Summary
Ici, nous présentons une stratégie d’immunophenotyping pour la caractérisation de la différenciation de megakaryocyte, et montrons comment cette stratégie permet le tri des megakaryocytes à différentes étapes avec un trieur de cellules fluorescence-activé. La méthodologie peut être appliquée aux tissus primaires humains, mais aussi aux mégacaryocytes générés en culture in vitro.
Abstract
La différenciation des mégacaryocytes (MK) englobe un certain nombre de cycles endomitotiques qui se traduisent par une cellule très polyploïde (atteignant même >64N) et extrêmement grande (40-60 μm). Contrairement à l’augmentation rapide des connaissances sur la mégakaryopoïèse au niveau de la biologie cellulaire et moléculaire, la caractérisation de la mégakaryopoïèse par cytométrie en flux se limite à l’identification des MKs matures à l’aide de marqueurs de surface spécifiques à la lignée, tandis que les stades antérieurs de différenciation mk restent inexplorés. Ici, nous présentons une stratégie d’immunophenotyping qui permet l’identification des étapes successives de différenciation de MK, avec le statut mentoïdique croissant, dans les sources primaires humaines ou les cultures in vitro avec un panneau intégrant des marqueurs de surface spécifiques et non spécifiques de MK. Malgré sa taille et sa fragilité, les MKs peuvent être immunophénotypés à l’aide du panneau mentionné ci-dessus et enrichis par tri cellulaire activé par fluorescence dans des conditions spécifiques de pression et de diamètre de buse. Cette approche facilite les études multi-omiques, dans le but de mieux comprendre la complexité de la mégacaryopoïèse et de la production de plaquettes chez l’homme. Une meilleure caractérisation de megakaryopoiesis peut poser fondamental dans le diagnostic ou le pronostic des pathologies et de la malignité Lignage-connexes.
Introduction
Les mégacaryocytes (MKs) se développent à partir de cellules souches hématopoïétiques (CSH) à la suite d’un processus complexe appelé mégacaryopoïèse, qui est orchestré principalement par l’hormone thrombopoïétine (TPO). La vision classique de la mégacaryopoïèse décrit le voyage cellulaire des CSH à travers une succession d’étapes hiérarchiques de progéniteurs engagés et de cellules précurseurs, conduisant finalement à un MK mature. Au cours de la maturation, les MKs subissent plusieurs cycles d’endomitosis, développent un système complexe de membrane de démarcation intracellulaire (DMS), qui fournit suffisamment de surface membranaire pour la production de plaquettes, et produisent et emballent efficacement la pléthore de facteurs qui sont contenus dans les différents granules hérités par les plaquettes matures1,2,3. En conséquence, les MKs matures sont de grandes cellules (40-60 μm) caractérisées par un noyau hautement polyploïde (atteignant même >64N). Des études récentes suggèrent des voies alternatives par lesquelles les CSH se différencient en MKs en contournant les points de contrôle traditionnels d’engagement de lignée en réponse à certaines conditions physiopathologiques4,5,6,7,8,9,10,11. Ces résultats soulignent que la différenciation hématopoïétique vers le MC mature est un continuum et un processus adaptatif qui répond aux besoins biologiques.
Avec les connaissances croissantes sur la biologie cellulaire et les aspects moléculaires caractérisant la mégakaryopoïèse12,la plupart des recherches consacrées à l’étude du processus par cytométrie en flux se limitent à l’identification des MKs matures à l’aide de marqueurs de surface spécifiques à la lignée(c’est-à-dire CD42A / B, CD41 / CD61), tandis que les stades de différenciation mk antérieurs restent inexplorés. Nous avons précédemment documenté une stratégie pour mettre en scène la mégakaryopoïèse dans la moelle osseuse de souris et les cultures mk dérivées de la moelle osseuse13,14, que nous avons adaptée et appliquée à l’homme15. Dans le présent article, nous montrons une stratégie d’immunophénotypage qui permet la caractérisation de la mégakaryopoïèse, des CSH aux MKs matures, dans des sources primaires humaines (moelle osseuse -BM- et sang périphérique -PB-) ou des cultures in vitro à l’aide d’un panel intégrant des marqueurs de surface spécifiques et non spécifiques à MK (CD61, CD42B, CD49B, CD31, KIT et CD71, entre autres). Malgré sa grande taille et sa fragilité, les MKs peuvent être immunophénotypés à l’aide des marqueurs de surface cellulaire mentionnés ci-dessus et enrichis par le tri cellulaire activé par fluorescence dans des conditions spécifiques de pression et de diamètre de buse pour minimiser la rupture et / ou les dommages cellulaires. Cette technique facilite les approches multi-omiques, dans le but de mieux comprendre la complexité de la mégakaryopoïèse et de la production plaquettaire dans la santé humaine et la maladie. Il convient de noter qu’il constituera un outil utile pour faciliter le diagnostic et le pronostic dans un contexte clinique de demande croissante.
Dans ce manuscrit, nous documentons une stratégie pour mettre en scène la mégacaryopoïèse humaine avec un panneau intégrant des marqueurs de surface spécifiques et non spécifiques au MC provenant de sources primaires ou générés in vitro. De plus, nous fournissons un protocole pour trier, avec un trieur de cellules activé par fluorescence, les fractions préférées et les MKs matures (Figure 1). Cette étape n’est pas populaire, car elle est techniquement difficile en raison de la grande taille et de la fragilité des Clés. Cependant, il a été utilisé à la fois dans des échantillons de moelle osseuse de souris et d’homme précédemment, et en raison des progrès technologiques, avec un meilleur résultat à chaque fois16,17,18. Les sources primaires humaines où les précurseurs de MKs ou de MK peuvent être étudiés incluent la moelle osseuse, le sang de cordon et le sang périphérique, entre autres. Le traitement approprié de l’échantillon pour isoler la fraction cellulaire pertinente pour l’analyse sur chaque échantillon est important. Des procédures standard sont incorporées, avec certaines considérations à prendre en compte lors de l’étude de la mégakaryopoïèse.
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Protocol
Des échantillons de sang total et de moelle osseuse ont été obtenus et traités conformément à la Déclaration d’Helsinki de 1964. Des échantillons de sang total ont été obtenus auprès de donneurs sains après avoir donné leur consentement éclairé (ISPA), dans le cadre d’une étude approuvée par notre comité d’éthique médicale institutionnel (Hospital Universitario Central de Asturias -HUCA-). Des échantillons de moelle osseuse ont été obtenus à partir de matériel de rejet aspiré de moelle osseuse de patients pris en charge au département d’hématologie de l’hôpital Clínico San Carlos (HCSC).
