Name: Activación optogenética de neuronas autonómicas cardíacas intrínsecas en corazones de ratón perfundidos extirpados (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-03-28T12:55:00.000+00:00
Duration: 8 min 29 s
Description: Aprende a activar neuronas cardíacas autónomas intrínsecas mediante optogenética en corazones de ratón perfundidos ex vivo. Este método permite estudiar la interacción entre actividad colinérgica y catecolaminérgica con precisión.

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Todos los protocolos para animales fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad George Washington y siguieron la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio del Instituto Nacional de Salud.
1. Construcción de fuente de luz Micro-LED
<ol>
	<li>Bajo un microscopio de disección en un área bien ventilada, suelde los extremos pelados de dos cables de cobre aislados, de al menos 20 cm de longitud, a los puntos de contacto de un micro-LED de 465 nm (Figura 1). Pruebe la soldadura conectando el LED a una fuente de alimentación y encendiéndolo.</li>
	<li>Corta 1 cm la parte inferior de una punta de pipeta filtrada de 200 μL. Empuje el filtro hacia afuera con una varilla de diámetro pequeño. Inserte el micro-LED con cables en la punta de la pipeta para que el LED quede al ras con el extremo de la punta. Vuelva a colocar el filtro en la parte superior de la punta de la pipeta para mantener el LED y los cables en su lugar y, a continuación, pegue los bordes del LED a la punta de la pipeta. Deja que el superpegamento se seque.</li>
	<li>Prepare el elastómero de silicona combinando la base y el agente de curado en una proporción de 10:1 y mezcle bien. Elimine las burbujas de la mezcla utilizando una cámara de vacío o centrifugando.</li>
	<li>Tome un tubo de centrífuga de 0,5 ml y marque los lados para facilitar la extracción del LED (también se puede agregar lubricante al interior del tubo aquí si lo desea). Pega con cinta adhesiva la parte exterior del tubo para asegurarte de que no haya fugas. Vierta aproximadamente 0,2 ml de la mezcla de elastómero de silicona en el tubo y, a continuación, coloque la punta de la pipeta micro-LED en el tubo, dejando al menos 1 mm de espacio entre el LED y la parte inferior del tubo. Si se han formado burbujas, golpee el tubo de la centrífuga sobre una superficie dura para desalojarlas. NOTA: La punta de la pipeta se puede recubrir preferentemente con elastómero de silicona para reducir la formación de burbujas al colocar el LED.</li>
	<li>Coloque el tubo de centrífuga micro-LED en posición vertical en un horno de laboratorio o incubadora a 50 °C y déjelo actuar durante al menos 8 h o toda la noche. Use guantes resistentes al calor cuando interactúe con el horno. Una vez que el elastómero esté endurecido, retire el LED del tubo de centrífuga. Si el elastómero aún está pegajoso, vuelva a colocarlo en el horno.</li>
	<li>Una vez que esté completamente curado, elimine el exceso de elastómero de la punta del LED con una navaja multiusos de precisión, no dejando más de 1 mm. La encapsulación adecuada del LED minimizará el calentamiento del tejido durante la fotoestimulación.</li>
	<li>Determine la potencia óptica del LED utilizando un medidor de potencia óptica. Encienda el medidor de potencia y ajuste la configuración de longitud de onda para leer 465 nm. Coloque el LED en línea con un sensor de potencia de fotodiodo y encienda el LED con el generador de funciones. El medidor de potencia óptica producirá una lectura en vatios. Calcule la irradiancia dividiendo la lectura de potencia por el área de la superficie iluminada (0,88 mm2). NOTA: La irradiancia ideal debe ser de aproximadamente 2,4 mW/mm2 para una activación adecuada de ChR211.</li>
</ol>
2. Preparación experimental
<ol>
