sanguíneo mediante anastomosis de la aorta y la vena cava inferior torácica, mejorando el estudio de respuestas aloinmunes.

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Agradecemos a la Dra. Yun Xu por su ayuda como actriz de voz, a la Dra. med. Jianhua Peng por su ayuda en la edición de video y a la Dra. Annika Kuckhahn por sus comentarios y apoyo. Este trabajo fue apoyado en parte por la Fundación Alemana de Investigación (DFG) para promover colaboraciones internacionales (HO2581/4-1 a AH), y la Fundación Nacional de Ciencia de China (NSFC; #81760291 a FJ).

Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo siguiendo las directrices de la Directiva 2010/63/UE del Parlamento Europeo sobre la protección de los animales utilizados para fines científicos (comité ético aprobado, #G1071/09).
NOTA: La preparación preliminar, la anestesia, la atención postoperatoria y el trabajo de monitoreo son los mismos que se realizan en los métodos quirúrgicos tradicionales1,2,4. Los ratones BALB/c sirvieron como donantes del corazón y C57BL/6J como recipientes del trasplante. Los ratones tenían entre 8 y 12 semanas, pesaban ~ 30 g en el trasplante y fueron alojados en condiciones estándar.
1. Pasos preparatorios
<ol><li>Para la anestesia, dé a los ratones isoflurano inhalativo (2%) hasta que se duermen, seguido de inyecciones intraperitoneales de ketamina (100 mg/kg) + xilazina (10 mg/kg) + acepromazina (2 mg/kg). Para la analgesia postoperatoria, aplicar Metamizol (200 mg/kg) p.o. y Carprofeno (5 mg/kg) s.c.. NOTA: La aplicación de antibióticos se abstuvo a propósito ya que estas sustancias pueden influir en las respuestas inmunológicas.</li>
	<li>Para la cirugía, use un conjunto de instrumentos microscópicos que incluyen una micro-tijera, micro-pinzas, un porta agujas y micro abrazaderas hemostáticas. Una pluma electroquirúrgica también es necesaria. Realice las suturas usando los tipos de nylon 7/0er, 10/0er y 4/0er.</li>
	<li>Coloque el ratón en una caja para la inhalación de isoflurano (2%) durante 40-60 segundos. Determine la profundidad de la anestesia exprimiendo la pata con pinzas. Si hay una falta completa de respuesta para este estímulo, vaya al siguiente paso.</li>
	<li>Una vez que el ratón se ha quedado dormido, pesar el ratón.</li>
	<li>Aplique una inyección intraperitoneal de ketamina (100 mg/kg) + xilazina (10 mg/kg) + acepromazina (2 mg/kg) al ratón anestesiado.</li>
	<li>Recorte el pelaje abdominal y coloque el ratón en la mesa de operaciones. Realice la desinfección usando yoduro de povidona durante 3 veces, luego cubra correctamente el ratón usando una toalla quirúrgica fenestrada.</li>
</ol>2. Procedimiento de operación del donante
<ol><li>Use tijeras para cortar la piel desde el cuello hasta la parte inferior del abdomen y desprenda la capa completa de la piel hasta la línea media de ambas axilas.</li>
	<li>Use tijeras para cortar los músculos de la pared abdominal y mueva suavemente las vísceras hacia la izquierda (desde la vista del operador). Envuelva las vísceras con una gasa salina imbuyda para exponer con seguridad la vena cava inferior.</li>
	<li>Use una jeringa de 1 ml para inyectar 0,4 ml de la solución de heparina (contiene 500 U de heparina) lentamente en la vena cava inferior y espere 1 minuto antes de sacar la aguja.</li>
	<li>Saque la aguja y use una microescojera para cortar tanto la vena cava inferior como la aorta abdominal para acelerar la exsanguinación.</li>
	<li>Use tijeras para abrir la cavidad torácica realizando un corte en forma de U; exponer completamente el corazón, los pulmones y todos los vasos sanguíneos del pecho.<ol>
<li>Exponga la aorta torácica, corte 1/2 de la luz y luego corte la vena pulmonar para facilitar la irrigación y el drenaje.</li>
		<li>Inserte un tubo de irrigación en la abertura de la aorta torácica, inyecte al menos 2 mL de 4 °C de solución de cardioplejía de histidina-triptófano-cetoglutarato frío (solución de Custodiol HTK)9 hasta que el flujo de salida de la vena pulmonar esté completamente despejado y el corazón deje de latir por completo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Saque el tubo de riego y suelte el esternón.</li>
	<li>Use micro tijeras para eliminar el timo y para quitar ligeramente la grasa alrededor del arco aórtico.</li>
	<li>Use fórceps rectos y curvos para exponer y ligar el tronco de la arteria pulmonalis (en el lado derecho del arco aórtico) con una sutura de 10/0.</li>