Figure 1: Représentation schématique du protocole documenté dans ce manuscrit. Les sources humaines primaires ou les cultures primaires où la différenciation du MC peut être mise en scène à l’aide de l’immunophénotypage sont indiquées. Cette stratégie d’immunophénotypage peut être appliquée à l’étude du processus dans différentes pathologies liées à la lignée ou malignité dans les sources primaires. En outre, il permet le tri cellulaire des MKs et des précurseurs avec un trieur cellulaire activé par fluorescence, ce qui permet une analyse plus approfondie des fractions enrichies. Les images utilisées font partie de Servier Medical Art (SMART) de Servier et sont sous licence CC BY 3.0. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
1. Traitement du sang total et de la moelle osseuse avant l’immunophénotypage
- Lorsque vous utilisez du sang total (WB) provenant de dons comme source primaire, isolez éventuellement le composant de cellules mononucléaires de sang périphérique (PBMC). Ceci peut être réalisé en utilisant la centrifugation différentielle standard combinée à la séparation des cellules de gradient de densité, comme décrit précédemment15.
- En bref, centrifuger le sang à 193 x g pendant 15 min (frein 3) à température ambiante. Jetez la fraction plasmatique supérieure et collectez l’anneau buffy. Diluer 1:1 avec un tampon phosphate salin (PBS)/Citrate trisodique dihydraté (38 g/L, pH 7) tampon et pipetter soigneusement un volume de 25 mL au-dessus de 15 mL d’une solution à gradient de densité (1,076 g/mL) dans des tubes de 50 mL.
- Centrifuger pendant 20 min à 1114 x g (accélérateur 3, frein 3, température ambiante). Jeter la fraction plasmatique et recueillir l’anneau chamois contenant des PBMC. Laver en ajoutant le même volume de PBS, centrifuger à 435 x g pendant 5 min et ressusciter dans du PBS pour une utilisation ultérieure.
- Vous pouvez également utiliser un échantillon de WB (environ 100 μL) pour l’immunophénotypage après avoir lysé les globules rouges (GR) et un lavage complet.
- En bref, diluer 1:1 dans un tampon de lysement RBC glacé (4,15 g deNH4Cl, 0,5 g de KHCO3 et 18,5 mg d’EDTA (triplex III) à 500 mL deH2O,pH 7,1-7,4). Attendez que la suspension cellulaire devienne rouge translucide (3-5 min).
- Centrifuger à 435 x g pendant 5 min, à 4 °C, et ressusciter les cellules dans du PBS. Répétez la procédure autant de fois que nécessaire pour obtenir une pastille de globules blancs.
- De même, traiter directement les échantillons obtenus à partir de moelle osseuse (aspiration) avec un tampon de lysement RBC (voir point 1.2) et un lavage approfondi, comme pour commencer par une suspension unicellulaire claire(figure 1).
- Évitez l’utilisation du vortexing pour mélanger les échantillons pendant le traitement, car il peut endommager les MKs fragiles. Mélanger en feuilletant ou en inversant le tube.
REMARQUE: Le gradient de densité pour obtenir des PBMC peut entraîner une fraction cellulaire plus riche et plus propre par rapport à la WB lysée par RBC. Cependant, nous devons garder à l’esprit que les MKs matures à haute densité pourraient être perdus dans la fraction « neutrophile ». Cela sera discuté dans les résultats représentatifs.
- Évitez l’utilisation du vortexing pour mélanger les échantillons pendant le traitement, car il peut endommager les MKs fragiles. Mélanger en feuilletant ou en inversant le tube.
2. Différenciation in vitro du MC par rapport aux PBMC
NOTA : Les MKs peuvent être différenciés in vitro des précurseurs antérieurs, tels que les cellules CD34+, présents dans différentes sources primaires(c.-à-d. WB/PBMCCs, sang de cordon ombilical, moelle osseuse) et des iPSCs. Différents protocoles ont été appliqués à cette fin. Ici, nous utilisons une méthode de culture développée par nos services qui permet la différenciation mk des PBMC, sans avoir besoin d’enrichir pour les précurseurs CD34+ 15,19,20,21,22.
- Ce protocole se compose de trois phases de culture, où la concentration de thrombopoïétine (TPO) augmente progressivement au détriment des facteurs de croissance favorisant la prolifération de précurseurs antérieurs(c’est-à-dire,SCF, EPO), qui diminuent progressivement(figure 2)15.
- Pour le milieu de base, utilisez StemSpan SFEM complété par 0,4% de mélange lipidique riche en cholestérol et 1% de pénicilline / streptomycine.
- Pour le milieu de phase I, utiliser le milieu de base complété par du SCF (100 ng/mL), de l’érythropoïétine (EPO, 0,5 U/mL) et de la thrombopoïétine (TPO, 30 ng/mL). Le milieu de phase II est le milieu de base complété par le SCF (50 ng/mL), l’EPO (0,25 U/mL) et le TPO (50 ng/mL). Pour le milieu de phase III, utiliser le milieu de base complété par du TPO (100 ng/mL).
- Culture pbmccs dans le milieu de phase I. Aux jours 6-8, placez les PBMC dans le milieu de la phase II et, au jour 9-12, placez les PBMC dans le milieu de la phase III.
- Remplacer les cellules de centrifugation par 435 x g pendant 5 min à température ambiante de la phase I à la phase II, et à 95 x g pendant 5 min à température ambiante de la phase II à la phase III, et les ressusciter en milieu frais.
- Cellules de culture dans un incubateur à 37 °C, 5 % deCO2. Dans ces cultures primaires, la différenciation du MC dure de 10 à 14 jours, et des échantillons peuvent être prélevés à différents moments tout au long de la période de culture, comme pour suivre la différenciation du MC.
- Pour le milieu de base, utilisez StemSpan SFEM complété par 0,4% de mélange lipidique riche en cholestérol et 1% de pénicilline / streptomycine.
Figure 2: Représentation schématique de la méthode de culture du MC dérivée du PBMC. Les PBMC provenant de donneurs sains ont été cultivés selon le protocole triphasé que nous avons développé pour générer du MC in vitro (schéma adapté de Salunkhe et al). 15 photos prises au jour 10 et au jour 13 de la culture sont montrées. Les photos sont prises avec un objectif 20X. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
- Prélèvement d’échantillons : Laver les cellules en appliquant une centrifugation à basse vitesse pendant 5 min (95 x g) et les réinsérer dans du PBS ou du PBS contenant 1 % d’albumine sérique bovine (BSA). Pour l’immunophénotypage, la densité idéale est de10 5à10 6 cellules/100 μL (voir point 3.1). Selon l’état des cultures(c.-à-d. présence de cellules mortes, de débris, etc.), 1 ou 2 lavages peuvent être nécessaires. Collectez vos cellules aux points d’intérêt temporels pendant la culture.
3. Immunophénotypage de la différenciation du MC - incubation avec un panel d’anticorps marqués
- Incuber les échantillons cellulaires avec un panel d’anticorps marqués en suivant les procédures standard, en faisant attention à centrifuger à basse vitesse (95 x g) lors du traitement des mégacaryocytes. Nous incubons normalement les échantillons avec 1% BSA dans PBS en volumes de 100 μL à 4 °C, 20 min, avec une plage de 105-106 cellules.
