Quantification du transport du fer à travers le placenta de la souris in vivo à l’aide d’isotopes de fer non radioactifs

Le fer est essentiel à divers processus métaboliques, notamment la croissance et le développement, la production d’énergie et le transport de l’oxygène¹. Le maintien de l’homéostasie du fer est un processus dynamique et coordonné. Le fer est absorbé par les aliments dans le duodénum et transporté dans tout le corps dans la circulation liée à la protéine de transport du fer transferrine (Tf). Il est utilisé par chaque cellule pour les processus enzymatiques, incorporé dans l’hémoglobine dans les érythrocytes naissants et recyclé à partir d’érythrocytes âgés par les macrophages. Le fer est stocké dans le foie lorsqu’il est en excès et perdu du corps par hémorragie ou desquamation cellulaire. La quantité de fer en circulation est le résultat de l’équilibre entre la consommation et l’apport de fer, ce dernier étant étroitement régulé par l’hormone hépatique hepcidine (HAMP), le régulateur central de l’homéostasie du fer¹. L’hepcidine a pour fonction de limiter la biodisponibilité du fer dans le sang en occlusant ou en induisant une ubiquitination et en dégradant la ferroportine exportatrice de fer (FPN)². La réduction de la NPF fonctionnelle entraîne une diminution de l’absorption alimentaire du fer, une séquestration du fer dans le foie et une diminution du recyclage du fer des macrophages¹.

L’hepcidine est régulée par le statut en fer, l’inflammation, la pulsion érythropoïétique et la grossesse (revue dans ³). Étant donné que l’homéostasie du fer est très dynamique, il est important de comprendre et de mesurer le pool total de fer et la distribution et le renouvellement du fer. Les études animales reposaient traditionnellement sur des isotopes de fer radioactifs, une approche très sensible mais lourde pour mesurer la dynamique du fer. Cependant, dans des études plus récentes, y compris l’étude présentée ici⁴, des isotopes de fer stables non radioactifs (⁵⁸Fe) sont utilisés pour mesurer le transport du fer pendant la grossesse 5,6,7,8,9. Les isotopes stables sont des outils précieux pour étudier le métabolisme des nutriments (examiné dans ¹⁰). L’utilisation d’isotopes stables du fer dans les études humaines a démontré que i) l’absorption du fer augmente vers la fin de la gestation^5,6, ii) le transfert de fer alimentaire au fœtus dépend du statut en fer de la mère⁷, iii) le fer hémique ingéré par la mère est plus facilement incorporé par le fœtus que le fer non hémique 8, et iv) le transfert de fer au fœtus est négativement corrélé avec les taux d’hepcidine maternelle ^{8, 9}. Ces expériences ont mesuré les isotopes du fer dans les sérums ou leur incorporation dans les globules rouges; cependant, la mesure du fer incorporé dans les globules rouges peut à elle seule sous-estimer l’absorption réelle^{du fer 9}. Dans la présente étude, le fer hémique et non hémique est mesuré dans les tissus.

Pendant la grossesse, le fer est nécessaire pour soutenir l’expansion du volume de globules rouges maternels et pour le transfert à travers le placenta pour soutenir la croissance et le développement du fœtus¹¹. La dotation en fer fœtal dépend entièrement du transport du fer à travers le placenta. Au cours de la grossesse chez l’homme 12 et le rongeur ^4,13, les taux d’hepcidine diminuent considérablement, augmentant la disponibilité plasmatique du fer pour le transfert au fœtus.

Les principes fondamentaux du transport placentaire du fer ont été initialement caractérisés dans les années 1950-70 à l’aide de traceurs radioactifs (⁵⁹Fe et ⁵⁵Fe). Ces études ont déterminé que le transport du fer à travers le placenta est unidirectionnel 14,15 et que la transferrine diferrique est une source majeure de fer pour le placenta et le fœtus ^16,17. La compréhension actuelle du transport du fer placentaire est plus complète, bien que certains transporteurs de fer clés et mécanismes de régulation restent inconnus. Les modèles murins ont été essentiels pour comprendre la régulation et le transport^{du fer 18} parce que les principaux transporteurs et mécanismes sont remarquablement similaires. Les placentas humains et murins sont hémochorials, c’est-à-dire que le sang maternel est en contact direct avec le chorion fœtal¹⁹. Cependant, il existe des différences structurelles notables.