	<li>Use micro fórceps para separar la grasa y el tejido conectivo unidos al IIVC, exponga y ligar la vena cava superior (en el lado izquierdo del arco aórtico) con una sutura de 7/0 y use micro tijeras para cortarla detrás de la ligadura.</li>
	<li>Haga una sutura de 7/0 alrededor de la base del corazón debajo del arco aórtico, el IIVC y ambas aurículas. Luego ligar las ramas de la arteria pulmonar y los vasos pulmonares venosos.</li>
	<li>Use micro tijeras para transectar el arco aórtico lo más distal posible, los vasos pulmonares debajo de la ligadura y el IIVC cerca del diafragma. Retire el corazón del pecho.</li>
	<li>Coloque el corazón del donante explantado en una solución de cardioplejía HTK fría a 4 °C y reserve temporalmente.</li>
</ol>3. Procedimiento de operación del destinatario
NOTA: Los pasos iniciales de la operación son similares a los mostrados previamente para el ratón donante, incluyendo anestesia y desinfección.
<ol><li>Realice el corte de la piel abdominal de manera transversal, cubra los órganos abdominales con una gasa húmeda usando solución salina.</li>
	<li>Use micro fórceps para exponer la vena cava inferior y la aorta abdominal y liberarlos del tejido graso circundante.</li>
	<li>Use micro fórceps para ligar o electrocauterizar los vasos de la rama lateral (laterales o debajo de la vena/aorta) debajo de los vasos renales.</li>
	<li>Use pinzas aplicadoras para colocar dos pinzas micro hemostáticas en la parte abdominal de la vena/aorta que vienen de la derecha dejando más de 1 cm de distancia para ambas aorta/vena para asegurar el espacio para la construcción de la anastomosis entre ellas.</li>
	<li>Use micro tijeras para hacer una incisión en la aorta un poco más cerca de la abrazadera inferior que de la abrazadera superior. Alternativamente, use una aguja de 30 G para hacer un pequeño agujero y ábralo con micro tijeras.</li>
	<li>Coloque el ratón receptor de modo que la aorta esté frente al operador con la vena cava en el otro lado. Luego coloque el corazón en la cavidad abdominal y cúbralo con una pequeña gasa húmeda.</li>
	<li>Use una sutura 10/0 para adaptar y suturar la aorta donante a la aorta receptora comenzando caudalmente, haga un nudo y proceda con una sutura corriente hasta la parte superior de la incisión (aproximadamente 4-5 puntos de sutura). A continuación, voltee el corazón hacia la derecha (desde la vista del sujeto), cúbralo de nuevo y continúe la sutura en el lado izquierdo hasta llegar al extremo caudal y anótelo.</li>
	<li>Use un tubo de riego para inyectar al menos 0,5 mL de solución de cardioplejía HTK de 4 °C para eliminar el IIVC del donante.</li>
	<li>Utilice micro-tijeras para cortar un agujero redondo en la vena cava inferior abdominal del receptor, que debe tener el mismo tamaño de los donantes iivc lumen. La incisión debe estar ubicada por encima de la abertura anastomótica aórtica. Haga que la incisión venosa sea más grande que la incisión aórtica.</li>
	<li>Utilice una sutura de 10/0 para coser el IIVC donante a la vena cava receptora comenzando caudalmente. Ate un nudo y realice una sutura corriente hasta que se alcance la parte superior de la incisión. Use cinco puntos de sutura y continúe la sutura a la izquierda. Finalmente, ate un nudo en la esquina de la cola y apriete cuidadosamente (tenga cuidado de no tirar demasiado apretado).</li>
	<li>Coloque las pequeñas partes de la esponja hemostática alrededor de la vena y las anastomosis aórticas.</li>
	<li>Use pinzas del aplicador de clip para quitar primero las abrazaderas micro-hemostáticas inferiores y luego superiores y enjuague la cavidad abdominal con cloruro de sodio al 0,9% templado a 38,0 °C.</li>
	<li>Use micro- esponjas para quitar la esponja hemostática.</li>
	<li>Observe los latidos del corazón trasplantado.</li>
	<li>Use fórceps para volver a colocar los intestinos en la cavidad abdominal y suturas de dos capas (músculos abdominales seguidos de piel) para cerrar la herida abdominal con una sutura de 4/0.</li>
	<li>Coloque a los ratones en una cámara de estación de trabajo de control de oxígeno y temperatura (por ejemplo, INVIVO2-400) para proporcionar un ambiente cálido y rico en oxígeno para que los ratones trasplantados se recuperen, espere a que los ratones se despierten.</li>
	<li>Para la analgesia postoperatoria, dé directamente Metamizol 200 mg/kg por os después de la operación. Cuatro y 16 horas después de la operación dan Metamizol 200 mg/kg por os+ Carprofen (5mg/kg) s.c. En el seguimiento posterior, dé Carprofeno (5 mg/kg) s.c a los ratones trasplantados cada 24 horas durante tres días consecutivos después de la operación.</li>
</ol>