	<li>Criar ratones de acuerdo con publicaciones previas para expresar ChR2 en neuronas colinérgicas (ChAT-ChR2) o neuronas catecolaminérgicas (TH-ChR2)12 (Figura 2). Confirmar la expresión de TH-Cre o ChAT-Cre en ratones utilizados para experimentos utilizando un enfoque de genotipado como se describió anteriormente12.</li>
	<li>Preparar al menos 225 mL de solución de Krebs-Henseleit (KH) (en mM: 118 NaCl, 4,7 KCl, 1,25 CaCl2, 0,57 MgSO4, 25 NaHCO3, 1,17 KH2PO4, 6 glucosa) y filtrar con un filtro de membrana de nitrato de celulosa de 0,2 μm. Ajuste el pH a 7.4 cuando se oxigena usando 95% deO2 y 5% de CO2.</li>
	<li>Enjuague el sistema de perfusión de Langendorff con agua purificada antes del experimento y elimine el exceso de agua antes de comenzar el experimento.</li>
	<li>Añada un filtro de membrana de 10 μm al sistema antes de que circule cualquier KH. Encienda los baños de agua configurados para mantener la temperatura de perfusión a 37 °C a caudales entre 2-5 mL/min.</li>
	<li>Añadir 175 mL de KH al sistema de perfusión e iniciar la circulación. Burbujear la solución con 95% de O2 / 5% de CO2 para proporcionar una oxigenación adecuada. NOTA: El volumen circulante de KH variará de un sistema a otro dependiendo de los tamaños de las tuberías y los depósitos.</li>
	<li>Calibre el medidor de flujo deteniendo el flujo a través del sistema de perfusión con una llave de paso y presionando el botón cero en el medidor de flujo.</li>
	<li>Prepare un software de adquisición de datos fisiológicos como LabChart para que tenga 12 canales: temperatura del baño cardíaco, temperatura de perfusión aórtica, derivaciones de ECG I-III más cuatro derivaciones computarizadas adicionales, cálculo de frecuencia cardíaca, frecuencia de flujo y salida del generador de funciones para rastrear los pulsos LED.</li>
	<li>Usando el canal reservado para la frecuencia cardíaca, calcule la frecuencia cardíaca en LabChart con la función de mediciones cíclicas configurada para detectar el ECG del ratón en la Derivación I. La extensión del Eje Cardíaco de LabChart utiliza la Derivación I y la Derivación II para calcular la Derivación III, aVR, aVL y aVF.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig1.jpg"> 
Figura 1: Construcción de Micro-LED. Descripción general simplificada de los pasos para construir una fuente de luz micro-LED. Se sueldan dos cables al micro-LED y se insertan en una punta de pipeta de 200 μL, luego se superpegan (Paso 1). El elastómero de silicona se mezcla en una proporción de 10:1 y se coloca en una cámara de vacío para eliminar las burbujas (Paso 2). El elastómero de silicona se vierte en un tubo de microcentrífuga y se inserta la punta de la pipeta micro-LED y se deja curar durante la noche (Paso 3). A continuación, se retira el micro-LED aislado del tubo y se debe recortar el exceso de silicona (Paso 4). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig2.jpg"> 
Figura 2: Esquema de cría de ratones transgénicos. Un ratón padre con el gen ChR2 dependiente de lox se cruza con otro ratón con un promotor Cre. Un ratón padre con promotor de la tirosina hidroxilasa (TH) Cre producirá descendencia heterocigota donde el 50% expresará ChR2 en células catecolaminérgicas. Un ratón padre con promotor de colina acetiltransferasa (ChAT) Cre producirá descendencia homocigota donde el 100% expresará ChR2 en células colinérgicas. La expresión se confirma mediante genotipado. Esta cifra ha sido modificada con permiso de12. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
3. Escisión y perfusión cardíaca
<ol>
	<li>Antes de la extirpación, administrar 250 unidades de heparina (aproximadamente 8 U/g) por inyección intraperitoneal con una jeringa de 1 mL. Espere al menos 10 minutos antes de la cirugía.</li>
