Name: Isquemia arterial visceral reversible controlada, congestión venosa y malperfusión combinada mediante laparotomía de línea media en ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-07-05T14:50:00.000+00:00
Duration: 4 min 57 s
Description: Aprende a inducir malperfusión visceral reversible en ratas mediante laparotomía de línea media con pinzas microvasculares. Este protocolo estandarizado permite estudiar estados de isquemia y reperfusión con control preciso.

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Todas las actividades con animales descritas aquí se llevaron a cabo en instalaciones acreditadas y aprobadas por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) del Consejo Regional de Baden-Württemberg en Karlsruhe, Alemania (35-9185.81/G-62/23). Los animales de experimentación se gestionaron de acuerdo con las normas institucionales, las leyes alemanas sobre el uso y el cuidado de los animales, las directivas del Consejo de la Comunidad Europea (2010/63/UE) y las directrices ARRIVE. Se utilizaron ratas macho Sprague Dawley con un peso de pedido de 400 gramos después de haber sido aclimatadas durante una semana. Los detalles de los reactivos y el equipo utilizado en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Anestesia y analgesia
<ol><li>Anestesiar a la rata con la medicación siguiendo los protocolos institucionales. Se recomienda isoflurano para la inducción de la sedación seguida de una inyección i.p. de 100 mg/kg de ketamina para el peso corporal y 4 mg/kg de xilacina para el peso corporal. Se puede lograr analgesia adicional con una inyección s.c. de 5 mg/kg de carprofeno de peso corporal. Para más detalles, véase Studier-Fischer et al.13.</li>
	<li>Aplique ungüento oftálmico en los ojos para prevenir la sequedad.</li>
	<li>Garantice la profundidad analgésica adecuada mediante la prueba de pinzamiento del dedo del pie con pinzas quirúrgicas.</li>
	<li>Vuelva a evaluar y ajuste regularmente la profundidad de la anestesia durante la cirugía.</li>
</ol>2. Preparación del procedimiento
<ol><li>Prepare la mesa de fregado con todos los materiales e instrumentos necesarios, incluidas las pinzas microvasculares desmontables y el aplicador (Figura 2A-C), la pinza roma, la tijera de preparación fina y las pinzas.<ol><li>Prepare los ganchos de preparación quirúrgica doblando las cánulas en un ángulo de 135° a 1 cm con respecto a la punta y conéctelas a tubos de perfusión de plástico mediante Luer-lock, listos para aplicar tensión con una pinza quirúrgica para mosquitos (Figura 2D, E).</li>
	</ol></li>
	<li>Prepare un aparato quirúrgico de exposición a roedores, que incluya varillas de fijación en forma de Y y una almohadilla térmica, como se especifica en Studier-Fischer et al.13.</li>
	<li>Asegúrese de que la oxigenación adecuada se logre a través de la inhalación de oxígeno al 100% con una mascarilla neonatal (Figura 2F).</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig02.jpg"> Figura 2: Montaje experimental y animal. (A) Instrumentos quirúrgicos y materiales necesarios. (B,C) Pinza microvascular y aplicador desmontables. (D,E) Una cánula plegada conectada a un tubo de perfusión se utiliza como gancho de preparación quirúrgica. (F,G) Modelo de rata oxigenada con mascarilla y afeitada. (H) Incisión cutánea en toda la longitud abdominal. (I-M) resección del xifoides y la hemostasia. (N-Q) Movilización hepática y disección del ligamento falciforme (flecha 1). (R) Aplicación de ganchos de preparación y soportes metálicos para la exposición de los órganos después de la laparotomía. (S) Exposición visceral completa de los vasos principales abdominales con ganchos romos (flecha 2), asas de vasos de silicona (flecha 3) y compresas quirúrgicas (flecha 4). (T,U) Aorta abdominal y vena cava. (V) Instrumentos de preparación atraumática. (W) Intercambio de algodón humidificado (flecha 5). (X) Compresa humidificada en pinzas (flecha 6) y pinzas romas (flecha 7). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
3. Preparación quirúrgica
