Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Bioluminescence Imaging pour détecter Late Stage infection de la trypanosomiase africaine

7.4K vues

⸱

DOI :

10.3791/54032

⸱

18 mai 2016

Dans cet article

Résumé

Ce manuscrit décrit l’utilisation d’une souche bioluminescente de trypanosomes africains pour permettre le suivi de l’infection à un stade avancé et démontre comment l’imagerie en direct in vivo peut être utilisée pour visualiser les infections au sein du système nerveux central en temps réel.

Résumé

La trypanosomiase humaine africaine (HAT) est une maladie à plusieurs stades qui se manifeste en deux stades : un stade sanguin précoce et un stade tardif lorsque le parasite envahit le système nerveux central (SNC). L’étude in vivo du stade avancé a été limitée, car les méthodologies traditionnelles nécessitent l’ablation du cerveau pour déterminer la présence des parasites.

L’imagerie par bioluminescence est une forme d’imagerie optique non invasive et très sensible qui permet de visualiser en temps réel un agent pathogène transfecté par la luciférase. En utilisant une souche de trypanosome transfectée qui a la capacité de produire une maladie à un stade avancé chez la souris, nous sommes en mesure d’étudier la cinétique d’une infection du SNC chez un seul animal tout au long de l’infection, ainsi que d’observer le mouvement et la dissémination d’une infection systémique.

Nous décrivons ici un protocole robuste pour étudier les infections du SNC à l’aide d’un modèle de bioluminescence de la trypanosomiase africaine, fournissant des observations non invasives en temps réel qui peuvent être analysées plus en détail avec des approches optionnelles en aval.

Introduction

La trypanosomiase humaine africaine (THA), ou maladie du sommeil, est causée par les parasites protozoaires à transmission vectorielle de Trypanosoma brucei spp1. Le nombre de cas actuels est estimé à moins de 7 mille chaque année, avec près de 70 millions de personnes exposées au risque d’infection parasitaire sur le continent africain. La maladie, qui est le plus souvent mortelle si elle n’est pas traitée, comprend un stade hémolymphatique précoce où les parasites sont présents dans le sang, progressant vers un stade tardif lorsque les parasites envahissent le système nerveux central (SNC) et ne sont plus sensibles au traitement par des médicamen....

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Éthique
Tous les travaux ont été effectués en vertu de l'approbation du Royaume-Uni Home Office Animaux (Procédures scientifiques) de la Loi de 1986 et la London School of Hygiene and Tropical Medicine Bien-être des animaux et Comité d'éthique. ARRIVÉE directive sont suivies dans le présent rapport.

1. In Vivo Passage de Bioluminescent Trypanosoma brucei brucei

  1. Retirer un stock cryoconservés (stabilat appelé) de T. b. souche brucei GVR35-VSL-2 (disponible chez le professeur John Kelly à la London School of Hygiene & Tropical Medicine par MTA) 9 à partir de l....

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Ce protocole démontre comment suivre la progression de la maladie après infection de souris avec T. b. brucei, un modèle pour la trypanosomiase humaine africaine. La figure 1 montre la chronologie du protocole expérimental, ce qui démontre le calendrier de traitement et d' imagerie étapes. La figure 2 montre un champ de vue typique dans un Giemsa teinté frottis sanguin fixe utilisé pour quantifier la parasitémie périphérique, avec des trypan.......

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le développement d'un T. bioluminescente b. souche brucei GVR35 permet la visualisation d'une infection trypanosomienne du début à la fin de l' étape. Modèles d'infection antérieurs ont été incapables de détecter la phase tardive, lorsque les parasites sont dans le cerveau, en temps réel de la microscopie de frottis sanguin, et nécessitaient l'abattage et l' élimination des cerveaux de souris infectées afin de déterminer la charge parasitaire 12. La biolumine.......

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous remercions John Kelly et Martin Taylor (London School of Hygiene and Tropical Medicine) pour fournir T. b. brucei GVR35-VSL-2 et le Dr Andrea Zelmer (LSHTM) pour obtenir des conseils sur l' imagerie in vivo. Ce travail a été soutenu par le Programme Bill et Melinda Gates Fondation mondiale de la santé (nombre subvention OPPGH5337).

....

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
PBSSigma, Royaume-UniP4417comprimés pH 7,4
GlucoseSigma, Royaume-UniG827099,5 % (moléculaire) Chlorure
d’ammoniumSigma, Royaume-UniA943499,5 % (moléculaire)
Héparine (sel de lithium)Sigma, Royaume-UniH0878
Hi-FCSGibco, Life Technologies, Royaume-Uni10500-064500 ml
DPBSSigma, Royaume-UniD4031Filtré stérile
M. FrostyNalgene, Royaume-Uni
GiemsaSigma, Royaume-UniG5637
D-LuciferinPerkin Elmer, Royaume-Uni
Sigma,Royaume-Uni 115144-35-9
Acéturate de diminazèneSigma, Royaume-UniD7770Qualité analytique
IVIS Lumina IIPerkin Elmer, Royaume-Uniautres bioimageurs disponibles par exemple de Bruker, Kodak
Living Image v. 4.2Perkin Elmer, Royaume-UniLogiciel propriétaire pour les instruments Perkin Elmer IVIS ; d’autres instruments peuvent avoir leur propre
seringue de 1 mlFisher Scientific, Royaume-Uni10142104
seringue de 20 mlFisher Scientific, Royaume-Uni10743785
aiguillesde 25 gGreiner Bio-oneN2516
21 G AiguillesGreiner Bio-oneN2138
Lame de microscope double dépolieVWR, UK631-0117
1,5 ml Tube de microcentrifugationStarLab, UKI1415-1000
7 ml Tube BijouStarLab, UKE1412-0710
Dispositif de contention de sourisSigma, UKZ756903Notre dispositif de contention a été fabriqué en interne, il s’agit d’un modèle similaire

Références

  1. Brun, R., Blum, J., Chappuis, F., Burri, C. Human African trypanosomiasis. Lancet. 375 (9709), 148-159 (2010).
  2. Rodgers, J. Trypanosomiasis and the brain. Parasitology. 137 (14), 1995-2006 (2010).
  3. Barrett, M. P., Boykin, D. W., Brun, R., Tidwell, R. R.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Infection du SNCimagerie in vivoTrypanosome Bruceimicroscopie sur frottis sanguininjection de luciférineacéturate de diminazinerégion d'intérêtcharge parasitaire cérébrale