	<li>Colocar un ratón adulto en una cámara de inducción de anestesia. Administre ~4% de isoflurano y espere hasta que la tasa de respiración disminuya y se profundice. Retire el ratón de la cámara y verifique el cese de un reflejo de dolor por pellizco del dedo del pie antes de realizar la luxación cervical.</li>
	<li>Sostenga la apófisis xifoides con un par de pinzas y corte en la cavidad abdominal con unas tijeras quirúrgicas. Abra la cavidad torácica cortando con cuidado el diafragma. Corta las costillas para exponer el corazón y los pulmones. Agarre suavemente los pulmones y extirpe el corazón y los pulmones.</li>
	<li>Coloque el corazón en un plato de KH heparinizado. Retire los pulmones y los trozos grandes de grasa. Coloque el corazón limpio en una2ª placa de KH heparinizado bajo un microscopio de disección ajustado a un aumento de 2x. Localice la aorta y deslícela sobre la cánula con pinzas finas. Asegure el corazón a una cánula con una sutura de seda 4-0. NOTA: La canulación se puede realizar sobre hielo para reducir la actividad metabólica del corazón.</li>
	<li>Enjuague una inyección en bolo de KH heparinizada a través de la cánula para eliminar la sangre de las coronarias antes de colocarla en el sistema de perfusión.</li>
	<li>Conecte el corazón canulado al sistema de perfusión y colóquelo en la placa de PDMS llena de perfusión. Coloque los electrodos de aguja de ECG en la placa PDMS de acuerdo con el triángulo13 de Einthoven. Aclimata el corazón durante al menos 5 min.</li>
	<li>Gire el corazón para que la aurícula izquierda sea accesible y corte un agujero de ~ 1 mm en la aurícula izquierda con un par de tijeras de micro apertura automática. Inserte un tubo de 1 mm de diámetro a través de esta incisión en el ventrículo izquierdo para liberar la perfusión atrapada allí. NOTA: Tener un microscopio de disección para observar el corazón puede mejorar la facilidad de este paso.</li>
	<li>Gire el corazón de modo que la AR quede hacia arriba y el nódulo sinoauricular (SA) sea accesible para la iluminación (Figura 3).</li>
	<li>Ajuste los electrodos de ECG según sea necesario acercando los electrodos al corazón o sumergiéndolos en perfusión para recibir las señales con una relación señal-ruido adecuada. Los ajustes pueden variar en función del hardware y el software de adquisición de ECG que se utilice. Este método utilizaba un módulo Einthoven Goldberger con una ganancia de 2000 y un filtro de corte de 500 Hz, y los ajustes del software incluían un filtro de red y una frecuencia de muestreo de 1000 Hz.</li>
</ol>
4. Activación optogenética
<ol>
	<li>Conecte el dispositivo micro-LED a un grupo electrógeno de funciones para producir ondas de pulso con los siguientes parámetros: frecuencia de 10 Hz, ancho de pulso de 30 ms, amplitud de 10 Vpp .</li>
	<li>Coloque el micro-LED suavemente en el nodo SA. Evite presionar demasiado fuerte con el micro-LED, ya que puede provocar disminuciones en la frecuencia cardíaca y la función.</li>
	<li>Encienda el generador de funciones y mida los cambios en la frecuencia cardíaca de la fotoestimulación. Los cambios inmediatos en la frecuencia cardíaca indican una activación efectiva. La activación catecolaminérgica provoca un aumento exponencial de la frecuencia cardíaca10, mientras que la activación colinérgica provoca una caída inmediata8.</li>
	<li>Apague el generador de funciones. Permita que la frecuencia cardíaca vuelva a los niveles previos a la activación.</li>
	<li>Si la activación optogenética da como resultado un cambio en la frecuencia cardíaca de menos de 100 lpm, cambie la posición del micro-LED para iluminar mejor las neuronas de la AR. Repita según sea necesario.</li>
</ol>
5. Procedimiento experimental y análisis de datos
<ol>
	<li>Para probar la hipótesis de que la estimulación colinérgica optogenética intrínseca puede suprimir la activación exógena beta-adrenérgica por norepinefrina (NE), prepare soluciones madre de 10 μM y 100 μM de NE en un alimento ahumado.</li>
