Name: Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-05-26T12:55:00.000+00:00
Duration: 4 min 55 s
Description: Aprende a establecer un modelo porcino neonatal de circulación extracorpórea con parada cardíaca para estudiar daño cerebral postquirúrgico. Este protocolo permite evaluar complicaciones neurológicas en cirugía cardíaca pediátrica.

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Este proyecto ha recibido financiación del programa de investigación e innovación Horizonte 2020 de la Unión Europea bajo el acuerdo de subvención nº 101017113, el Instituto de Salud Carlos III (PI20/00298), la Beca Carmen de Torres (Fundació Sant Joan de Déu) y el Vanderbilt Medical Scholars Program. Agradecemos a todo el personal de CMCiB, incluyendo a Jordi Grifols, María del Mar Arévalo, Juan Ricardo González, Sara Capdevila, Josep Puig y Gemma Cristina Monte Rubí). También damos las gracias a Abril Culell Camprubí y al Dr. Sergi César Díaz por su ayuda en los dibujos anatómicos.

El presente procedimiento fue aprobado por el Comité Ético de Experimentación Animal (CEEA) del Centro de Medicina Comparada y Bioimagen de Cataluña (CEEA-CMCiB). La Generalitat de Cataluña también autorizó el protocolo experimental (nº 11652), número de identificación de expediente FUE-2022-02381434 y DNI QBXQ3RY3J. Profesionales experimentados, incluidos veterinarios certificados que brindan supervisión y asistencia, realizaron toda la experimentación. Para el presente estudio se utilizaron lechones (Sus scrofa domestica), de 4 a 6 días de edad, con un peso de 2,5 a 3,5 kg. Se intentó equilibrar la distribución de género para evitar sesgos relacionados.
1. Sedación, intubación y acceso
<ol><li>Iniciar sedación y analgesia con ketamina intramuscular (20 mg/kg), dexmedetomidina (0,02 mg/kg) y midazolam (0,3 mg/kg). Una vez que el animal esté profundamente sedado (5 minutos después de la administración de la premedicación), oxigenar conO2 al 100% a través de una mascarilla de hocico (2 L/min). A continuación, inducir la anestesia con propofol intravenoso (0,5 mg/kg) (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Coloque el lechón en decúbito dorsal. Realizar la intubación orotraqueal utilizando un tubo endotraqueal con manguito de 2,5 mm (ver Tabla de Materiales), utilizando la visualización directa de la tráquea.<ol><li>Confirmar la colocación adecuada del tubo endotraqueal mediante auscultación directa de las bases pulmonares.</li>
	</ol></li>
	<li>Configure la ventilación mecánica para que proporcione una frecuencia respiratoria de 30 respiraciones por minuto, un volumen corriente de 8-12 mL/kg y una presión final de la espiración de 4 cmH2O.</li>
	<li>Controle continuamente la profundidad de la anestesia durante el protocolo a través de la frecuencia cardíaca (FC), la presión arterial (PA) y la saturación de oxígeno (spO2). Ajustar los parámetros ventilatorios y de sedación según sea necesario. NOTA: Los valores ideales para los signos vitales son una HR de 130-160 lpm, una PA de 75-95/60-70 y una spO2 > 85.</li>
	<li>Mantener la sedación con sevoflurano al 1,5% y fentanilo (25-200 μg/kg/min) (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Utilice la visualización directa para colocar catéteres en la arteria femoral (3 Fr) y en la vena (4 Fr) (consulte la tabla de materiales). NOTA: Estos catéteres se utilizarán para la administración de medicamentos y la adquisición de muestras. Como tal, es importante mantener el acceso.</li>
</ol>2. Configuración y cebado del circuito CPB
<ol><li>Personalice y configure el circuito CPB siguiendo los pasos a continuación (Figura 3):<ol><li>Acorte el tubo tanto como sea posible, dejando suficiente distancia para llegar al animal desde la máquina.</li>
		<li>Cree y conecte un puente de tubería que conecte el flujo de salida del oxigenador de membrana (consulte la Tabla de materiales) con el flujo de entrada a la bomba. NOTA: El puente es vital para permitir que la sangre continúe circulando a través de la máquina mientras se realizan las AC del animal.</li>
	</ol></li>