<ol><li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li>
<li>Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+arterial+anastomosis+heterotopic+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model.</a> Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).</li>
<li>Melanie, L., et al. Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMelanie%2C+L+%22Cardiac+Transplantation%22">Cardiac Transplantation</a>. Moffatt-Bruce, S. D., et al. , IntechOpen (2012).</li>
<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modified+Method+for+Heterotopic+Mouse+Heart+Transplantion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).</li>
<li>Mokbel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate+Solution+for+Donor+Heart+Preservation+Is+Safe+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).</li>
<li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Suture+Technique+in+a+Mouse+Heart+Transplant+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model.</a> Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cold+storage+using+a+new+histidine-tryptophan-ketoglutarate-based+preservation+solution+in+isogeneic+cardiac+mouse+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts.</a> European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).</li>
<li>Türk, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li>
</ol>

La técnica quirúrgica del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones es muy desafiadora y esto implica una restricción al uso extenso de este modelo.
Una de las desventajas de la técnica convencional es la longitud limitante de la arteria pulmonar del donante (AF). Suele ser de unos 2 mm de longitud, mientras que la longitud del IIVC del corazón donante utilizado en nuestro modelo suele ser de unos 1 cm(Figura 2). Esto significa que en el modelo modif...

La técnica quirúrgica de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratones representa un modelo estándar para la investigación en inmunología detrasplantes 1,2,3. Sin embargo, es muy difícil de realizar y esto implica una restricción al uso generalizado de este modelo4,5.
En el trasplante tradicional de corazón de ratón (THTx), la aorta donante y la aorta abdominal receptora se anastomómosis mientras que la arteria pulmonar se anastomó al receptor de la vena cava inferior6,7,8.
En esta técnica modificada de trasplante de corazón de ratón, la aorta del donante se anastomó a la aorta abdominal receptora y el IIVC donante se anastomó a la vena cava inferior receptora(3,4,6) (Figura 2 y Figura 3).