Le syncytiotrophoblaste est la couche cellulaire placentaire qui sépare la circulation maternelle et fœtale et transporte activement le fer et d’autres nutriments²⁰. Chez l’homme, le syncytiotrophoblaste est une seule couche de cellules fusionnées. En revanche, le placenta de souris est constitué de deux couches syncytiotrophoblastiques²¹, Syn-I et Syn-II. Cependant, des jonctions lacunaires à l’interface de Syn-I et Syn-II permettent la diffusion des nutriments entre les couches^22,23. Ainsi, ces couches fonctionnent comme une seule couche syncytiale similaire au syncytiotrophoblaste humain. D’autres similitudes et différences entre les placentas humains et murins sont examinées par Rossant et Cross²¹. Le transport placentaire du fer est déclenché par la liaison du fer-Tf du sang maternel au récepteur de la transferrine (TfR1) localisé sur la face apicale du syncytiotrophoblaste²⁴. Cette interaction induit l’internalisation du fer-Tf/TfR1 via l’endocytose médiée par la clathrine²⁵. Le fer est ensuite libéré de Tf dans l’endosome^{acide 26}, réduit en fer ferreux par une ferrireductase indéterminée, et exporté de l’endosome vers le cytoplasme par un transporteur qui reste à déterminer. Comment le fer est chaperonné dans le syncytiotrophoblaste reste également à décrire. Le fer est finalement transporté du côté fœtal par l’exportateur de fer, FPN, localisé sur la surface basale ou fœtale du syncytiotrophoblaste (examiné dans²⁷).

Pour comprendre comment la régulation physiologique et pathologique de TfR1, FPN et hepcidine affecte le transport placentaire du fer, des isotopes stables du fer ont été utilisés pour quantifier le transport du fer de la circulation maternelle au placenta et à l’embryon in vivo⁴. Cet article présente les méthodes de préparation et d’administration de la transférrine de fer isotopique à des souris gravides, le traitement des tissus pour la PCI-MS et le calcul des concentrations de fer dans les tissus. L’utilisation d’isotopes stables du fer in vivo peut être adaptée pour étudier la régulation et la distribution du fer dans différents modèles animaux afin d’étudier la régulation physiologique et pathologique du fer.

Tous les protocoles et procédures expérimentales sur les animaux ont été approuvés par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Californie à Los Angeles.

1. Préparation du ⁵⁸Fe-Tf

REMARQUE: Le protocole utilise ⁵⁸Fe; cependant, un protocole identique peut être utilisé pour ⁵⁷Fe. L’un ou l’autre isotope peut être utilisé et éliminé comme produit chimique de fer standard sans précautions supplémentaires.