- Augmentez la taille si nécessaire.
- Après incubation, ajouter 5 mL de BSA à 1 % dans du PBS, centrifuger à basse vitesse (95 x g), aspirer le surnageant et ressusciter l’échantillon dans 2 % de BSA dans du PBS pour préserver la viabilité du MC (2 mL). Ajouter de l’EDTA de 1 à 5 mM pour perturber les agrégats cellule-cellule (qui sont naturellement observés dans les cultures de MC).
- Transférer les échantillons dans un tube ou une plaque de fond rond de 12 x 75 mm (tube FACS), en les gardant dans l’obscurité jusqu’à l’analyse cytométrique en flux ou le tri cellulaire.
- Préparation des mélanges d’anticorps simples et de panneaux d’anticorps; mise en place du cytomètre de flux:
- Titrer les anticorps avant leur utilisation pour déterminer la concentration optimale dans les panneaux d’anticorps. La concentration optimale d’anticorps est la concentration la plus faible qui sépare les cellules clairement positives des cellules négatives (et permet de distinguer les niveaux intermédiaires d’expression). À titre d’exemple, la plupart des anticorps sont utilisés dans une dilution de 1:200 (stock 100 μg/mL), sauf indication contraire du fabricant.
- Une fois le titrage des anticorps déterminé, préparez une dilution 10x de chaque anticorps. Ces dilutions sont utilisées pour les contrôles unicolores et pour la préparation des mélanges de panneaux. Les dilutions et les mélanges de panneaux peuvent être utilisés même un mois après la préparation (conservés à 4 °C, à moins que les indications du fabricant n’excluent ces conditions d’entreposage). Cela permet la coloration d’échantillons avec le même panneau sur une période de temps.
- Utilisez 10 μL par 100 μL de dilution 10x à la fois pour les contrôles unicolores et pour le mélange de panneaux.
- Pour les contrôles unicolores, utilisez des billes d’affinité d’anticorps, qui peuvent être mesurées directement après l’ajout de l’anticorps. Les contrôles unicolores doivent être mesurés à chaque expérience, pour permettre un ajustement approprié de la compensation (et un réglage fin après la mesure avec le logiciel d’analyse).
- Vous pouvez également effectuer les contrôles unicolores avec des échantillons de cellules. Cependant, les billes permettent la mesure rapide d’un nombre donné d’événements, qui, selon l’anticorps /marqueur de surface, pourraient ne pas être possibles à obtenir sur des sources cellulaires primaires ou cultivées complexes. Nous vous conseillons également d’exécuter des échantillons de cellules colorés avec des mélanges de panneaux « Fluorescence Minus One » (FMO) pour configurer les paramètres de compensation appropriés (avant d’exécuter des expériences). Ceci est pertinent pour identifier soigneusement les problèmes de compensation, et en particulier, dans les MKs cultivés, pour identifier les interférences d’autofluorescence (qui seront présentes si vous utilisez un milieu de culture contenant du rouge de phénol).
- Préparer un volume suffisant du mélange de panneaux, en fonction du nombre d’échantillons, contenant les anticorps du panneau conçu. La plupart de nos panneaux comprennent six anticorps (panneaux de 6 couleurs, voir tableaux 1-2).
- Pour ces panneaux, utilisez des lasers de 488 nm et 633 nm du cytomètre de flux, cependant, les panneaux peuvent être adaptés à d’autres scénarios techniques. En outre, les considérations de compensation peuvent être évités lors de l’utilisation de la cytométrie de flux basée sur la spectrométrie de masse ou des cytomètres avec la technologie de mise au point acoustique.
- Les colorants pour mesurer la viabilité peuvent donner de fausses informations concernant les MKs, en particulier lorsqu’ils arrivent à maturité. Les MKs sont des cellules de prise de contrôle très actives, et la positivité avec Hoechst, 7-AAD ou PE, pourrait ne pas toujours refléter la mort cellulaire réelle. Une alternative (si la mesure de la mort cellulaire est requise) pourrait être l’utilisation de taches de mitochondries (CMX Ros) ou de colorants réactifs aux amines (colorants Zombie ou Ghost).
Tableau 1 : Notes sur les marqueurs de surface cellulaire de la lignée mégacaryocytaire Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau 2 : Panneaux sur les anticorps Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
4. Analyse mentoïdale combinée avec des panneaux à 6 couleurs
- Pour l’analyse rachitaire, en combinaison avec un panneau d’anticorps de 6 couleurs, procéder à la fixation et à la perméabilisation des cellules après incubation avec le panneau d’anticorps. Cette stratégie permettra la préservation de la coloration du marqueur de surface, tout en permettant la coloration de l’ADN des cellules. Nous utilisons Hoechst 33342 pour colorer l’ADN, car il peut être visualisé avec le laser violet 405 nm disponible.
- Pour 105-106 cellules, après incubation avec le panneau d’anticorps, centrifuger les cellules (95 x g pendant 5 min), ressusciter dans 200 μL de tampon de fixation et incuber 10 min à température ambiante (RT).
- Cellules centrifuges comme indiqué ci-dessus, remises en suspension une deuxième fois dans un tampon de fixation de 200 μL et incuber encore 10 min à TA.
- Préparer un tampon de perméabilisation contenant 0,1 % de Triton X-100, 200 mg/mL de RNase et 20 mg/mL de Hoechst 33342 (perméabilisation Hoechst MIX).
- Cellules centrifugeuses comme ci-dessus, les ressusciter dans 300 μL de la perméabilisation Hoechst MIX et incuber 30 min à 37 °C. Cette étape est très importante, car, pour obtenir une mesure de ploidy propre, l’ARN doit être dégradé.
- Après le temps d’incubation, mesurer les échantillons directement avec un cytomètre de flux. Sinon, gardez les échantillons à 4 °C, dans l’obscurité. Mesurez-les rapidement. Cependant, comme ces échantillons sont fixes, la mesure peut être retardée même de 24 à 48 heures. Assurez-vous que l’échantillon est bien feuilleté avant de le mesurer, ou passé à travers une passoire cellulaire, pour assurer une suspension à cellule unique.
- Les paramètres morphométriques tels que la diffusion vers l’avant et latérale ne sont pas maintenus après la fixation cellulaire. Le nuage de points avant/côté montrera un rétrécissement de la distribution cellulaire après la fixation. Cependant, la coloration du marqueur de surface est principalement préservée, et la stratégie de gating est à peine modifiée, permettant l’analyse du statut prpoidy aux différentes étapes de différenciation définies par des combinaisons de marqueurs de surface.