	<li>Añadir una dosis en bolo de NE al sistema de perfusión mediante un puerto de inyección. Una vez que el aumento de la frecuencia cardíaca se estabilice, encienda el micro-LED durante ~ 10 s. Apague la luz y controle los cambios en la frecuencia cardíaca.</li>
	<li>Después de que la frecuencia cardíaca vuelva al ritmo sinusal, aumente la dosis de NE y repita la estimulación optogenética. Continúe con cada dosis de NE.</li>
	<li>Al final del estudio, cierre los suministros de gas, retire el corazón del sistema y consérvelo en un fijador, según sea necesario.</li>
	<li>Enjuague los depósitos y tubos del sistema de perfusión con agua desionizada o detergente, según sea necesario. Seque bien el sistema para evitar el moho.</li>
	<li>Guarde el archivo LabChart. Exporte la señal de frecuencia cardíaca y los canales de ECG para el análisis fuera de línea y la presentación gráfica.</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig3.jpg"> 
Figura 3: Configuración del baño de corazón del ratón. Un corazón de ratón canulado que muestra la ubicación del dispositivo LED y los electrodos de ECG. Hay una conexión a tierra del chasis para reducir el ruido de los componentes electrónicos circundantes. Los electrodos de aguja de ECG se colocan según el triángulo de Einthoven. Abreviaturas: LA = brazo izquierdo; RA = brazo derecho; LL = pierna izquierda; G = tierra. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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</ol>

<table><tbody><tr><td>#3c Pinzas (x2)</td><td>Dumont</td><td>11231-20</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &mu; m Filtro de membrana de nitrato de celulosa</td><td>Whatman</td><td>7182-004</td><td>Para filtrar KH</td></tr><tr><td>0,5 ml, tubo de microcentrífuga</td><td>Ultra Cruz</td><td>sc-200269</td><td></td></tr><tr><td>10 &mu; m Filtro de membrana de nucleporos</td><td>Whatman</td><td>111115</td><td>para filtro de sistema</td></tr><tr><td>Incubadora analógica &nbsp;</td><td>Qunicy Labs</td><td>12-140</td><td></td></tr><tr><td>Cánula aórtica</td><td>Harvard Apparatus&nbsp;</td><td>73-2798</td><td></td></tr><tr><td>Generador de Funciones Arbitrarias</td><td>Tektronix</td><td>AFG3021B</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de seda trenzada 4-0</td><td>Especialidades Quirúrgicas Look</td><td>SP116</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1016</td><td></td></tr><tr><td>Hemostático curvo</td><td>Ted Pella</td><td>53065</td><td></td></tr><tr><td>Einthoven Goldberger Módulo</td><td>Hugo Sachs Elektronik</td><td>73-1778</td><td></td></tr><tr><td>Alambre de silicona flexible 30AWG</td><td>BNTECHGO</td><td>619317716902</td><td></td></tr><tr><td>glucosa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de iris curvadas pesadas&nbsp;</td><td>Aesculap</td><td>OC022R</td><td></td></tr><tr><td>Heparina Inyección de</td><td>Sodio Sagent</td><td>400-30</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de Iris</td><td>Ted Pella</td><td>13215</td><td></td></tr><tr><td>Solución de Isoflurano</td><td>Covetrus</td><td>029405</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 8&nbsp;</td><td>ADInstrumentos</td><td></td><td>Software de adquisición de datos</td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de microdisección</td><td>WPI</td><td>504520</td><td></td></tr><tr><td>Micro-LED</td><td>Dialight</td><td>598-8091-107F</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6014</td><td></td></tr><tr><td>Medidor de potencia óptica</td><td>Thorlabs</td><td>PM100D</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 8/35</td><td>ADInstrumentos</td><td>PL3508</td><td></td></tr><tr><td>Autoapertura&nbsp; Tijeras de precisión</td><td>Excelta</td><td>366</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de anestesia para un solo animal</td><td>E-Z Systems</td><td>EZ-108SA</td><td></td></tr><tr><td>Estación de soldadura</td><td>Weller</td><td>WES51</td><td></td></tr><tr><td>SureOne Filtro Puntas de pipeta</td><td>Fisherbrand</td><td>02-707-478</td><td></td></tr><tr><td>SYLGARD 184 Kit de elastómero de silicona</td><td>DOW</td><td>04019862</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de tejido</td><td>Ted Pella</td><td>13220</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de flujo de tubos</td><td>Transonic</td><td>TS410</td><td></td></tr></tbody></table>