1. Dissoudre 58 Fe dans 12 N HCl à 50 μL de HCl/mg de ⁵⁸Fe.
   1. Ajouter du HCl au métal dans le flacon en verre fourni par le vendeur et remplacez le bouchon lâchement. Pour dissoudre le fer, chauffer la solution ⁵⁸Fe/HCl à 60 °C pendant 1 h. Si elle n’est toujours pas dissoute, laisser la solution toute la nuit à température ambiante dans la hotte pour la dissoudre.
      NOTE: La solution dissoute de ⁵⁸Fe / HCl est de couleur orange jaunâtre.
      Fe₃O 4(s) + 8HCl(aq) → Fe(II)Cl2(aq) + 2Fe(III)Cl3_(aq) + _4H2O
2. Oxyder tout Fe(II)Cl2_{restant pour générer la solution de} Fe^(III)Cl3.
   1. Réchauffer la solution ^{de 58}Fe/HCl à 60 °C avec le bouchon enlevé pour faciliter l’oxydation.
   2. Ajouter 1 μL de solution à 35 %_H2O2par 50 μL de ^{solution 58}Fe/HCl pour faciliter davantage l’oxydation.
      Fe(^II)Cl2_(aq) + O2 + 4HCl → 4Fe(^III)Cl3_(aq) +_2H2O
3. Préparer la solution de chlorure ferrique (⁵⁸Fe^(III)_Cl3).
   1. Laisser la solution de chlorure ferrique dans la hotte à 60 °C avec le bouchon enlevé pour évaporer l’échantillon.
      NOTE: L’évaporation peut prendre entre un et plusieurs jours.
   2. Reconstituer 58 Fe(III)Cl3 à 100 mM avec du H2O ultrapur, et calculer la quantité de H2O ultrapure requise en fonction du poids initial du métal utilisé à l’étape 1.1 (poids moléculaire de ⁵⁸Fe^(III)_Cl3 est de _162,2).
4. Préparer le 58 Fe(III)-nitrilotriacétate (NTA) en incubant ^{le 58}Fe^(III)Cl3 avec du NTA à un rapport molaire de 1:5 en présence de 20 mM de _NaHCO3.
   1. Préparer 500 mM NTA dans 1 N NaOH.
   2. Préparer 5x tampon de chargement de transferrine (0,5 M HEPES, pH 7,5; 0,75 M NaCl).
   3. Préparer 1 M de_NaHCO3 en_H2Oultrapur.
   4. Dans un tube conique de 15 mL, ajouter 150 μL de solution de 100 mM de 58 Fe^(III)Cl3 (à partir de l’étape 1.3.2), 150 μL de NTA 500 mM préparé dans 1 N NaOH, 480 μL de_H2Oultrapur, 200 μL de tampon de charge de transferrine ^5xet 20 μL de solution de NaHCO₃ 1 M.
   5. Incuber le mélange pendant 5 min à température ambiante.
5. Charger apo-Tf avec 58 Fe^(III)-NTA pour former ⁵⁸Fe-Tf.
   NOTE: Ce protocole a été adapté de McCarthy et Kosman²⁸.
   1. Dissoudre 500 mg d’apo-Tf dans 4 mL de 1x tampon de chargement Tf.
   2. Dans le tube conique de 15 mL de l’étape 1.4.4 contenant 1 mL de la solution de ⁵⁸Fe^(III)-NTA, ajouter 4 mL de solution d’apo-Tf.
      NOTE: Il s’agit d’un rapport molaire 3: 1 de ⁵⁸Fe-NTA avec apo-Tf. Chaque Tf contient 2 sites de liaison Fe; l’excédent ^{de 58}Fe-NTA a été ajouté pour s’assurer que le Tf était complètement chargé.
   3. Pour permettre une charge maximale de ⁵⁸Fe-NTA sur apo-Tf, vérifier que la solution est à pH 7,5 et ajuster le pH, si nécessaire, avec NaHCO₃ ou HCl.
   4. Incuber pendant 2,5 h à température ambiante.
6. Retirer l’excès de ⁵⁸Fe^(III)-NTA non consolidé et le NTA libéré.
   1. Transférer la solution ⁵⁸Fe-Tf dans une colonne de coupure de poids moléculaire (coupure de 30 kDa) et centrifuger à 2 500 × g pendant 15 min à température ambiante.
   2. Laver la colonne avec 10 mL de 1x tampon de chargement de transferrine et centrifuger à 2 500 × g pendant 15 min à température ambiante. Répéter le lavage et la centrifugation, effectuer un lavage au sérum physiologique avec 10 ml de solution saline et centrifuger à 2 500 × g pendant 15 minutes à température ambiante.
7. Calculer la concentration de ⁵⁸Fe-Tf.
   NOTE: En raison de l’ajout de l’excès de ⁵⁸Fe à l’étape 1.5.2, supposons que toute la transferrine est diferrique. Comme 500 mg d’apo-Tf ont été utilisés, ~500 mg ⁵⁸Fe-Tf ont été produits à l’étape 1.5.4.
   1. Mesurer le volume récupéré par centrifugation après le lavage au sérum physiologique à l’étape 1.6.2.
   2. Diviser 500 mg par le volume récupéré pour déterminer la concentration (en mg/mL) de la solution ^{de 58}Fe-Tf.
8. Stériliser la solution ⁵⁸Fe-Tf à l’aide d’un filtre à seringue de 0,22 μm; conserver à 4 °C jusqu’à ce qu’il soit prêt à être utilisé.
   NOTE: ^{La solution de 58}Fe-Tf a été utilisée entre 1 et 4 semaines après la préparation.

2. Configurez des grossesses de souris chronométrées

1. Utilisez des souris femelles âgées de 6 à 8 semaines. Placez les animaux sur un régime pauvre en fer (4 ppm de fer) ou un chow standard (185 ppm de fer) pendant 2 semaines avant l’accouplement et maintenez les animaux sur les régimes respectifs tout au long de la grossesse.
2. Option 01: Confirmer la grossesse par prise de poids à E7.5.
   1. Installez plusieurs cages d’élevage. Pour chaque cage, combiner 2 femelles avec 1 mâle pendant la nuit; le jour suivant, lorsque les animaux sont séparés, est considéré comme un jour embryonnaire (E)0,5. Peser les femelles à E7.5 pour déterminer si elles sont enceintes. Accouplez à nouveau les mâles avec les femelles qui n’ont pas pris de poids.
      REMARQUE: Dans WT C57BL / 6, un gain de poids de 1 g à E7.5 est un bon indicateur de grossesse. Cette méthode garantit que l’implantation a eu lieu dans un délai spécifique de 16 heures, permettant un traitement synchrone de tous les animaux qui sont devenus gravides au cours de la même période d’accouplement.
3. Option 02: Confirmer la grossesse par des vérifications de bouchon.
   1. Combinez 2 femelles avec 1 mâle et effectuez des vérifications quotidiennes du bouchon pour déterminer si la copulation a eu lieu.
      REMARQUE: Cette méthode peut entraîner des grossesses décalées et la présence d’un bouchon ne garantit pas la grossesse.