<table><tbody><tr><td>Agujas 30G,</td><td>Braun</td><td>456300</td><td></td></tr>, <tr><td>acepromazina</td><td>, CP Pharma</td>, <td>Tranquisol P</td><td></td></tr><tr><td>, BALB/c AnNCrl, ratones</td><td>, Charles River. Alemania</td><td>sin número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>Bepanthen ungüento para los ojos</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 01578675</td><td></td></tr><tr><td>Bonn Micro Forceps</td><td>FST</td><td>11083-07</td><td></td></tr><tr><td>Caja para dispositivo de aislamiento y suministro de oxígeno</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J&nbsp; ratones</td><td>Charles River. Alemania</td><td>sin número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>Carprofeno</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>CATHETER-FEP 26G</td><td>TERUMO</td><td>Surflo-W</td><td></td></tr><tr><td>Pinza aplicadora de clip Estilo</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Pinza curva</td><td>WPI</td><td>14114-G</td><td></td></tr><tr><td>custodiol/HTK</td><td>Dr. Franz K&ouml; hler Chemie</td><td>número de catálogo</td><td></td></tr><tr><td>Cutasept desinfección de la piel</td><td>Pluma</td> electroquirúrgica VWR <td>BODL980365</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Bovie</td><td>CHANGE-A-TIP</td><td></td></tr><tr><td>almohadillas de gasa, bastoncillos de algodón</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td>13353</td><td></td></tr><tr><td>Estera calefactora</td><td>THERMO MAT PRO 30W</td><td>HTP-30</td><td></td></tr><tr><td>Esponja hemostática</td><td>CuraSpon</td><td>J1276A</td><td></td></tr><tr><td>solución de heparina</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 03029820</td><td></td></tr><tr><td>Nevera</td><td>PETZ</td><td>No hay número de catálogo disponible</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo de anestesia inhalatoria</td><td>GROPPLER</td><td>BKGM 0616</td><td></td></tr><tr><td>dispositivo de aislamiento y suministro de oxígeno</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>isoflurano</td><td>CP Pharma</td><td>Isofluran CP 1 ml/ml</td><td></td></tr><tr><td>ketamina</td><td>Zoetis</td><td>sin número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>metamizole</td><td>WDT</td><td>sin número</td><td></td>de catálogo</tr><tr><td>Micro tijeras</td><td>FST</td><td>15000-00,15000-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefine ( Abrazadera ) Angulado / 16 mm</td><td>FST</td><td>18055-06</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Leica</td><td>LEICAMZ6</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>ligero SCHOTT KL2500LED</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solución salina solución (NaCl 0,9%)</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 06178437</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras</td><td>Peha Instruments</td><td>991083/4</td><td></td></tr><tr><td>placa de Petri pequeña</td><td>Sarstedt</td><td>833900</td><td></td></tr><tr><td>Pinza recta</td><td>WPI</td><td>14113-G</td><td></td></tr><tr><td>cinta quirúrgica</td><td>BSN</td><td>4120</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de atado de sutura - 10 cm</td><td>FST</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>Suturas(10-0)</td><td>Medtronic</td><td>N2540</td><td></td></tr><tr><td>Suturas(4-0)</td><td>ETHILON</td><td>V4940H</td><td></td></tr><tr><td>Suturas(7-0)</td><td>ETHILON</td><td>1647H</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa (0.3 mL)</td><td>BD</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa (1 mL)</td><td>BD</td><td>320801</td><td></td></tr><tr><td>xilacina</td><td>Bayer</td><td>Rompun</td><td></td></tr></tbody></table>

reconstrucción del circuito sanguíneo en un modelo de trasplante de corazón de ratón abdominal

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

La técnica quirúrgica del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones es un modelo estándar para la investigación en inmunología del trasplante. Aquí, la técnica establecida para una reconstrucción modificada del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón se presenta. Este método utiliza la vena cava inferior intratorácica (IIVC) en vez de la arteria pulmonar del corazón dispensador de aceite para la anastomosis a la vena cava inferior del recipiente. Está facilitando y mejorando las tasas de éxito para el trasplante de corazón abdominal en ratones.

Aquí, una técnica modificada del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones que se ha desarrollado previamente en nuestro laboratorio y ha probado útil por los 16 años pasados se presenta. Previamente, se informó que en total 40 casos de vena cava a vena cava (grupo V-V) en comparación con 40 casos del procedimiento tradicional de anastomosis de arteria pulmonar a vena cava (grupo P-V)4 (Tabla 1)la anastomosis del vaso tomó 20,8±1,3 min en el grupo V-V, que fue signif...

Una técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón del ratón se demuestra.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