activación optogenética de neuronas autonómicas cardíacas intrínsecas en corazones de ratón perfundidos extirpados

Optogenetic Activation of Intrinsic Cardiac Autonomic Neurons in Excised Perfused Mouse Hearts

Un sistema de perfusión de presión constante de Langendorff (Figura 4) debería ser capaz de mantener una frecuencia cardíaca de ratón de al menos 300 lpm durante más de una hora si se mantienen la oxigenación, la temperatura y el flujo coronario adecuados. Con esta configuración, la temperatura de la perfusión aórtica depende del flujo coronario, por lo que puede ser necesario ajustar las temperaturas del baño de agua a medida que cambia la tasa de flujo para mantener la temperatura aórtica a 37 °C. Las tasas de flujo coronario del corazón de ratón suelen oscilar entre 1,5 y 4,5 ml/min, dependiendo del tamaño del corazón. Mantener la temperatura del perfusor a 37 °C durante las fluctuaciones del caudal es necesario para una función cardíaca constante y es especialmente importante para la perfusión a presión constante. El sistema de perfusión descrito está diseñado para mantener una presión hidrostática de 70 mmHg a través de la altura de la columna de perfusión. Esto se logra con una tasa de bombeo que proporciona un desbordamiento constante desde el depósito superior. La perfusión puede ser suplementada con 20 μM del vasodilatador cromakalin para mejorar y mantener el flujo coronario normal o supranormal para asegurar una oxigenación miocárdica completa14.
La fotoestimulación de las neuronas colinérgicas en corazones de ratón ChAT-ChR2 a 10 Hz y 30 ms de ancho de pulso debería dar lugar a una caída casi instantánea de la frecuencia cardíaca. La fotoestimulación eficiente de las neuronas colinérgicas en corazones adecuadamente perfundidos debería conducir a una reducción de la frecuencia cardíaca de al menos 100 lpm. La Figura 5 muestra una caída inmediata de 75 bpm cuando se enciende el micro-LED que continúa cayendo hasta que alcanza una disminución máxima de 135 bpm. Medio segundo después de apagar el micro-LED, la frecuencia cardíaca aumenta a 175 lpm antes de volver gradualmente a los niveles previos a la estimulación. Se presenta un ECG de seis derivaciones para ilustrar las diferencias en el intervalo RR antes, durante y después de la estimulación (Figura 5B). Las derivaciones aVR, aVL y aVF se calculan en el software LabChart utilizando las derivaciones I y II.
La fotoestimulación de las neuronas catecolaminérgicas en corazones de ratón TH-ChR2 provoca un cambio más gradual (exponencial) en la frecuencia cardíaca en comparación con la fotoestimulación de las neuronas colinérgicas. Esto es probablemente causado por la activación beta1-adrenérgica que requiere el segundo sistema mensajero de AMPc que activa la PKA, que fosforila las proteínas objetivo, mientras que la activación muscarínica no lo hace. La figura 6 muestra un aumento de la frecuencia cardíaca de 135 lpm en el transcurso de 10 s. Se necesitan 10 segundos adicionales después de apagar la luz para volver al ritmo sinusal normal. Si el micro-LED no está debidamente aislado, puede calentar el corazón, causando un aumento de la frecuencia cardíaca. Esta respuesta de calentamiento es menos intensa que la estimulación TH-ChR2; Por lo tanto, el cambio en la frecuencia cardíaca es menos pronunciado.