5. Analyse de différenciation mk
NOTE: Nous avons vu que la combinaison de CD31/CD71 permet de définir un certain nombre de portes qui correspondent à différentes étapes de différenciation MK. D’autres rétro-gating avec des marqueurs spécifiques au MK permettent la séparation des MKs matures et immatures. De plus, dans les échantillons frais, le rétro-contrôle pour vérifier la présence d’autres marqueurs utilisés, ou pour placer les populations dans les axes de diffusion avant/côté, affine l’évaluation des stades de différenciation du MC et permet de rejeter d’autres types de cellules qui pourraient être présents sur les mêmes populations.
- Utilisez un panel d’anticorps qui comprend des marqueurs précurseurs précoces (KIT, CD34), des marqueurs précurseurs communs (CD31, CD71) et des marqueurs de lignée, dont certains sont spécifiques (CD42A/CD42B, CD49B, CD41/CD61, CLEC2, GPVI, etc.) (voir les tableaux 1-2). L’utilisation du cocktail Lineage (Lin) (CD3, CD14, CD16, CD19, CD20 et CD56) permet également de « filtrer » les cellules hématopoïétiques matures qui pourraient ajouter du bruit à l’analyse (lors de la sélection de la population Lin). À titre d’exemple, nous allons passer en revue l’analyse des MKs dans les PBMC, la moelle osseuse et les cultures cellulaires dérivées du PBMC dans les résultats représentatifs.
6. Tri des cellules précurseurs MK et MK
REMARQUE: Les cellules colorées ont été analysées et triées sur un trieur de cellules activé par fluorescence FACS Aria IIu équipé de lasers à semi-conducteurs standard de 488 nm et 633 nm à l’aide du logiciel FACSDiva; les données ont en outre été analysées et présentées à l’aide du logiciel FlowJo et de la cytobanque (analyse viSNE). La pureté des fractions triées a été confirmée par l’analyse cytométrique de flux de chacune des fractions triées (pureté supérieure à 85%).
- Effectuer le tri cellulaire dès que possible ou dans l’heure 1 après l’incubation des anticorps afin d’éviter la détérioration cellulaire.
- Filtrer l’échantillon avec une passoire cellulaire de 100 μm pour assurer la suspension à cellule unique et l’intégrité du grand MK.
- Utilisez une buse en céramique de 130 μm, une pression de gaine réglée à 11 livres par pouce carré (PSI) et la fréquence d’entraînement de chute réglée sur 12 kHz pour diviser le flux en gouttes.
- Avant le tri, stérilisez la buse, la gaine et les lignes d’échantillonnage en effectuant une acquisition de 30 minutes avec de la pénicilline/streptomycine diluée 1:5 dans de l’eau stérile, suivie d’une acquisition de 10 minutes avec de l’eau stérile pour éliminer le décontaminant restant.
- Une fois que le flux s’est stabilisé, ajustez le drop-delay avec les perles recommandées afin de trier en mode de réglage fin plus de 97,5% des gouttes réfléchies à un débit de 400-1200 événements par seconde.
- Préparer les tubes FACS de collecte avec 500 μL de BSA à 2 % dans du PBS. Le pourcentage de BSA peut être augmenté jusqu’à 5-10%.
- Générez le modèle d’expérience avec les paramètres de matrice de compensation appropriés.
- Charger le tube FACS dans le cytomètre.
- Effectuer une mesure de l’échantillon pour définir les portes souhaitées et la pureté des populations de cellules cibles. Maintenez l’enregistrement activé pour afficher jusqu’à 200 000 événements dans les portes de population sélectionnées pendant le tri des cellules.
- FACS Aria IIu permet la séparation de jusqu’à 4 populations cellulaires différentes en même temps. Créez une nouvelle disposition de tri et sélectionnez le dispositif de collecte (4 tubes) et le mode de précision approprié (masque intermédiaire de pureté et de récupération est recommandé). Enfin, ajoutez la ou les populations d’intérêt à chaque champ d’emplacement de tri(Figure 3).
Figure 3: Représentation schématique du principe du tri cellulaire activé par fluorescence (FACS). Les particules traversent la buse de 130 μm et sont forcées de se décomposer en un flux de gouttelettes régulières en raison de l’application de vibrations sur la buse. Ensuite, les gouttelettes sont interrogées par le laser (point d’analyse) et les signaux sont traités pour donner la « décision de tri » en appliquant une charge à ces gouttelettes. Lorsqu’une gouttelette de charge traverse un champ électrostatique haute tension (plaque de détection), elle est déviée et recueillie dans le tube de collecte correspondant. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
- Chargez les tubes de collecte et commencez à trier les populations cibles.
- Centrifuger les tubes de collecte pendant 5 minutes à 95 x g et ressusciter la pastille cellulaire dans le volume approprié de BSA à 2 % dans du PBS.
- Mesurez à nouveau une fraction de chaque échantillon trié, pour calculer la pureté.
- Stockez les cellules de manière appropriée pour une utilisation ultérieure. Les cellules triées peuvent être utilisées pour des analyses cytologiques et moléculaires, ou peuvent être re-cultivées dans le but d’étudier le processus de différenciation d’une population cellulaire sélectionnée.
7. Préparation de l’échantillon après le tri
- Préparation de cytospins pour l’analyse cytologique avec une cytocentrifugation
- Amenez les cellules triées à un volume de travail facile à manipuler de 100 à 200 μL. Prenez en considération que la densité cellulaire dépendra du rendement de la population triée dans chaque cas.
- Placez une lame propre sur le support métallique et placez un dessus de filtre. N’oubliez pas d’étiqueter la lame et le filtre pour éviter de mélanger les échantillons.
- Ajoutez 100 μL de PBS sur le trou du filtre contre la glissière, de sorte que le filtre soit humidifié sur le bord du trou.
- Placez l’entonnoir, fermez le support métallique et placez-le à son endroit dans la centrifugeuse.
- Ajouter l’échantillon (100-200 μL) à l’intérieur de l’entonnoir.
- Centrifuger à 36 x g pendant 5 minutes. Les lames de cytospin peuvent être laissées sécher à l’air à TA (correctement couvertes pour prévenir la poussière) et peuvent être conservées à TA pendant 1 semaine avant l’immunomarquage ou l’histochimie.
- Pour l’immunomarquage
- Fixer les lames dans du paraformaldéhyde à 2% (PFA) dilué dans du PBS et incuber pendant 5min.
- Une fourchette de 0,5 à 4 % de PFA dans le PBS peut être utilisée. Dans nos mains, nous utilisons 4% pour obtenir la fixation appropriée des tissus ou de certains types de cellules, et 0,5% PFA dans PBS est suffisant pour les plaquettes. Lors de la configuration de cette technique, le bon pourcentage de PFA nécessite une optimisation par type/source de cellule.
- Incuber 5 min dans pbs.
- Incuber 5 min dans de l’éthanol à 50% (EtOH).
- Incuber 5 min dans 70% EtOH.
- Conserver dans 70% EtOH à -20ºC.
- Lors de l’exécution de l’immunomarquage, réhydrater et suivre les procédures standard (perméabilisation, lavage, blocage, incubations d’anticorps primaires et secondaires, conservation, etc.).