El trasplante de corazón en ratón es un modelo valioso para estudiar la respuesta aloinmune Aquí, presentamos una nueva técnica quirúrgica de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratón. En el trasplante tradicional de corazón de ratón, la aorta donante y la aorta abdominal receptora se anastomó. La arteria pulmonar se anastomosed a la vena cava inferior receptora.En este nuevo trasplante de corazón de ratón. La aorta donante se anastomosed a la aorta abdominal receptora y la vena cava inferior intratorácica donante se anastomosed a la vena cava inferior receptora. Ahora comenzamos la demostración experimental.Después de poner el ratón en la caja para la inhalación de isoflurano y la anestesia, pesar el ratón. Según el peso del ratón, para dar inyección intraperitoneal de ketamina xilazina acepromacina para anestesiar el ratón. Fijar y desinfectar el ratón en la mesa de operaciones cuando la anestesia haya afectado.Corte la piel desde el cuello hasta la parte inferior del abdomen. Corte los músculos de la pared abdominal y retire suavemente las vísceras a la izquierda. A continuación, exponga la vena cava inferior.Inyecte 0.4 mililitro de la solución de heparina lentamente en la vena cava inferior y espere un minuto antes de sacar la aguja. Saque la aguja y corte tanto la vena cava inferior como la aorta abdominal con tijeras para acelerar la exsanguinación. Abra la cavidad torácica realizando un corte en forma de U.Exponer completamente el corazón, los pulmones y todos los vasos sanguíneos del tórax. Exponer la aorta torácica. Cortar la mitad de la luz.Inserte el tubo de irrigación en la abertura de la aorta torácica. Corte la vena pulmonar para facilitar el riego y el drenaje. Inyecte al menos dos milímetros de solución HTK de cuatro grados.El corazón deja de latir por completo hasta que el flujo de salida de la vena pulmonar está completamente claro. Saque el tubo de riego y suelte el esternón. Retire el timo.Despoje ligeramente la grasa alrededor del arco aórtico. Exponer y ligar el tronco de la arteria pulmonalis con una sutura de 10 cero. Separar el hecho y el tejido conectivo unido en la vena cava inferior intratorácica Exponer y ligar la vena cava superior con siete sutura cero y cortarlo detrás de la ligadura.Haga una sutura de siete ceros alrededor de la base del corazón debajo del arco aórtico. Vena cava inferior y la aurícula abilica, entonces ligar las ramas de la arteria pulmonar y los recipientes venosos del pulmón. Transecto el arco aórtico lo más distal posible, pero asegúrese de tener una luz clara sin las aberturas de las ramas laterales.Los vasos pulmonares bajo la ligadura y la vena cava inferior intratorácica cerca del diafragma. Ahora, retire el corazón del pecho. Coloque el corazón del donante explantado en una solución hdk fría de 4 grados y para preservar temporalmente.Asegúrese de no extender un tiempo de isquemia fría más de 60 minutos. Ahora, comenzamos a demostrar el funcionamiento del receptor. Los pasos iniciales de la operación son similares a los mostrados previamente para el ratón donante, incluyendo anestesia y esterilización.Corte de piel abdominal de manera transversal. Después de la disección intestinal, cubra los órganos abdominales con una gasa húmeda con solución salina. Exponga la vena cava inferior y la aorta abdominal y libere del tejido graso circundante.Si es necesario, ligar o electrocauterizar los vasos de la rama lateral debajo de los vasos renales. Inserte las primeras micro- subapas hemostáticas desde la derecha en la parte superior del cerebro y la aorta debajo de los vasos renales. Inserte el segundo micro- denóscer hemostático de la derecha en la parte inferior del cerebro y de la aorta.Hay más de un centímetro para la aorta y el espacio venoso para la anastomosis entre dos espérceps hemostáticos. Haga una incisión en la aorta, un poco más cerca de la abrazadera inferior que de la abrazadera superior. Además, puede usar una aguja 30G para hacer un pequeño agujero y abrirlo con micro tijeras.Coloque el corazón en la cavidad abdominal. La aorta en visión y la vena cava en el otro lado y cubrirlo con una pequeña gasa húmeda. Adaptar y coser la aorta donante a la aorta receptora, comenzando caudalmente.Haga un nudo y proceda con una sutura corriente a la parte superior de esta incisión, alrededor de cuatro a cinco puntos de sutura. A continuación, voltear el corazón hacia la derecha, cubrirlo de nuevo, y continuar la sutura en el lado izquierdo hasta llegar al extremo caudal y anudarlo. Use micro tijeras para cortar un agujero redondo en la vena cava inferior abdominal del receptor, que debe tener el mismo tamaño de la luz de la vena cava inferior intratorácica del donante.La incisión debe estar localizada craneal a la anastomosis aórtica planificada. Haga que la incisión venosa sea más grande que la incisión aórtica. Rubor donor' vena cava inferior intratorácica de s.Coser la vena cava inferior intratorácica donante a la vena cava receptora comenzando caudalmente. Ate un nudo y realice una sutura corriente hasta que se alcance la parte superior de la incisión. Use cinco puntos de sutura y continúe la sutura a la izquierda.Finalmente, ate un nudo en una esquina de la cola y apriete cuidadosamente. Tenga cuidado de no tirar demasiado apretado. Establecer pequeñas partes de la esponja hemostática alrededor de la vena y la anastomosis aórtica.Retire primero las abrazaderas micro hemostáticas inferiores y luego las superiores y enjuague la cavidad abdominal con cloruro de sodio caliente al 0,9%. Quite la esponja hemostática. Observe los latidos del corazón trasplantado.Si todo es correcto, el corazón comenzará a contraerse de nuevo. Vuelva a colocar los intestinos en la cavidad abdominal y ciérrelo con cuatro suturas cero. Proporcionar un ambiente cálido y rico en oxígeno para que los ratones trasplantados se recuperen.En nuestro trabajo de investigación anterior, divulgamos sobre una comparación de 40 casos totales de vena cava a la vena cava contra 40 casos de la arteria pulmonar tradicional al procedimiento de la anastomosis de la vena cava. El tiempo de la operación para la anastomosis del recipiente en una vena cava a un grupo de la vena cava era perceptiblemente más corto comparado a la arteria pulmonar convencional al grupo de la vena cava. La técnica quirúrgica del trasplante abdominal heterotopic del corazón en ratones representa un modelo estándar para la investigación en inmunología del trasplante.Esta técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre presentada aquí está facilitando el trasplante abdominal del corazón en ratones. Y esto se llama concomitante con la reducción de la isquemia caliente y el tiempo de rebeating del corazón injertado, mejorando así la tasa de éxito de este modelo.