<ol><li>Rasurar el sitio de acceso quirúrgico para una laparotomía de línea media (Figura 2G). Realizar una incisión cutánea sobre la longitud abdominal deseada, es decir, unos 7 cm (Figura 2H), avanzar con la laparotomía diseccionando la fascia y coser los ganchos de preparación quirúrgica con tubos de plástico adjuntos y pinzas quirúrgicas para mosquitos a través de la piel. Exponga el situs quirúrgico utilizando los ganchos de preparación quirúrgica, aplicando tensión al tejido.</li>
	<li>Asegúrese de que el peritoneo se disece cranealmente solo hasta unos pocos milímetros por debajo del comienzo del esternón, dejando parte del peritoneo intacto. Coloque una parte de una compresa quirúrgica debajo del esternón (Figura 2I) y reseque el xifoides con unas tijeras de material fuerte. Aplique presión en el área de resección con la compresa quirúrgica para lograr una hemostasia suficiente de esta región bien perfundida (Figura 2I-M).</li>
	<li>Movilizar el hígado dorso-caudalmente para exponer el ligamento falciforme (Figura 2N) y diseccionar el ligamento (Figura 2O-Q).</li>
	<li>Para el control hemostático, dependiendo de dónde se deba realizar el pinzamiento de los vasos principales, se debe realizar una exposición visceral completa de los vasos principales abdominales (Figura 2R) y de los vasos colgados con asas de vasos de silicona (Figura 2S-U). Solo se deben utilizar instrumentos de preparación atraumática (Figura 2V), como permutas de algodón humidificadas (Figura 2W), compresas humidificadas en pinzas y pinzas romas (Figura 2X).</li>
</ol>4. Preparación y pinzamiento de la aorta abdominal para la isquemia arterial
<ol><li>Realizar una medialización izquierda de los órganos abdominales superiores utilizando instrumentos de preparación atraumática para acceder a la arteria suprarrenal izquierda (Figura 3A-D).</li>
	<li>Identificar el sitio pulsátil típicamente medial a la extensión craneal de la arteria suprarrenal izquierda, indicando el curso de la aorta (Figura 3E). Avance a través del tejido blando utilizando pinzas sobredimensionadas para la disección roma con el fin de acceder a la aorta abdominal (Figura 3F, G).</li>
	<li>Tunelice la aorta abdominal en el extremo más craneal con pinzas romas (Figura 3H-L) y cabestree la aorta con un asa de vasos de silicona (Figura 3M-T).</li>
	<li>Aplique una pinza microvascular de aneurisma adecuada utilizando el asa de silicona para luxar ligeramente la aorta ventralmente y guíe la pinza microvascular del aneurisma a lo largo del asa de silicona para garantizar un pinzamiento aórtico aislado (Figura 3U). Dependiendo de la pregunta de investigación, la pinza microvascular puede volver a liberarse.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig03.jpg"> Figura 3: Preparación y pinzamiento de la aorta abdominal. (A) Exposición de los órganos viscerales. (B-E) Medialización izquierda de los órganos abdominales superiores utilizando instrumentos de preparación atraumática para acceder a la arteria suprarrenal izquierda. (F,G) Disección roma medial de la arteria suprarrenal izquierda en el sitio pulsátil (flecha gris) para acceder a la aorta abdominal. (H-L) Tunelización de la aorta abdominal con pinzas romas. (De lunes a viernes) Colgar la aorta con un asa de silicona. (U) Aplicación de una pinza microvascular de aneurisma liberable utilizando el asa de silicona como guía. (V-Z) Visualización de la arteria celíaca (naranja) en referencia a la aorta (rojo) y el asa del vaso de silicona. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
5. Preparación y pinzamiento de la vena cava abdominal suprahepática para la congestión venosa
<ol><li>Movilizar el hígado hacia la derecha utilizando instrumentos de preparación atraumática, diseccionar bruscamente los ligamentos hepáticos y lateralizar aún más el hígado (Figura 4A-C).</li>
	<li>Abra el espacio retrohepático en el crus izquierdo del diafragma usando pinzas romas (Figura 4D-G).</li>
	<li>Tunelice la vena cava con pinzas romas (Figura 4H-K) y eslinge la vena cava con asas de silicona para vasos (Figura 4L-O).</li>
	<li>Aplique una pinza microvascular de aneurisma adecuada utilizando el asa de silicona para luxar ligeramente la vena cava ventralmente y guíe la pinza microvascular del aneurisma a lo largo del asa de silicona para garantizar un pinzamiento aislado de la vena cava (Figura 4R).</li>