- Fixer les lames dans du paraformaldéhyde à 2% (PFA) dilué dans du PBS et incuber pendant 5min.
- Pour la cytochimie :
REMARQUE: Les lames peuvent être colorées avec la coloration May-Grünwald Giemsa ou la coloration pratique pour chaque but. - Pour un examen morphologique immédiat
- Ajoutez une goutte de support de montage sur la tache contenant des cellules du cytospin et placez une lamelle.
- Maintenir les lames à 4 °C au plus tard une semaine, à moins qu’elles ne soient scellées, ce qui permet un stockage à long terme même à TA. La fixation moyenne de montage permet un stockage à long terme à TA.
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Representative Results
Moelle osseuse et onoïdie
Sur la figure 4, nous montrons une analyse immunophénotypage représentative de la mégakaryopoïèse dans des échantillons de BM (aspiration) provenant de patients. En traçant la fraction cellulaire par rapport à CD71 et CD31, nous avons rated six populations principales: CD31- CD71- (rouge), CD31- CD71+ (bleu), CD31+ CD71- (orange), CD31+ CD71moyen (vert clair), CD31+ CD71+ (vert foncé) et CD31++ CD71mi (crème). Ces populations ne sont pas toujours présentes dans les mêmes positions (compte tenu des réglages constants du cytomètre), comme on peut le voir, et cela devrait être pris en compte. Cela pourrait être inhérent à l’état pathologique et au statut de la moelle osseuse. Le rétro-gating de ces six populations superposées dans des histogrammes contre un marqueur de maturation contenu dans le panneau (CD42A/CD42B), et à la diffusion vers l’avant, est montré sur la droite. La figure montre également un tracé par rapport à CD31/CD71 représentant une superposition des cellules CD42B+ avec la fraction cellulaire totale afin de visualiser la distribution des MKs plus matures. En termes généraux, la population CD31- CD71- ne contient pas de MKs ou de précurseurs de lignée, ne présente pas de marqueurs de maturation mk et est de plus petite taille. La population CD31- CD71+ contient principalement des cellules de la lignée érythroïde, bien qu’elle puisse également contenir des précurseurs de lignée commune, comme nous l’hypothèse à partir de nos observations. Il reste négatif pour les marqueurs de maturation mk, et selon la proportion de cellules érythroïdes antérieures ou ultérieures, la diffusion vers l’avant peut également fluctuer.
À titre d’exemple, le patient atteint du syndrome myélodysplasique (SMD) a une plus grande proportion de cellules érythroïdes immatures(c.-à-d.plus grandes), comparativement à d’autres patients. Les progéniteurs MK et les cellules matures se distribueront dans les cellules CD31+, avec une certaine variation. Cependant, comme on peut le voir en comparant l’analyse bm sur chaque pathologie, il y a quelques caractéristiques constantes. Des MKs plus matures sont présents dans la populationmoyenne CD31++ CD71 (crème), et les pathologies où cette maturation est « bloquée » comprennent la thrombocytopénie immunitaire (ITP) et un échantillon réactif de BM (avec inflammation sous-jacente). Tandis que dans le patient de lymphome il semble y avoir un équilibre entre les précurseurs tôt et les MKs en retard (portes orange et crème), cette proportion est changée dans le patient de DM (avec plus de précurseurs « bloqués ») et dans le patient de la leucémie myéloïde aiguë (AML) (avec MKs plus mûr). D’intérêt, le « blocus » semble être différent en comparant les pathologies entre elles: dans les pathologies en accord avec l’inflammation sous-jacente, le blocus pourrait être dû à une combinaison de défauts de maturation, de destruction(c’est-à-dired’auto-immunité) et de production de plaquettes par rupture de MK.
Figure 4: Immunophénotyìng de mégakaryopoïèse dans des échantillons de moelle osseuse humaine provenant de patients présentant différentes pathologies. Des échantillons représentatifs de moelle (nomenclature) provenant de patients diagnostiqués avec le lymphome(c.-à-d.,la nomenclature normale), le syndrome myelodysplastic (DM), la leucémie myéloïde aiguë (AML), la thrombocytopénie immunisée (ITP) et un patient présentant une nomenclature réactive due à une infection ont été analysés. En traçant la fraction cellulaire(c’est-à-direles cellules nucléées) par rapport à CD71 et CD31, nous avons délimité six populations principales: CD31 - CD71- (rouge), CD31- CD71+ (bleu), CD31+ CD71- (orange), CD31+ CD71mid (vert clair), CD31+ CD71+ (vert foncé) et CD31++ CD71mid (crème). Ces populations ne sont pas toujours présentes dans les mêmes positions (compte tenu des paramètres stables du cytomètre), comme on peut le voir, et cela devrait être pris en compte. Le rétro-gating de ces six populations superposées dans des histogrammes contre un marqueur de maturation contenu dans le panneau (CD42A/CD42B), et à la diffusion vers l’avant, est montré sur la droite. La figure montre également un tracé par rapport à CD31/CD71 représentant une superposition des cellules CD42B+ avec la fraction cellulaire totale afin de visualiser la distribution des MKs les plus matures. Les nombres correspondant aux portes dans le diagramme à points et les superpositions d’histogrammes sont représentés. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Nous avons ensuite entrepris d’analyser l’état lyoïdistique des populations mentionnées ci-dessus sur des échantillons de BM humains. La figure 5 montre un statut rachinoïdal croissant au sein des populations CD31+, que nous prévoyons être différent et caractéristique pour chaque contexte pathologique. Il est à noter qu’en raison de la fixation cellulaire et de la perméabilisation utilisées dans ces expériences, les diagrammes à points ne sont pas complètement comparables à ceux d’échantillons non fixes et non perméabilisés(figure 4).