	<li>Una vez que todos los puntos de conexión estén sellados, cebe el circuito con 300 mL de una solución salina de heparina (1,000 UI de heparina mezclada en 1 L de solución salina) y 300 mL de sangre fresca de cerdo donante, seguidos de 3.5 mEq de bicarbonato de sodio, 350 UI de heparina y 450 mg de gluconato de calcio (ver Tabla de Materiales).<ol><li>"Barrer" el circuito haciendo pasar la mezcla de sangre, heparina-solución salina, bicarbonato de sodio y gluconato de calcio a través de todo el circuito durante 2 minutos a una velocidad de 0,3 L/min.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Cirugía e iniciación a la CEC
NOTA: La Figura 1 complementaria muestra los materiales quirúrgicos necesarios para la colocación de cánulas.
<ol><li>Exponga la vena yugular interna izquierda y la arteria carótida derecha para prepararse para la canulación (Figura 4).</li>
	<li>Para la canulación, utilice la técnica de Seldinger o "over-the-wire"21.<ol><li>Primero, inserte un catéter de aguja en la vena yugular interna izquierda. Una vez que se visualice un destello de sangre, inserte con cuidado un alambre guía en el vaso y retire la aguja, asegurándose de que el alambre permanezca en su lugar.</li>
		<li>Pase un dilatador sobre el alambre y dentro del vaso, luego retire el dilatador.</li>
		<li>Con el alambre aún en su lugar, enrosque una cánula venosa de 8 Fr y avancela lentamente ~ 4 cm en el vaso. Retire con cuidado el alambre, asegurándose de que la cánula permanezca en su lugar.</li>
		<li>Repita la técnica de alambre de Seldinger con dilatación para colocar una cánula arterial pediátrica de 6 Fr (ver Tabla de materiales) en la arteria carótida derecha.</li>
		<li>En el momento de la canulación arterial, administrar un bolo de heparina intravenosa (50 UI/kg) a través de la cánula arterial recién colocada.</li>
	</ol></li>
	<li>Una vez logrado el acceso, fije firmemente ambas cánulas al animal utilizando suturas y cinta adhesiva 3-0 poly absorbibles para evitar que se retiren inadvertidamente (Figura 5).</li>
	<li>Conecte las cánulas al circuito CPB, asegurándose de que se agregue solución salina con heparina a los puntos de conexión para evitar que entre aire en el circuito.</li>
	<li>Ajuste el caudal inicial a 80-85 mL/kg/min y auméntelo lentamente hasta un caudal final de 150 mL/kg/min. NOTA: El animal puede permanecer en el CPB durante el tiempo que requieran los experimentos. En la Figura complementaria 2 se muestra un esquema de los pasos 1 a 3.</li>
</ol>4. Paro circulatorio y cardíaco (AC)
<ol><li>Para inducir la AC, administre 9 mEq de KCl. Utilice los signos vitales para evaluar el paro completo y confirme con ecocardiografía. Administre KCl adicional según sea necesario.</li>
	<li>Una vez que el corazón se detiene, aísle al animal del circuito para inducir un paro circulatorio.</li>
	<li>Mantenga el flujo del circuito CPB utilizando el puente descrito anteriormente (paso 3.5) circulando a 1,500 rpm.</li>
</ol>5. Reanimación cardiopulmonar extracorpórea (eCPR)
<ol><li>Una vez que se haya alcanzado la condición de CA adecuada (0 min, 30 min o 60 min), comience la reanimación con eCPR.</li>
	<li>Vuelva a conectar el lechón al circuito CPB.</li>
	<li>Administrar 3 mL de gluconato de calcio (2,25 mmol/10 mL, diluido 1:2) y 6 mL de bicarbonato de sodio (1 M, diluido 1:2) a través del acceso arterial periférico, añadiendo las dosis necesarias. NOTA: Se puede utilizar cardioversión o fármacos inotrópicos (adrenalina o dopamina) si es necesario.</li>
</ol>6. Cuidados postoperatorios
<ol><li>Una vez resucitado, controle los signos vitales durante 15 minutos para garantizar la estabilidad. NOTA: Los parámetros ideales en el período de la unidad de cuidados intensivos son: FC de 100-150 lpm, PA de 75-95/60-70 y spO2 > 85.</li>
	<li>Traslado de los animales para la resonancia magnética (RMN). NOTA: Después de las imágenes, los animales nunca se recuperaron y fueron sacrificados bajo anestesia mediante la administración intravenosa de pentobarbital sódico para obtener muestras de cerebro para el análisis histológico. En la Figura complementaria 3 se puede ver una línea de tiempo de la parte experimental del procedimiento, incluida la estrategia de recolección de muestras.</li>
</ol>