</ol><img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig04.jpg"> Figura 4: Preparación y pinzamiento de la vena cava abdominal suprahepática. (A) Exposición de órganos viscerales craneales. (B) Movilización tisular protectora del hígado y disección aguda de los ligamentos hepáticos utilizando instrumentos de preparación atraumática. (C) Lateralización del hígado. (D-G) La apertura del espacio retrohepático y la preparación en el crus izquierdo del diafragma. (H-K) Tunelización de la vena cava (azul) mediante abrazaderas romas overholt. (De izquierda a derecha) Eslingado de la vena cava con asas de silicona para los vasos. (P,Q) Ejercicio de tensión para restringir tentativamente el flujo sanguíneo caval. (R) Aplicación de una pinza microvascular de aneurisma liberable utilizando el asa de silicona como guía. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
6. Pinzamiento de la aorta abdominal y de la vena cava abdominal suprahepática para malperfusión combinada
<ol><li>Realice los pasos anteriores hasta que tanto la aorta como la vena cava estén colgadas con asas de silicona para los vasos. Avance con la aplicación de la pinza microvascular del aneurisma para ambos vasos nuevamente utilizando el asa de silicona como guía. Se recomienda pinzar primero la aorta y minimizar el tiempo necesario hasta el pinzamiento cavo posterior a solo unos segundos. NOTA: Dependiendo del escenario deseado y del propósito de la investigación, la malperfusión puede continuarse o liberarse después de un período de tiempo definido, y los animales pueden ser sacrificados mediante cardiectomía aguda (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente) para aplicaciones que no sean de supervivencia, o recibir un cierre abdominal escalonado utilizando suturas quirúrgicas en caso de seguimientos planificados y experimentos de supervivencia. Para el presente estudio, los animales fueron sacrificados.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Modelo de rata para estudios de malperfusión de órganos viscerales

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<li>Cruz, R. J., Garrido, A. G., Ribeiro, C. M., Harada, T., Rocha-E-Silva, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+blood+flow+distribution+and+oxygen+metabolism+during+mesenteric+ischemia+and+congestion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Regional blood flow distribution and oxygen metabolism during mesenteric ischemia and congestion.</a> J Surg Res. 161 (1), 54-61 (2010).</li>
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<li>Orihashi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenteric+ischemia+in+acute+aortic+dissection%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Today%22%5BJournal%5D)">Mesenteric ischemia in acute aortic dissection.</a> Surg Today. 46 (5), 509-516 (2016).</li>
<li>Byard, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+mesenteric+ischemia+and+unexpected+death%5BTitle%5D)+AND+%22J+Forensic+Leg+Med%22%5BJournal%5D)">Acute mesenteric ischemia and unexpected death.</a> J Forensic Leg Med. 19 (4), 185-190 (2012).</li>
<li>Łagosz, P., Sokolski, M., Biegus, J., Tycinska, A., Zymlinski, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+intra-abdominal+pressure%3A+A+review+of+current+knowledge%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Clin+Cases%22%5BJournal%5D)">Elevated intra-abdominal pressure: A review of current knowledge.</a> World J Clin Cases. 10 (10), 3005-3013 (2022).</li>
</ol>

Si bien las implicaciones de la privación de perfusión tisular en forma de condiciones de malperfusión tisular local o sistémica han sido reconocidas desde hace mucho tiempo, persisten como una de las principales causas de morbilidad y mortalidad tanto en los Estados Unidos como en Europa1. Estas condiciones de malperfusión son la tercera causa de degradación de tejidos, después de la neoplasia maligna y la inflamación séptica, pero tienen un espectro de orígenes mucho más amplio en comparación con las dos últimas2.