Una aplicación de este protocolo es el uso de la estimulación optogenética para despolarizar las neuronas, lo que lleva a la liberación de neurotransmisores endógenos y, al mismo tiempo, agrega neurotransmisores exógenos a la perfusión. La figura 7A ilustra la liberación endógena de acetilcolina de un corazón de ratón ChAT-ChR2 con una dosis en bolo de NE añadida al perfusato. Sin NE presente, la fotoestimulación hizo que la frecuencia cardíaca cayera más de 100 lpm y mantuvo esta caída durante la duración de la estimulación. Mientras que con una dosis grande de NE (2000 nM), la caída máxima de la frecuencia cardíaca durante la fotoestimulación fue de 40 lpm. El ritmo cardíaco comenzó a aumentar de inmediato, casi alcanzando los niveles previos a la estimulación antes de que se apagara la luz. Este resultado indica que la supresión optogenética de la frecuencia cardíaca mediante la fotoestimulación de las neuronas ChAT no pudo suprimir completamente los aumentos en la frecuencia cardíaca resultantes de una dosis alta de NE, lo que provocó un menor tiempo de supresión de la frecuencia cardíaca y menores disminuciones de la frecuencia cardíaca (Figura 7B). Estos resultados son consistentes con trabajos previos en animales grandes que demostraron un bloqueo progresivo del nódulo AV durante la estimulación simultánea del nervio vago y los ganglios estrellados12,13.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig4.jpg"> 
Figura 4: Configuración experimental. Diagrama del sistema de perfusión. Las flechas muestran la dirección de perfusión. La perfusión de superfusión se indica mediante líneas discontinuas y los componentes están delineados en rojo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig5.jpg"> 
Figura 5: Respuesta representativa de la fotoestimulación colinérgica. (A) Un ECG de 6 derivaciones durante la activación optogenética de ChAT-ChR2. Las líneas azules continuas indican que el micro-LED se está encendiendo / apagando. Los cuadros discontinuos rojos indican la hora de los fragmentos (B). (B) Fragmentos de medio segundo de la señal de ECG antes (a), durante (b) y después de la fotoestimulación (c). Se muestra el intervalo RR para cada sección. (C) La frecuencia cardíaca (arriba) se muestra junto con las ondas de pulso de un generador de funciones (abajo). La frecuencia cardíaca comienza a 450 lpm y desciende a 315 lpm después de 8 s de fotoestimulación antes de volver a 410 lpm 7 s después de que finalice la fotoestimulación. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig6.jpg"> 
Figura 6: Respuesta representativa de la fotoestimulación catecolaminérgica. (A) Un ECG de 6 derivaciones durante la activación optogenética de TH-ChR2. Las líneas azules continuas indican que el micro-LED se está encendiendo / apagando. Los cuadros discontinuos rojos indican la hora de los fragmentos (B). (B) Fragmentos de medio segundo de la señal de ECG antes (a), durante (b) y después de la fotoestimulación (c). Se muestra el intervalo RR para cada sección. (C) La frecuencia cardíaca (arriba) se muestra junto con las ondas de pulso de un generador de funciones (abajo). La frecuencia cardíaca comienza a 390 lpm y alcanza un máximo de 525 lpm después de 10 s de fotoestimulación antes de volver a 390 lpm 8 s después de que finalice la fotoestimulación. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67364/67364fig7.jpg"> 
Figura 7: Fotoestimulación colinérgica con NE exógena. (A) Respuesta de la frecuencia cardíaca durante la fotoestimulación ChAT-ChR2 con dosis crecientes de NE añadidas a la perfusión. Una vez que la frecuencia cardíaca alcanzó un aumento máximo debido a NE, el micro-LED se encendió durante aproximadamente 10 s. La supresión de la frecuencia cardíaca todavía era posible con dosis altas de NE, pero la duración de la estimulación disminuyó a medida que aumentaba la dosis. (B) La cantidad de tiempo que la frecuencia cardíaca permaneció suprimida. Los tiempos más cercanos a los 10 s generalmente permanecieron suprimidos durante toda la duración de la estimulación. (C) La caída de la frecuencia cardíaca durante la fotoestimulación fue menos severa con dosis más altas de NE que con dosis bajas. Las dosis bajas resultaron en una disminución promedio de la frecuencia cardíaca del 40%, mientras que las dosis más altas solo disminuyeron un 25%. Se realizó una prueba t no apareada para evaluar la significación estadística. Se presenta como error estándar de la media* p &lt; 0,05. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67364/67364fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Activación optogenética de neuronas autonómicas cardíacas intrínsecas en corazones de ratón perfundidos extirpados

A balance of cholinergic and catecholaminergic activation is necessary to maintain heart health. Interrogating the interaction between these pathways can ...

optogenetic-activation-intrinsic-cardiac-autonomic-neurons-excised

Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

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