Reanimación cardiopulmonar extracorpórea en modelo animal tras un paro cardiaco

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La derivación cardiopulmonar se usa comúnmente durante la cirugía cardíaca para adultos, niños y recién nacidos. Se basa en un circuito extracorpóreo motorizado y un oxigenador de membrana que trabajan juntos para oxigenar la sangre y proporcionar estabilización pulmonar y cardíaca. Estudios previos han demostrado que la CEC puede afectar negativamente a muchos sistemas de órganos (renal, cerebral, pulmonar, cardíaco, gastrointestinal) tanto en pacientes enfermos como anteriormente sanos 22,23,24....

La cardiopatía congénita (EC) es la malformación congénita más prevalente, con alrededor de un millón de nacimientos afectados en todo el mundo cada año1. A pesar de que los avances modernos en la cirugía cardiotorácica (STC) y el tratamiento de cuidados intensivos han mejorado las tasas de mortalidad, las comorbilidades siguen siendo extremadamente comunes 2,3,4,5. Las anomalías del desarrollo neurológico, incluidas las deficiencias cognitivas y motoras, así como los problemas de aprendizaje, se describen en alrededor del 25%-50% de estos pacientes6,7,8. Se ha demostrado que la cirugía durante los primeros días de vida, especialmente aquellos que requieren parada circulatoria y cardíaca (AC), aumenta la morbilidad9. Las alteraciones hemodinámicas durante la cirugía pueden tener un efecto importante en el vulnerable cerebro del recién nacido en desarrollo. Los modelos experimentales son esenciales para comprender mejor el origen de estas anomalías e investigar estrategias neuroprotectoras para mejorar el pronóstico de estos pacientes.
El uso de modelos animales para el estudio de esta población ha sido ampliamente documentado 5,10,11,12,13,14. En particular, los lechones ofrecen una excelente opción, dadas las aproximaciones cercanas en anatomía cardíaca (Figura 1), genoma y fisiología, así como su tamaño relativamente mayor en comparación con otros modelos animales15 (Figura 2). El uso de modelos de lechones para estudiar los efectos tanto de la derivación cardiopulmonar (CEC) como de la AC ha sido descrito previamente. Estos modelos animales experimentales son útiles para estudiar los cambios hemodinámicos y las complicaciones asociadas a los órganos terminales 14,16,17,18,19,20. Estos modelos se desarrollaron para permitir a los investigadores estudiar las condiciones humanas en un entorno controlado, con flexibilidad para una variedad de condiciones experimentales. La mayoría de los estudios informan sobre el uso de la canulación central, una técnica que exige habilidades quirúrgicas avanzadas, requiere una mayor utilización de recursos y dificulta la supervivencia a largo plazo. Aunque estudios previos han documentado el uso de lechones en el estudio de la CPB12,15, pocos han propuesto la técnica de canulación periférica.
Esta nueva técnica de canulación periférica es más fácil, menos agresiva y más factible en comparación con otros estudios publicados19. Además, la validación de esta técnica en recién nacidos y pequeños animales es novedosa y debe ser considerada para su uso por todos los investigadores interesados en utilizar un modelo animal para estudiar la cardiopatía coronaria y sus comorbilidades asociadas. Es particularmente apropiado para personas con acceso a un laboratorio equipado con suministros, recursos y personal con experiencia en la realización de experimentos con modelos animales.
En resumen, el objetivo principal de este estudio es describir y validar un modelo de lechón neonatal de BCC con CA. El protocolo tiene como objetivo estudiar el daño cerebral severo y otras posibles complicaciones de la cirugía de CEC en un entorno controlado con diversas condiciones experimentales. Este método proporciona un modelo generalizable, fiable y de alta calidad, que puede utilizarse para una amplia variedad de protocolos experimentales.