Figure 5: Analyse mentoïdale des populations sélectionnées en fonction de l’expression de CD31/CD71, dans des échantillons de BM humaine. Échantillons représentatifs de moelle osseuse (BM) provenant de patients atteints de leucémie myéloïde aiguë (LAM) et de thrombocytopénie immunitaire (PTI). En traçant la fraction cellulaire(c’est-à-direles cellules nucléées) par rapport à CD71 et CD31, nous avons délimité six populations principales: CD31 - CD71- (rouge), CD31- CD71+ (bleu), CD31+ CD71- (orange), CD31+ CD71mid (vert clair), CD31+ CD71+ (vert foncé) et CD31++ CD71mid (crème). Ces populations ne sont pas toujours présentes dans les mêmes positions (compte tenu des paramètres stables du cytomètre), comme on peut le voir, et cela devrait être pris en compte. Le recul de ces six populations superposées dans les histogrammes contre Hoechst 33342 montre le statut ploïdique différent des populations et la tendance générale à augmenter la ploïdie avec la maturation (bien que les MKs puissent atteindre la maturité indépendamment du statut de polyploïdisation). Les nombres correspondant aux portes dans le diagramme à points et les superpositions d’histogramme sont représentés. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
PBMC et culture cellulaire
Sur la figure 6,nous montrons une analyse immunophénotypage représentative des PBMC et de la culture MK établie avec ces PBMC au jour 7 et au jour 11. Nous utilisons un panneau contenant le cocktail Lin, et nous montrons la fraction cellulaire des cellules vivantes avant et après Lin- sélection. Cette sélection négative peut entraîner la perte d’une fraction de MKs co-exprimant, par exemple, CD14, mais elle permet également une analyse plus raffinée. Lors du traçage de la fraction Lin- par rapport à CD71 et CD31, nous avons délimité cinq populations principales: CD31- CD71-, CD31- CD71+, CD31+ CD71-, CD31+ CD71mid et CD31++ CD71mid. Ces populations ne sont pas toujours présentes dans les mêmes positions (compte tenu des réglages constants du cytomètre), comme on peut le voir, et cela devrait être pris en compte. Dans ce cas, les différences ne sont pas seulement inhérentes à la santé individuelle ou à l’état pathologique, mais également à la capacité de différenciation MK des précurseurs dans la fraction PBMC. Le rétro-gating de ces cinq populations superposées dans les histogrammes contre d’autres marqueurs contenus dans le panneau (KIT et CD42B), et à la diffusion vers l’avant, est montré sur la droite. Les précurseurs de MC et les MKs à différents stades de maturation se trouvent dans les populations CD31+.
Figure 6: Immunophénotypage de la mégakaryopoïèse au cours de la culture cellulaire mk, y compris le matériau PBMC de départ. Analyse immunophénotypage représentative des PBMC et de la culture de MC réglée avec ces PBMC au jour 7 et au jour 11. Nous utilisons un panneau contenant le cocktail Lin, et nous montrons la fraction cellulaire(c’est-à-direles cellules nucléées) avant et après la sélection lin- . Cette sélection négative peut entraîner la perte d’une fraction de MKs co-exprimant, par exemple, CD14, mais elle permet également une analyse plus raffinée. Lors du traçage de la fraction Lin- par rapport à CD71 et CD31, nous avons délimité cinq populations principales: CD31- CD71-, CD31- CD71+, CD31+ CD71-, CD31+ CD71mid et CD31++ CD71mid. Ces populations ne sont pas toujours présentes dans les mêmes positions (compte tenu des paramètres stables du cytomètre), comme on peut le voir, et cela devrait être pris en compte. Le rétro-gating de ces cinq populations superposées dans les histogrammes contre d’autres marqueurs contenus dans le panneau (KIT et CD42B), et à la diffusion vers l’avant, est montré sur la droite. Les précurseurs de MC et les MKs à différents stades de maturation se trouvent dans les populations CD31+. La figure montre également un tracé par rapport à CD31/CD71 représentant une superposition des cellules CD42B+ avec la fraction cellulaire totale afin de visualiser la distribution des MKs les plus matures. Les nombres correspondant aux portes dans le diagramme à points et les superpositions d’histogrammes sont représentés. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Tableau 3 : Pourcentages de population des analyses de cytométrie en flux Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Dans les PBMC, les MKs sont dans la portemédiane CD31++ CD71, bien que leur taille ne soit pas aussi grande que nous l’avons vu avec les MKs cultivés. Cela peut être dû à l’une des deux options suivantes : les MKs dans les PBMC représentent une fraction de MKs immatures qui entrent dans la circulation, ou une fraction de MKs circulants matures qui ont perdu la complexité cytoplasmique. Nos expériences de tri suggèrent que ce dernier pourrait être la raison expliquant cette différence de taille. À l’appui de cette notion, l’expression de CD42B n’est pas présente dans 100% des cellules de ces populations (comme on peut également le voir dans les échantillons de BM sur la figure 4),probablement en raison de la perte de marqueurs de surface lors de la formation plaquettaires et /ou de l’excrétion plaquettaire. Cependant, dans les échantillons cultivés, les MKs dans les portes « matures », sont presque 100% CD42B+, et plus grand en taille. Ces dynamiques cellulaires hypothétiques devraient être étudiées plus avant et validées.
En raison des effets pléiotropes du TPO, ces cultures sont hétérogènes et asynchrones, ce qui rend difficile en soi l’analyse plus approfondie des étapes discrètes de différenciation mk. 19,20 Suite à l’expansion des progéniteurs antérieurs, les MKs à différents stades de maturation apparaîtront dans la culture du jour 6 au 10 (ou plus tôt, en raison de la variabilité du donneur) et augmenteront graduellement en nombre à mesure que les cellules engagées dans la lignée MK mûriront vers mk. Certains MKs subiront une différenciation terminale et commenceront à former des proplaquettes. Vers la fin de la culture, il y aura une augmentation progressive de la perte cellulaire due à « l’exténouation/épuisement » après la formation de proplaquettes et l’excrétion plaquettaire ou la mort cellulaire(figure 2).
Si vous utilisez des analogues du TPO au lieu du TPO recombinant, les concentrations doivent être testées.
La source des progéniteurs (adulte, sang de cordon) conditionnera les cultures, car les MKs provenant de sources de différents stades de développement ont leurs propres caractéristiques. De plus, les cultures à partir de progéniteurs CD34+ enrichis, tout en paraissant plus homogènes au début de la culture, atteindront un stade d’hétérogénéité et d’asynchronicité une fois que l’engagement et la différenciation de MKcommenceront 19,20.
Tri des cellules MK
Sur la figure 7,nous montrons une stratégie de gating représentative d’un échantillon de culture in vitro de MC au jour 10 de différenciation. En traçant la fraction cellulaire nucléée par rapport à CD31 et CD71, ou à la diffusion vers l’avant, nous pouvons distinguer deux populations principales caractérisées par la présence ou l’absence de CD31.
En traçant la fraction CD31+ par rapport à CD41 et CD71, nous pouvons griller quatre populations principales: CD41- CD71- (1), CD41faible CD71+ (2), CD41faible CD71+++ (3) et CD41+++ CD71+ (4), dans lesquelles d’autres marqueurs de surface (KIT et CD49B) ont été exprimés différemment, permettant l’identification du compartiment MK comme cellules CD41 très positives(Figure 7A). La pureté des fractions triées est montrée, ainsi que les colorations cytologiques des cytospins des fractions triées.
Afin de caractériser le spectre de population cellulaire dans les cultures PBMC-MK, l’analyse viSNE a été utilisée(Figure 7B). La carte viSNE sépare les cellules en sous-ensembles spatialement distincts en fonction de la combinaison de marqueurs qu’elles expriment. Chaque point de l’analyse viSNE représente une cellule individuelle colorée selon les niveaux d’expression de CD31, CD42A, CD71 et KIT.