3. Administrer ⁵⁸Fe-Tf par voie intraveineuse à des souris gravides E17.5

1. Préparer ⁵⁸Fe-Tf de l’étape 1.8 pour injection.
   1. Préparer une solution de ⁵⁸Fe-Tf à 35 mg/mL dans une solution saline; injecter 100 μL par souris.
   2. Remplir une seringue à insuline avec 100 μL de la solution de ⁵⁸Fe-Tf.
      REMARQUE : Chaque dose contient 3,5 mg de 58 Fe-Tf humain (5 μg de ⁵⁸Fe).
2. Anesthésier une souris enceinte à l’aide d’isoflurane.
   1. Utilisez un régulateur d’isoflurane avec une chambre.
   2. Utilisez les paramètres suivants : isoflurane à 5 %, 2 L/mL d’O2, 2 min.
   3. Confirmez que la souris est anesthésiée en recherchant l’absence de réponse à un pincement d’orteil.
   4. Appliquez du lubrifiant pour les yeux à la surface de l’œil et placez la souris sur un coussin chauffant.
3. Injectez lentement et prudemment la solution ^{de 58}Fe-Tf dans le sinus rétro-orbitaire.
4. Permettre à la souris de récupérer de l’anesthésie; Ne laissez pas l’animal sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait repris suffisamment conscience pour maintenir une position couchée sternale.
5. Six heures après l’injection, euthanasier les femelles enceintes E17.5 par surdose d’isoflurane.
   1. Effectuer une ponction cardiaque pour exsanguiner la souris comme une forme d’euthanasie secondaire.
   2. Épinglez les pieds avec des aiguilles pour la stabilisation.
6. Recueillir les placentas et les foies d’embryons.
   1. À l’aide de forceps stériles et de ciseaux à dissection, retirez soigneusement l’utérus de la souris enceinte. Coupez une unité placentaire fœtale-placentaire, qui comprend un seul fœtus et placenta dans le sac amniotique entouré d’une partie de l’utérus.
   2. Coupez soigneusement à travers l’utérus et le sac amniotique sans déranger le fœtus et le placenta.
   3. Décollez le sac amniotique et retirez le fœtus et le placenta.
   4. Coupez le cordon ombilical.
   5. Épongez le fœtus et le placenta sur une lingette propre pour éliminer l’excès de liquide amniotique.
   6. Notez les poids de l’ensemble du placentae.
   7. Couper chaque placenta en deux avec une lame de rasoir, placer chaque moitié dans un tube de 2,0 ml et congeler dans de l’azote liquide.
      REMARQUE : Étant donné que le 58 Fe ne nécessite pas de précautions particulières de manipulation et d’élimination, la moitié du placenta peut être utilisée pour la mesure du ⁵⁸Fe et l’autre moitié pour toute autre analyse, y compris la quantification de l’expression du récepteur de la transferrine (TFR1) et de la ferroportine (FPN) par transfert Western et qPCR.
   8. Pour prélever des foies d’embryons, sacrifiez l’embryon : utilisez une lame de rasoir pour décapiter rapidement l’embryon.
      REMARQUE : À E17.5, tous les embryons de l’utérus doivent être euthanasiés individuellement, même s’ils ne sont pas utilisés dans l’étude.
   9. Épinglez l’embryon pour la stabilisation, laissant l’abdomen exposé.
   10. À l’aide de ciseaux à dissection, faites une petite incision à l’endroit où le cordon ombilical était attaché, insérez une extrémité des ciseaux de dissection dans l’incision et effectuez une coupe du plan médian vers le plan coronal d’environ 1/4 de pouce. Ensuite, effectuez des coupes transversales planes pour exposer le foie fœtal.
   11. Utilisez une pince pour enlever le foie du fœtus.
   12. Enregistrer le poids du foie embryonnaire entier.
   13. Placez les foies entiers de l’embryon dans des tubes de 2 ml et congelez-les dans de l’azote liquide.
       NOTE: Alternativement, seule une partie du foie de l’embryon peut être utilisée pour la mesure de ⁵⁸Fe si des analyses supplémentaires sont souhaitées. L’utilisation de tubes de 2,0 mL permet une meilleure homogénéisation des tissus que les tubes de 1,5 mL.
7. Conservez les tissus indéfiniment à -80 °C.