<table><tbody><tr><td>1,5% sevofluorano</td><td>Zoetis</td><td>20070289</td><td></td></tr><tr><td>tubo endotraqueal de 2,5 mm</td><td>Henry Schein</td><td>988-1782</td><td></td></tr><tr><td>Catéter de 3 Fr para acceso arterial periférico</td><td>Prodimed</td><td>3872.1</td><td></td></tr><tr><td>Catéter de 4 Fr para acceso venoso periférico</td><td>Prodimed</td><td>3872.13</td><td></td></tr><tr><td>6 Cánula arterial pediátrica francesa ECMO&nbsp;</td><td>Medtronic&nbsp;</td><td>77206</td><td></td></tr><tr><td>8 Cánula venosa pediátrica ECMO francesa&nbsp;</td><td>Medtronic&nbsp;</td><td>68112</td><td></td></tr><tr><td>Adrenaline</td><td>B Braun</td><td>469801-1119</td><td></td></tr><tr><td>Pinza Adson</td><td>Instrumentos Allgaier</td><td>08-030-130</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida por</td></tr><tr><td>brazalete BP&nbsp;</td><td>Mindray</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina (0,01 mg/kg)</td><td>Richter Pharma</td><td>#9004114000537</td><td></td></tr><tr><td>Gluconato de calcio (2,25 mmol/10 mL)</td><td>B Braun</td><td>570-12606194-1119</td><td></td></tr><tr><td>Dexmedetomidina (0,5-2,0 y micro; g/kg/min)</td><td>Orion farma</td><td>GTN 064321000017253</td><td></td></tr><tr><td>Dolethol</td><td>vetoquinol</td><td>#3605870004904</td><td></td></tr><tr><td>Dopamina</td><td>hikma</td><td>A044098010</td><td></td></tr><tr><td>Fentanilo (25-200 &micro; g/kg/min)</td><td>Kern Pharma</td><td>756650.2H</td><td></td></tr><tr><td>Sangre fresca de cerdo de donante Tipo O Cualquiera</td><td>&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Intercambiador de calor</td><td>Maquet Gmbh & Co</td><td>MCP70107.2130</td><td></td></tr><tr><td>Heparina (1350 UI)</td><td>ROVI</td><td>641641.1</td><td></td></tr><tr><td>Retractor Irwin</td><td>Aesculap</td><td>BV104R</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida</td></tr><tr><td>Ketamina (20 mg/kg)</td><td>Richter Pharma</td><td>#9004114000452</td><td></td></tr><tr><td>Lubricante</td><td>Cualquier lubricante</td><td></td><td></td>orotraqueal</tr><tr><td>Midazolam (0,3 mg/kg)</td><td>Serra Pamies</td><td>619627.4</td><td></td></tr><tr><td>Pinza antimosquitos</td><td>Aesculap</td><td>BH109R</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida</td></tr><tr><td>Pinza de aguja</td><td>Aesculap</td><td>BM016R</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida</td></tr><tr><td>Normal&nbsp; solución salina (0,9%)</td><td>B Braun Fisiovet</td><td>5/469827/0610</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida</td></tr><tr><td>Abrazaderas de plástico para tubos</td><td>Achim Schulz-Lauterbach</td><td>DBGM</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida</td></tr><tr><td>Cloruro de potasio (9 mEq)</td><td>B Braun</td><td>3545156</td><td></td></tr><tr><td>Propofol (0,5 mg/kg)</td><td>Zoetis</td><td>579742.7</td><td></td></tr><tr><td>Quadrox Membrane Oxygenator&nbsp;</td><td>Maquet Gmbh & Co</td><td>BE-HMOSD 300000</td><td></td></tr><tr><td>Termómetro rectal</td><td>Cualquier</td><td></td><td></td></tr><tr><td>consola RotaFlow Sistema ECMO&nbsp;</td><td>Maquet Gmbh & Co</td><td>MCP00703177</td><td>Sistema ECMO Neonatal</td></tr><tr><td>Bisturí</td><td>Aesculap</td><td>BB074R</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida</td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio (1 M)</td><td>Fresenius Kabi</td><td>634477.4 OH</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>Talmed Inox</td><td>112</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida Sutura</td></tr><tr><td>(3/0 poli absorbible)</td><td>B Braun Novosyn (R)</td><td>0068030N1</td><td>Cualquier marca puede ser sustituida</td></tr></tbody></table>

modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

La cardiopatía congénita (EC) es la malformación congénita más prevalente, con alrededor de un millón de nacimientos afectados en todo el mundo cada año. La investigación exhaustiva de esta enfermedad requiere modelos animales apropiados y validados. Los lechones se utilizan comúnmente para la investigación traslacional debido a su anatomía y fisiología análogas. Este trabajo tuvo como objetivo describir y validar un modelo de lechón neonatal de bypass cardiopulmonar (CEC) con paro circulatorio y cardíaco (AC) como herramienta para el estudio del daño cerebral severo y otras complicaciones de la cirugía cardíaca. Además de incluir una lista de materiales, este trabajo proporciona una hoja de ruta para que otros investigadores planifiquen y ejecuten este protocolo. Después de que profesionales experimentados realizaran varios ensayos, los resultados representativos del modelo demostraron una tasa de éxito del 92%, con fracasos atribuidos al pequeño tamaño de los lechones y a la variación de la anatomía de los vasos. Además, el modelo permitió a los profesionales seleccionar entre una amplia variedad de condiciones experimentales, incluidos los tiempos variables en la AC, las alteraciones de la temperatura y las intervenciones farmacológicas. En resumen, este método utiliza materiales fácilmente disponibles en la mayoría de los entornos hospitalarios, es confiable y reproducible, y puede emplearse ampliamente para mejorar la investigación traslacional en niños sometidos a cirugía cardíaca.

Durante un período de 6 meses, un equipo interdisciplinario de médicos de cuidados intensivos pediátricos, cardiólogos pediátricos, veterinarios y técnicos realizaron el protocolo completo 12 veces (Figura complementaria 2 y figura complementaria 3).
La Figura 1 y la Figura 2 muestran la anatomía esperada de los animales utilizados en este protocolo. Los lechones incluidos tenían una media de 4,8 días...

Este protocolo describe un modelo porcino neonatal de bypass cardiopulmonar (CEC), con paro circulatorio y cardíaco como herramienta para el estudio del daño cerebral severo y otras complicaciones secundarias a la CEC.

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Las tasas de mortalidad de los niños con cardiopatías congénitas han mejorado significativamente en los últimos años debido a las mejoras en la cirugía cardíaca. Sin embargo, las comorbilidades siguen siendo extremadamente comunes, y ese es el objetivo de nuestro laboratorio. Nuestro objetivo es investigar estas comorbilidades, descubrir las causas subyacentes y desarrollar medidas preventivas.En este momento, estamos estudiando las anomalías neurológicas que se desarrollan después de una cirugía cardíaca. Este protocolo ofrece un modelo animal factible y reproducible de simulación de cirugía cardíaca pediátrica. Entonces, con eso, los investigadores pueden usarlo como base para probar muchas condiciones experimentales diferentes y una amplia variedad de otras hipótesis.La técnica de canulación periférica para el bypass cardiopulmonar porcino en nuestro modelo es práctica y rentable. Además, permite una forma más fiable de evaluar los resultados postoperatorios que la técnica tradicional de canulación central. La flexibilidad de nuestro modelo fomenta el trabajo futuro en estudios de cardiopatías congénitas y comorbilidades.Por ejemplo, nuestro laboratorio está planeando expandir este modelo para estudiar el monitoreo en tiempo real de parámetros cerebrales como el estado de oxigenación y el flujo sanguíneo cerebral.