Les cellules double négatif (CD31- et CD71-) sont principalement des lymphocytes résiduels (population 5) qui persistent tout au long de la culture dans ces conditions. Cette population a été triée dans un deuxième cycle de tri cellulaire en utilisant la fraction restante de l’échantillon.
Les portes 6 et 7 sont des cellules exprimantmoyennement et haut CD71, qui comprennent des progéniteurs érythroïdes et, potentiellement, d’autres précurseurs.
Nous devons prendre en compte les difficultés techniques dues à la nature hétérogène cellulaire de cette méthode de culture et à la nature collante des MKs matures qui entraînent la présence de MKs matures dans des sous-populations où ils n’ont pas leur place (voir la section remarques).
Figure 7: Analyse immunophénotypique de 10 jours de culture in vitro MKs. A) Stratégie de gating représentative utilisant CD31, CD41 et CD71, avec deux tours de tri, ce qui donne CD31+ populations 1-4 et CD31- populations 5-7. La pureté de chaque fraction triée a été analysée après tri, et est représentée avec une microphotographie représentative des cytospins souillés de chaque fraction triée. B) carte viSNE des cellules de culture de MK dérivées du PBMC du jour 10 mesurées par cytométrie en flux. La carte est construite en utilisant les niveaux d’expression de CD31, CD42B, CD71 et KIT, tels que mesurés par cytométrie de flux. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Traitement post-tri
Les populations triées peuvent être analysées par différentes méthodes, notamment l’analyse cytologique et moléculaire par immunofluorescence (voir section 7) afin d’évaluer les caractéristiques de LAC dans un contexte physiopathologique spécifique, ou de mieux étudier le processus de mégacaryopoïèse. Quelques exemples sont présentés à la figure 8.
Figure 8. Analyse MK post-tri. A) Analyse cytologique du compartiment trié de MK à partir d’une culture in vitro de 10 jours. La coloration De Mai-Grünwald Giemsa permet l’observation des caractéristiques clés des MKs matures, c’est-à-dire,la formation de pseudopodes (flèche rouge), hautement polyploïde MK (flèche bleue). B) Analyse d’immunofluorescence. Les cellules ont été colorées avec le facteur de von Willebrand anti-humain (montré en rouge, anticorps secondaire Alexa Fluor 555 Goat anti-souris IgG), anti-humain CD31 ou tandem CD41/CD61, tous deux conjugués avec FITC (montré en vert) et l’ADN nucléaire a été marqué avec DAPI (montré en bleu). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Remarques:
Les clés MK peuvent être triées à partir de régions inattendues en raison de la capacité à attacher des cellules à leur membrane (Figure 9). Ce problème peut être un problème pour obtenir des sous-populations de cellules de haute pureté. Pour minimiser les agrégats cellule-cellule, 1-5 mM d’EDTA peut être ajouté aux tampons de mélange de panneaux.
En outre, lors de l’utilisation de WB comme matériau de départ, nous avons proposé soit d’obtenir des PBMC, soit de lyser les RBCs pour utiliser directement la fraction cellulaire. Dans la figure 10, nous montrons l’analyse cytométrique en flux des deux méthodologies. D’une part, en lysant les globules rouges et en analysant l’ensemble du compartiment cellulaire, nous avons encore une grande quantité de neutrophiles. Ceux-ci peuvent être filtrés avec un marqueur spécifique (ou en utilisant la stratégie de cocktail Lin). Cependant, nous pouvons perdre certains MKs en raison de leur nature promiscuité liée à l’expression des marqueurs de surface. D’autre part, l’isolement PBMC nous permettra de nous débarrasser des neutrophiles ainsi que des globules rouges, bien que nous puissions perdre les MKs avec une densité plus élevée(c’est-à-direceux avec des caractéristiques cytoplasmiques plus complexes ou plus immatures). Comme le montre la figure 10,les MKs de WB lysés montrent une expression plus élevée des marqueurs de maturation, qui apparaît plus faible lors de l’isolement des PBMC. Le gradient de densité pourrait avoir comme conséquence la perte des MKs qui contiennent encore un cytoplasme complexe, tandis que ceux contenus dans la fraction PBMC, pourraient être déjà « épuisés » dans la circulation après avoir libéré des plaquettes, et de ce fait maintenir le noyau polyploïde dans un cytoplasme moins complexe. Ils ne doivent pas être confondus avec des MKs immatures. Chaque procédure a ses avantages et ses inconvénients.
Figure 9. La nature collante des MKs. Les MKs peuvent être trouvés dans des portes inattendues en raison de leur capacité à attacher des cellules à leur membrane. A-C) MKs triés dans les populations 1 (B) et 5 (A et C), selon la stratégie de point de passage pour le tri mk. Ce problème peut être un problème pour obtenir des sous-populations de cellules de haute pureté. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 10. Immunophénotypage de cytométrie d’écoulement des MKs de PBMCs ou de WB après avoir lysé les RBCs. A) Stratégie de gating. B) Taille (FSC), complexité cellulaire (SSC) et expression de CD42A, CD41, CD71 et KIT dans les MKs tels qu’identifiés dans les PBMC ou WB. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
La plupart des recherches portant sur l’étude de la mégakaryopoïèse par cytométrie en flux se limitent à ce jour à l’identification de sous-ensembles de MC en utilisant uniquement des marqueurs de surface spécifiques à la lignée(c’est-à-direCD42A/CD42B, CD41/CD61), tandis que les stades antérieurs de différenciation du MC ont été mal examinés. Dans le présent article nous montrons une stratégie immunophenotyping pour adresser une caractérisation cytometry complète d’écoulement de megakaryopoiesis humain. Dans l’ensemble, nous aimerions souligner l’utilité de combiner des marqueurs de surface spécifiques et non spécifiques au MC (tableaux 1 et 2) dans le même panel d’anticorps de cytométrie en flux pour l’étude de la mégakaryopoïèse de manière plus détaillée. Notre approche originale pourrait servir d’outil puissant pour faciliter le diagnostic et/ou le pronostic dans des désordres hématologiques. Nous considérons que les panels et combinaisons présentés ne sont pas définitifs. Nous avons observé un comportement très dynamique des marqueurs de surface dans les sources primaires humaines (principalement dans les échantillons de BM), qui dépend également de la pathologie sous-adjacente. D’autres études sont nécessaires, et nous espérons que la communauté scientifique commencera à appliquer cette approche en ce qui concerne la rétroaction avec des observations d’études se concentrant sur une seule pathologie et comment la stadification de la mégacaryopoïèse peut aider au diagnostic ou au pronostic. La mise en œuvre de la caractérisation combinée HSC et MK dans les tissus primaires, compte tenu des diverses voies d’engagement mk comme indiqué dans la section d’introduction, est pertinente et mérite d’autres développements. Le fait que nous soyons également en mesure de détecter les clés de référence dans les PBMC est tout à fait une observation. Nous présumons également que l’analyse des MKs dans cette source primaire aidera au diagnostic et au pronostic de la maladie, comme alternative très pertinente aux aspirats bm, puisque l’extraction d’un échantillon de sang n’est pas aussi invahissante. Cet aspect exige également un développement.