Este espectro abarca desde mecanismos locales como la fibrilación auricular con oclusión tromboembólica, vasoconstricción y disección iatrogénica o traumática, hasta mecanismos sistémicos como la insuficiencia cardíaca o shock, sepsis, hipovolemia y fenómenos de robo. Estos diversos mecanismos subyacen a una variedad de condiciones médicas y quirúrgicas. La importante morbilidad y mortalidad asociadas con estas condiciones ha dirigido la atención médica hacia los procedimientos para restablecer el flujo sanguíneo a los tejidos malfundidos con el fin de prevenir la necrosis y restaurar la función de los órganos a lo largo de las décadas3.
Este esfuerzo de investigación ha dado como resultado una variedad de soluciones farmacéuticas, médicas y quirúrgicas para restaurar la perfusión fisiológica de órganos, incluidos los avances en la cirugía de derivación4, los procedimientos endovasculares5, la oxigenación por membrana extracorpórea 6,7, la perfusión de la máquina de órganos durante el trasplante8 y los sustitutos artificiales de la sangre9.
Sin embargo, a pesar de estos avances significativos, la malperfusión, especialmente de los órganos viscerales, sigue siendo un problema apremiante en la atención al paciente, y la demanda de más investigación sobre procesos biomédicos y estrategias de rescate es alta. Los modelos biológicos válidos son de suma importancia para permitir este tipo de investigación. Debido a los aspectos multifactoriales de la investigación de la perfusión tisular, que incluyen no solo la biología celular sino también la microanatomía vascular y la reología, un modelo apropiado requiere un grado de complejidad biológica que solo un organismo modelo completo puede proporcionar, lo que hace que los roedores sean el modelo obvio de elección.
La malperfusión tisular se puede diferenciar en tres condiciones distintas: isquemia arterial aislada, congestión venosa aislada y malperfusión combinada10. Los escenarios clínicamente relevantes para estas afecciones incluyen (1) isquemia arterial: fibrilación auricular con oclusión tromboembólica, émbolos sépticos, vasoconstricción, disección o pinzamiento vascular iatrogénico o traumático, insuficiencia cardíaca o shock, disección aórtica, sepsis e hipovolemia, obstrucción arterial extrema debido a constricción externa, embolia de la arteria pulmonar, enfermedades oclusivas vasculares arteriales crónicas o fenómenos de robo; (2) Congestión venosa: disección o pinzamiento vascular iatrogénico o traumático, insuficiencia cardíaca, fibrosis hepática o cirrosis, obstrucción venosa por constricción externa, trombosis venosa, insuficiencia venosa y síndrome de Budd-Chiari; (3) Malperfusión combinada: Combinaciones de las condiciones anteriores y etapas avanzadas de las condiciones antes mencionadas, como la congestión venosa secundaria debido a la fibrosis inducida por isquemia o la isquemia arterial secundaria debido a la retención inducida por la congestión, así como condiciones orgánicas específicas como la inflamación isquémica (por ejemplo, colitis isquémica)11,12.