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Investigación

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Medicina

El ratón heterotópico modelo de trasplante de corazón ha sido probado por muchos investigadores como un método importante para el estudio de los mecanismos de rechazo y de la respuesta inmune. Sin embargo, las técnicas empleadas siguen siendo un reto. Mediante la modificación de las técnicas convencionales que han tenido éxito con más de 1.000 trasplantes.

El trasplante cardíaco heterotópico en ratones

El modelo de trasplante de corazón murino de cuello uterino es muy adecuado para inmunológica así como estudios de la lesión de reperfusión de isquemia. Hemos modificado el procedimiento utilizando una técnica de manguito no sutura y realizado más de 1.000 trasplantes de éxito con este enfoque.  En esto, proporcionamos detalles adicionales de esta técnica para complementar el vídeo.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

Se demuestra una técnica para el procedimiento microquirúrgico para el trasplante heterotópico de corazones en ratones, incluyendo métodos simplificados para la recolección de donantes y la anastomosis de los vasos receptores.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

El manuscrito describe los pasos necesarios para llevar a cabo el trasplante cardíaco heterotópico en el ratón.

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

La técnica del manguito acorta y facilita el modelo de trasplante de corazón cervical heterotópico en ratones al evitar anastomosis de sutura técnicamente desafiantes de vasos pequeños. Los detalles técnicos mostrados en este video artículo deberían permitir a los investigadores establecer este modelo en sus laboratorios.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

Para estudiar el alotrasplante combinado de órganos sólidos y compuesto vascularizado, describimos un nuevo modelo heterotópico de trasplante de pared torácica, timo y corazón heterotópico en bloque en ratones utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

En el presente protocolo, se utiliza un modelo de trasplante cardíaco de ratón para investigar el mecanismo del rechazo del aloinjerto cardíaco. En este modelo heterotópico de trasplante cardíaco, se mejora la eficiencia de la operación y la supervivencia de los injertos cardíacos se garantiza mediante una anastomosis cervical de extremo a extremo de la implantación cardíaca utilizando una técnica de manguito modificado.

Una técnica de manguito modificado para el modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón

Los modelos de trasplante cardíaco de ratón representan valiosas herramientas de investigación para estudiar la inmunología del trasplante. El presente protocolo detalla el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón que implica la colocación de manguitos en la arteria carótida común del receptor y el tronco de la arteria pulmonar del donante para permitir el flujo sanguíneo laminar.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Este protocolo presenta una técnica simplificada de anastosis de sutura extremo a lado para el trasplante de corazón cervical murino, proporcionando un modelo robusto y reproducible para estudiar la inmunología de trasplantes.

Trasplante cardíaco heterotópico de ratón cervical utilizando la técnica de anastomosis de extremo a lado para estudiar la inmunología del trasplante

Se presenta una revisión fácil de establecer de la clásica banda de dos técnicas para el trasplante ortotópico de hígado en ratas.

Trasplante ortotópico de hígado en ratas

Aprende una nueva técnica quirúrgica de trasplante cardíaco abdominal heterotópico en ratón. Este método reconstruye el circuito sanguíneo mediante anastomosis de la aorta y la vena cava inferior torácica, mejorando el estudio de respuestas aloinmunes.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

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