Malgré les limitations techniques associées aux caractéristiques biologiques des MKs (grande taille, fragilité osmotique, collant), nous avons pu trier différentes étapes de maturation dans plusieurs sources humaines de MC, en particulier dans les cultures cellulaires bm, pbmcs et pbmcs-dérivées. De futures études seront menées afin d’analyser les particularités de la mégacaryopoïèse dans d’autres sources humaines telles que le sang de cordon et dans différentes situations physiopathologiques. En outre, le potentiel de différenciation de chaque fraction cellulaire fermée et triée devrait être évalué dans les essais d’unités formant colonies (UFC) des progéniteurs mk (UFC-MC) afin d’évaluer objectivement le potentiel de différenciation de chaque population dans le voyage de mégakaryopoïèse. Tout en dépassant les limitations techniques que l’on pensait autrefois comme entravant le genre de mégacaryocytes matures, une telle nécessité exige toujours plus de perfection. D’une part, les omiques unicellulaires permettraient des études approfondies lors de l’application des panneaux d’immunophénotypage, mais si le tri physique est nécessaire, malgré la pureté des populations triées supérieure à 85% (basé sur l’expression des marqueurs de surface), d’autres variables doivent être prises en compte, qui sont encore difficiles à résoudre. Comme mentionné, les cultures MK ne sont pas synchrones et sont très hétérogènes. Les MKs eux-mêmes sont promiscuité dans l’expression des marqueurs de surface, partageant des marqueurs avec d’autres cellules hématopoïétiques et non myéloïdes et non hématopoïétiques. En outre, ils sont très difficiles à regrouper avec les variables morphométriques (Forward et Side Scatter) car ils se distribuent largement. D’autres études sont nécessaires pour affiner cette application, mais avec des efforts de collaboration, nous sommes plus près de réduire la mégakaryopoïèse.
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Disclosures
La production de matériel audiovisuel a été soutenue par BD Biosciences.
Acknowledgments
Nous remercions Marcos Pérez Basterrechea, Lorena Rodríguez Lorenzo et Begoña García Méndez (HUCA) et Paloma Cerezo, Almudena Payero et María de la Poveda-Colomo (HCSC) pour leur soutien technique. Ce travail a été partiellement soutenu par des subventions médicales (Roche SP200221001) à A.B., une bourse RYC (RYC-2013-12587; Ministerio de Economía y Competitividad, Espagne) et une subvention I+D 2017 (SAF2017-85489-P; Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades, Espagne et Fondos FEDER) à L.G., une subvention Severo Ochoa (PA-20-PF-BP19-014; Consejería de Ciencia, Innovación y Universidades del Principado de Asturias, Espagne) à P.M.-B. et une bourse postdoctorale intra-muros 2018 (Fundación para la Investigación y la Innovación Biosanitaria de Asturias - FINBA, Oviedo, Espagne) à A.A.-H. Nous remercions Reinier van der Linden d’avoir partagé ses connaissances (et son temps), en particulier ses sages conseils sur le mélange de panneaux d’anticorps marqués multicolores et la préparation du contrôle des perles unicolores.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 130 micron Nozzle | BD | 643943 | required for MK sorting |
| 5810R Centrifuge | Eppendorf | Cell isolation and washes | |
| A-4-62 Swing Bucket Rotor | Eppendorf | Cell isolation and washes | |
| Aerospray Pro Hematology Slide Stainer / Cytocentrifuge | ELITech Group | Automatized cytology devise, where slides are stained with Mat-Grünwald Giemsa | |
| CO2 Incubator Galaxy 170 S | Eppendorf | Cell Incubation | |
| Cytospin 4 Cytocentrifuge | Thermo Scientific | To prepare cytospins | |
| FACSAria IIu sorter | BD | Lasers 488-nm and 633-nm | |
| FACSCanto II flow cytometer | BD | Lasers 488-nm , 633-nm and 405-nm | |
| Olympus Microscope BX 41 | Olympus | Microphotographs | |
| Olympus Microscope BX 61 | Olympus | Microphotographs | |
| Zoe Fluorescent Cell Imager | BioRad | Microphotographs | |
| To obtain PBMCs | |||
| Lipids Cholesterol Rich from adult bovine serum | Sigma-Aldrich | L4646 | or similar |
| Lymphoprep | Stem Cell Technologies | #07801 | or similar |
| Penicillin-Streptomycin | Sigma-Aldrich | P4333 | or similar |
| Recombinant human Erythropoietin (EPO) | R&D Systems | 287-TC-500 | or similar |
| Recombinant human stem cell factor (SCF) | Thermo Fisher Scientific, Gibco™ | PHC2115 | or similar |
| Recombinant human thrombopoietin (TPO) | Thermo Fisher Scientific, Gibco™ | PHC9514 | or TPO receptor agonists |
| StemSpan SFEM | Stem Cell Technologies | #09650 | |
| Flow Cytometry Analyses | |||
| Bovine Serum Albumin | Merck | A7906-100G | or similar |
| BD CompBead Anti-Mouse Ig, κ/Negative Control Compensation Particles Set | BD | 552843 | Antibodies for human cells are generally from mouse. |
| BD Cytofix/Cytoperm | BD | 554714 | or similar |
| BD FACS Accudrop Beads | BD | 345249 | |
| CD31 AF-647 | BD | 561654 | Mouse anti-human |
| CD31 FITC | Immunostep | 31F-100T | |
| CD34 FITC | BD | 555821 | Mouse anti-human |
| CD41 PE | BD | 555467 | Mouse anti-human |
| CD41 PerCP-Cy5.5 | BD | 333148 | Mouse anti-human |
| CD42A APC | Immunostep | 42AA-100T | We observed unspecific binding... that needs to be assessed |
| CD42A PE | BD | 558819 | Mouse anti-human |
| CD42B PerCP | Biolegend | 303910 | Mouse anti-human |
| CD49B PE | BD | 555669 | Mouse anti-human |
| CD61 FITC | BD | 555753 | Mouse anti-human |
| CD71 APC-Cy7 | Biolegend | 334109 | Mouse anti-human |
| Hoechst 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
| Human BD Fc Block | BD | 564219 | Fc blocking - control |
| KIT PE-Cy7 | Biolegend | 313212 | Mouse anti-human |
| Lineage Cocktail 2 FITC | BD | 643397 | Mouse anti-human |
| RNAse | Merck | R6513 | or similar |
| Triton X-500 | Merck | 93443-500ML | or similar |
| Cell strainers for sorting | |||
| CellTrics Filters 100 micrometers | Sysmex | 04-004-2328 | Cell strainers |
| Note: we do not specify general reagents/chemicals (PBS, EDTA, etc) or disposables (tubes, etc), or reagents specified in previous published and standard protocols - unless otherwise specified. |
References
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