Por lo tanto, este artículo tiene como objetivo proporcionar un modelo paso a paso para inducir isquemia arterial visceral controlada y reversible, congestión venosa y malperfusión combinada a través de laparotomía de línea media en ratas para aplicaciones de supervivencia y no supervivencia, como se muestra en la Figura 1. El modelo experimental ofrece un entorno controlado para estudiar la dinámica multifacética de la isquemia arterial, la congestión venosa y sus secuelas combinadas, emulando escenarios clínicamente relevantes encontrados en diversas afecciones.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig01.jpg"> Figura 1: Descripción general del protocolo. Representación esquemática de la anatomía vascular de la rata y representación del sitio de sujeción (flecha gris). A) Perfusión fisiológica. (B) Isquemia arterial. (C) congestión venosa. D) Malperfusión combinada. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table><tbody><tr><td>Pinza de preparación atraumática</td><td>Aesculap</td><td>FB395R</td><td>DE BAKEY ATRAUMATA pinza atraumática, recta</td></tr><tr><td>Pinza roma</td><td>Aesculap</td><td>BJ012R</td><td>BABY-MIXTER pinza de preparación y ligadura, doblada, 180 mm</td></tr><tr><td>Cánula</td><td>BD (Beckton, Dickinson)</td><td>301300</td><td>BD Microlance 3 cánula 20 G</td></tr><tr><td>Varillas de fijación</td><td>legefirm</td><td>500343896</td><td>diapasones utilizados como varillas de fijación metálicas en forma de Y</td></tr><tr><td>Almohadilla térmica</td><td>Royal Gardineer</td><td>IP67</td><td>Royal Gardineer Almohadilla térmica tamaño S, 20 vatios</td></tr><tr><td>Tubo perfusor de plástico</td><td>M. Schilling GmbH</td><td>Tubo</td> de <td>conexión S702NC150 COEX 150 cm</td></tr><tr><td>Brida de silicona para recipiente</td><td>SERAG WIESSNER</td><td>SL26</td><td>Corbata de silicona para recipiente 2,5 mm</td></tr><tr><td>rojo Spraque Dawley rat</td><td>Janvier</td><td>Labs RN-SD-M</td><td>Spraque Dawley rat</td></tr><tr><td>Placa de acero</td><td>Maschinenbau Feld GmbH</td><td>C010206</td><td>Chapa galvanizada, 40 x 50 cm, espesor 4,0 mm</td></tr><tr><td>Clip Yasargil</td><td>Aesculap</td><td>FE795K</td><td>Sistema de clips para aneurismas YASARGIL Phynox Clip temporal (estándar) Aplicador</td></tr> de <tr><td>clips Yasargil</td><td>Aesculap</td><td>FE558K</td><td>YASARGIL Aplicador de clips para aneurismas Phynox (estándar)</td></tr></tbody></table>

isquemia arterial visceral reversible controlada, congestión venosa y malperfusión combinada mediante laparotomía de línea media en ratas

Controlled Reversible Visceral Arterial Ischemia, Venous Congestion and Combined Malperfusion via Midline Laparotomy in Rats

Este protocolo se realizó en 10 ratas macho (peso medio 403 g ± 26 g) en un entorno de no supervivencia. La tasa de éxito se definió por la supervivencia a más de 20 min después del pinzamiento arterial, el pinzamiento venoso y el pinzamiento combinado durante 5 min con 10 min de reperfusión, cada uno de los cuales fue del 100%. La duración media de la preparación desde la incisión cutánea hasta la colocación de ambos vasos con asas de silicona fue de 11 min 45 s ± 3 min 23 s.
Para la validación de los 4 estados diferentes de malperfusión, se midieron los parámetros índice de oxigenación (StO2) y perfusión (NIR) mediante imágenes hiperespectrales (HSI) en 5 órganos viscerales (Figura 5).
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67171/67171fig05.jpg"> Figura 5: Validación del modelo de malperfusión. (A,B) Cuantificación de los valores de oxigenación y perfusión de HSI en cuatro estados de perfusión diferentes y cinco órganos viscerales diferentes con n = 10 animales. (C-F) Imágenes de índice RGB y codificadas por colores de grabaciones HSI que contienen órganos viscerales en 4 estados de perfusión diferentes. Las barras de error indican la desviación estándar. La barra de escala representa 5 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67171/67171fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
Los valores se proporcionaron en unidades arbitrarias y mostraron una disminución significativa en los estados de malperfusión en comparación con el estado fisiológico de los órganos (Tabla 1). Los resultados hiperespectrales estuvieron en línea con publicaciones recientes que indican que la viabilidad y perfusión del tejido pueden evaluarse utilizando valores de corte HSI StO2 específicos de órgano que coinciden con los valores observados en este estudio14,15. Ejemplarmente para el estómago, fueron el 64,1% (±9,4%) para la perfusión fisiológica, el 43,1% (±7,4%) para la isquemia arterial, el 40,5% (±5,4%) para la congestión venosa y el 39,3% (±4,5%) para la malperfusión combinada.
