Mesures terminales du réflexe H chez la souris

Résumé

L’évaluation clinique de la spasticité basée sur le réflexe de Hoffmann (réflexe H) et utilisant la stimulation électrique des nerfs périphériques est une méthode établie. Ici, nous fournissons un protocole pour une stimulation nerveuse terminale et directe pour la quantification du réflexe H dans la patte avant de la souris.

Résumé

Le réflexe de Hoffmann (réflexe H), en tant qu’analogue électrique du réflexe d’étirement, permet une validation électrophysiologique de l’intégrité des circuits neuronaux après des lésions telles que des lésions de la moelle épinière ou un accident vasculaire cérébral. Une augmentation de la réponse réflexe H, ainsi que des symptômes tels que des contractions musculaires non volontaires, un réflexe d’étirement pathologiquement augmenté et une hypertonie dans le muscle correspondant, est un indicateur de spasticité post-AVC (PSS).

Contrairement aux mesures transcutanées plutôt non spécifiques aux nerfs, nous présentons ici un protocole pour quantifier le réflexe H directement au niveau des nerfs ulnaire et médian de la patte antérieure, qui est applicable, avec des modifications mineures, au nerf tibial et sciatique de la patte postérieure. Basée sur la stimulation directe et l’adaptation à différents nerfs, la méthode représente un outil fiable et polyvalent pour valider les changements électrophysiologiques dans les modèles de maladies liées à la spasticité.

Introduction

Le réflexe d’Hoffmann (H-reflex), du nom du physiologiste Paul Hoffmann, peut être évoqué par stimulation électrique des nerfs périphériques, qui transportent des axones de neurones sensoriels et moteurs provenant et conduisant aux mêmes muscles. C’est l’analogue électriquement induit du réflexe d’étirement monosynaptique, et partage la même voie¹. Contrairement à l’étirement musculaire, le réflexe H résulte d’une stimulation électrique. Lorsque les nerfs périphériques sont stimulés électriquement à faible intensité de courant, les fibres afférentes Ia sont généralement dépolarisées en premier en raison de leur grand diamètre^a....

Protocole

Toutes les expériences ont été menées conformément aux lois européennes et nationales sur les soins aux animaux et aux directives institutionnelles, et ont été approuvées par le Landesamt für Natur-, Umwelt-, und Verbraucherschutz Rhénanie-du-Nord-Westphalie (Az: 81-02.04.2019.A309). Le protocole est optimisé pour les souris adultes (environ 8-16 semaines de souris C57Bl/6J) et l’enregistrement des membres antérieurs. Il peut être facilement adapté en stimulant les nerfs respectifs du membre postérieur et en enregistrant les muscles de la patte postérieure (Figure 1B). Une description des électrodes d’enregistrement et de stimulation est ....

Résultats

À partir des n = 15 essais de stimulation par fréquence de stimulation et patte, sélectionnez au moins n = 10 enregistrements réussis pour l’analyse. Les essais comportant des erreurs de mesure (p. ex. onde M manquante) sont exclus de l’analyse. Analysez chaque essai séparément et générez une moyenne pour les comparaisons groupe/temps plus tard. La latence entre la stimulation et l’apparition de l’onde M et de l’onde H est enregistrée pour chaque essai. D’après notre expérience, l’onde M se produit environ 2 ms après la .......

Discussion

Contrairement aux mesures transcutanées du réflexe H décrites précédemment chez la souris⁶, nous fournissons une mesure plus directe et spécifique aux nerfs. Cette nouvelle approche peut être appliquée aux nerfs des membres antérieur et postérieur (p. ex., les nerfs médian, ulnaire et radial, et les nerfs tibial et sciatique, respectivement), ce qui rend cette méthode adaptable en tant qu’outil de diagnostic à de nombreux modèles de maladies (p. ex. accident vasculaire cérébral, sclérose en plaque.......

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Sous-pad absorbant	VWR	115-0684
Convertisseur AD	Cambridge Electronic Design, Royaume-Uni	CED 1401micro
Amplificateur	Atelier Institut zoologique, UoC-Stimulateur
numérique	Atelier Institut zoologique, UoC	MS 501
Électrodes EMG	Atelier Institut zoologique, UoC		Deux fils de cuivre torsadés et isolés (50 & micro ; m de diamètre extérieur) ont été soudés à une prise mâle et connectés à un amplificateur différentiel.
Pommade oculaire	Bayer	Bepanthen
Atelier de pipette en verre	Institut zoologique, UoC-Préparez		une pipette en verre pliée en un simple crochet en verre dans la flamme d’un bec Bunsen.
Boîte	chauffante MediHeat MediHeat	V1200
Coussin chauffant	WPI	61840 Coussin
Électrodes à crochet	Atelier Institut zoologique, UoC-Pour		dans des canules émoussées pour créer un contact mécanique direct. Soudez l’extrémité de la canule à des fils de cuivre (longueur d’environ 50 cm), qui sont connectés à un appareil de stimulation ou d’enregistrement.
Kétamine	Pfizer	Ketavet
Sonde rectale	WPI	RET-3
Unité d’isolement du stimulateur	Atelier Institut zoologique, UoC	MI 401
Stérilisateur	CellPoint Scientific	Germinator 500	La désinfection pré et postopératoire de routine de l’équipement chirurgical doit être effectuée par stérilisation thermique. Décontaminer les instruments pendant 15 s dans le bain de billes de verre chauffé (260° ; C).
Régulateur de température	WPI	ATC200
Vaseline
	Bayer	Rompun

chauffant produire les électrodes, pliez des broches miniatures en acier inoxydable en crochets à une extrémité et insérez-les Bayer-Xylazine