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Investigación

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Medicine

Medicina

Un modelo de gran alcance para los cuidados perioperatorios y críticos relacionados con la insuficiencia renal aguda se presenta. Utilizando todo el cuerpo hipoperfusión inducida por paro cardíaco, es posible reproducir casi los cambios histológicos y funcionales de la clínica AKI.

Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

Este artículo describe un modelo de rata de fibrilación ventricular inducida eléctricamente y reanimación mediante compresión torácica, ventilación y administración de descargas eléctricas que simula un episodio de paro cardíaco repentino y reanimación cardiopulmonar convencional. El modelo permite recopilar información sobre la fisiopatología del paro cardíaco y explorar nuevas estrategias de reanimación.

Un modelo de rata de la fibrilación ventricular y Reanimación por Convencional cerrado pecho Técnica

Este artículo describe cómo realizar la derivación cardiopulmonar en ratones. Este nuevo modelo facilitará la investigación de los mecanismos moleculares implicados en el daño del órgano.

Puente cardiopulmonar en un modelo de ratón: un nuevo enfoque

Aquí, presentamos un protocolo para describir un modelo de recuperación simple puente cardiopulmonar sin transfusión o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de puente cardiopulmonar.

Un modelo de derivación cardiopulmonar de recuperación sin transfusión o agentes inotrópicos en ratas

Aquí, presentamos un protocolo para producir cardiomiopatía Taquicardia-inducida en los cerdos. Este modelo representa una manera potente para el estudio de la hemodinámica de la insuficiencia cardíaca crónica progresiva y los efectos del tratamiento aplicado.

Cardiomiopatía Taquicardia-inducida como un modelo de insuficiencia cardíaca crónica en porcino

Este protocolo muestra un enfoque simple y flexible para la evaluación de nuevos agentes acondicionadores o estrategias para aumentar la viabilidad de la donación cardíaca después de la muerte circulatoria.

Modelo preclínico de donación cardíaca después de la muerte circulatoria

La reanimación cardiopulmonar y la desfibrilación son las únicas opciones terapéuticas eficaces durante el paro cardíaco causado por la fibrilación ventricular. Este modelo presenta un régimen estandarizado para inducir, evaluar y tratar este estado fisiológico en un modelo porcino, proporcionando así un enfoque clínico con diversas oportunidades para la recopilación y análisis de datos.

Modelo estandarizado de fibrilación ventricular y soporte vital cardíaco avanzado en porcino

El protocolo describe un modelo de donación de animales grandes (porcinos) después de la muerte circulatoria, seguido de perfusión regional normotérmica toracoabdominal que simula de cerca el escenario clínico en el trasplante cardíaco y tiene el potencial de facilitar estudios y estrategias terapéuticas.

Modelo animal grande de donación después de la muerte circulatoria y perfusión regional norterámica para la evaluación cardíaca

Este modelo de lechón implica instrumentación quirúrgica, asfixia hasta el paro cardíaco, reanimación y observación posterior a la reanimación. El modelo permite múltiples muestreos por animal, y mediante el uso de presión arterial invasiva continua, ECG y monitoreo no invasivo del gasto cardíaco, proporciona conocimiento sobre hemodinámica y fisiopatología cardíaca en asfixia perinatal y reanimación cardiopulmonar neonatal.

Un modelo de asfixia perinatal de lechón para estudiar la lesión cardíaca y la hemodinámica después de un paro cardíaco, reanimación y el retorno de la circulación espontánea

Este protocolo demuestra el uso de un desfibrilador cardioversor implantable (DCI) para inducir de forma fiable arritmias ventriculares, realizar cardioversión interna y obtener registros de ECG intracardíacos en un modelo porcina.

Modelo de paro cardíaco porcino usando un desfibrilador implantable

Aprende a establecer un modelo porcino neonatal de circulación extracorpórea con parada cardíaca para estudiar daño cerebral postquirúrgico. Este protocolo permite evaluar complicaciones neurológicas en cirugía cardíaca pediátrica.

Modelo animal pediátrico de reanimación cardiopulmonar extracorpórea tras parada circulatoria prolongada

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