Dado que estos fueron experimentos sin supervivencia, no hay datos experimentales sobre los resultados a largo plazo de los animales. Sin embargo, otros estudios informan de una supervivencia del 100% y del 57% durante 24 h en ratas que se sometieron a 30 min y 60 min de pinzamiento de la arteria mesentérica superior16,17 y lo correlacionan con éxito con los niveles séricos de proteína de choque térmico 70. En consecuencia, este podría ser un posible método para evaluar los resultados en futuros estudios de supervivencia según los diferentes tiempos de pinzamiento.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>parámetro</td>
			<td>órgano</td>
			<td>referencia</td>
			<td>isquemia arterial</td>
			<td>Congestión venosa</td>
			<td>Malperfusión combinada</td>
		</tr><tr><td rowspan="5">StO2</td>
			<td>estómago</td>
			<td>64,1% (±9,4%)</td>
			<td>43,1% (±7,4%)</td>
			<td>40,5% (±5,4%)</td>
			<td>39,3% (±4,5%)</td>
		</tr><tr><td>intestino delgado</td>
			<td>78,4% (±5,1%)</td>
			<td>44,8% (±5,5%)</td>
			<td>38,0% (±7,9%)</td>
			<td>41,9% (±6,9%)</td>
		</tr><tr><td>colon</td>
			<td>74,6% (±5,0%)</td>
			<td>56,0% (±6,3%)</td>
			<td>51,3% (±4,1%)</td>
			<td>51,8% (±2,9%)</td>
		</tr><tr><td>hígado</td>
			<td>39,5% (±9,7%)</td>
			<td>16,9% (±2,6%)</td>
			<td>9,5% (±0,8%)</td>
			<td>9,3% (±1,1%)</td>
		</tr><tr><td>riñón</td>
			<td>71,0% (±3,8%)</td>
			<td>26,3% (±3,0%)</td>
			<td>18,6% (±2,5%)</td>
			<td>21,2% (±2,6%)</td>
		</tr><tr><td rowspan="5">NIR</td>
			<td>estómago</td>
			<td>20,0% (±9,3%)</td>
			<td>8,3% (±6,7%)</td>
			<td>6,8% (±5,1%)</td>
			<td>7,5% (±8,1%)</td>
		</tr><tr><td>intestino delgado</td>
			<td>38,6% (±17,4%)</td>
			<td>12,9% (±11,0%)</td>
			<td>6,3% (±6,5%)</td>
			<td>5,7% (±5,9%)</td>
		</tr><tr><td>colon</td>
			<td>12,6% (±13,7%)</td>
			<td>5,3% (±8,7%)</td>
			<td>3,8% (±7,5%)</td>
			<td>2,6% (±4,7%)</td>
		</tr><tr><td>hígado</td>
			<td>40,4% (±13,1%)</td>
			<td>0,3% (±0,7%)</td>
			<td>0,0% (±0,1%)</td>
			<td>0.0% (±0.0%)</td>
		</tr><tr><td>riñón</td>
			<td>10,4% (±5,2%)</td>
			<td>0.0% (±0.0%)</td>
			<td>0,0% (±0,1%)</td>
			<td>0.0% (±0.0%)</td>
		</tr></tbody></table>Tabla 1: Parámetros tisulares. Valores de oxigenación y perfusión NIR de HIS StO2 en unidades arbitrarias en 5 órganos viscerales y 4 estados de perfusión diferentes.

Isquemia arterial visceral reversible controlada, congestión venosa y malperfusión combinada mediante laparotomía de línea media en ratas

Besides sepsis and malignancy, malperfusion is the third leading cause of tissue degradation and a major pathomechanism for various medical and surgical ...

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Isquemia arterial visceral reversible controlada, congestión venosa y malperfusión combinada mediante laparotomía de línea media en ratas (Video) | JoVE Journal

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