4. Tissus de traitement pour l’analyse quantitative du fer par ICP-MS

1. Traiter les placentas et les foies fœtaux pour la quantification du fer non hémique.
   1. Décongeler les moitiés placentaires et le foie fœtal entier, et peser les moitiés placentaires (voir l’étape 3.6.12 pour l’enregistrement du poids du foie du fœtus).
   2. Ajouter 400 μL de solution de précipitation protéique (0,53 N HCl, 5,3% TCA).
   3. Homogénéiser le tissu à l’aide d’un homogénéisateur électrique.
   4. Incuber les échantillons à 100 °C pendant 1 h.
   5. Refroidir les échantillons dans de l’eau à température ambiante pendant 2 min.
   6. Ouvrez les bouchons pour relâcher la pression, puis refermez les tubes.
   7. Centrifuger à 17 000 × g pendant 10 min à température ambiante pour pelleter les débris tissulaires.
   8. Transférer délicatement le surnageant dans un nouveau tube étiqueté.
   9. Envoyez des échantillons pour analyse ICP-MS.
2. Traiter les placentas et les foies fœtaux pour la quantification de l’hème-fer.
   NOTE: Après extraction du fer non hémique à l’étape 1, le fer restant dans la pastille est principalement de l’hème.
   1. Noter le poids de chaque pastille à partir de l’étape 4.1.7.
   2. Digérer les granulés dans 10 mL de HNO₃ concentré à 70 % complété par 1 mL de 30 %_H2O2
      NOTE: Consulter le noyau ou le centre ICP-MS pour optimiser le volume de HNO₃ pour des études spécifiques; Le volume dépendra en partie du poids de l’échantillon.
   3. Chauffer les échantillons à 200 °C pendant 15 min.
   4. Envoyez les échantillons pour analyse ICP-MS.
      REMARQUE: Si la distinction entre les sources de fer hémique et non hémique n’est pas nécessaire et que seul le fer total est mesuré, le tissu entier peut être digéré dans HNO₃ comme première étape.

5. Analyse des données

NOTA: Les données de la PIC-SM ont été fournies à des concentrations de ⁵⁶Fe et ⁵⁸Fe en ng/mL ou en mg, ppb (tableau 1). ⁵⁶ Fe est l’isotope de fer le plus abondant dans la nature, et sa mesure reflète l’accumulation de fer dans le placenta / embryon pendant toute la grossesse, tandis que la mesure ⁵⁸Fe reflète le fer qui a été transféré pendant 6 heures après l’injection.

1. Soustrayez l’abondance naturelle de 58 Fe (0,28 % du Fe total) des valeurs mesurées de ⁵⁸Fe.
2. Calculer le nonhème total ⁵⁸Fe.
   1. Calculer le fer non hémique (ng) total du foie embryonnaire en multipliant d’abord la concentration en fer (ng/mL) calculée à l’étape 5.1 par le volume (mL) lors du traitement initial à l’étape 4.1.2 pour estimer ^{le total 58}Fe.
   2. Calculer la quantité de fer dans l’ensemble du placenta en prenant le poids total du placenta mesuré à l’étape 3.6.6 et en le divisant par le poids du placenta traité à l’étape 4.1.1. Multiplier cette valeur par le fer non hémique total (ng) calculé à l’étape 5.2.1 pour obtenir la teneur totale en ⁵⁸Fe non hémique du placenta.
3. Calculer l’hème total ⁵⁸Fe.
   1. Calculer l’hème total ⁵⁸Fe en multipliant d’abord la concentration en fer (ng/mg) calculée à l’étape 5.1 par le poids de la pastille (en mg) mesurée à l’étape 4.2.1.
   2. Ensuite, divisez le poids total du placenta mesuré à l’étape 3.5.1 par le poids de la pastille de placenta mesurée à l’étape 4.2.1. Multiplier cette valeur par le fer hémique total (ng) calculé à l’étape 5.3.1 pour obtenir la teneur totale en ^{hème 58}Fe du placenta.
4. Additionner les valeurs calculées de nonhème et d’hème ⁵⁸Fe pour déterminer la teneur totale en fer de chaque tissu.

Figure 1 : Résumé visuel des étapes du protocole. (A) Préparation de ⁵⁸Fe-transferrin. (B) Administration in vivo de ⁵⁸Fe-transferrine. C) Collecte et stockage des tissus. D) Traitement du placenta et du foie embryonnaire pour la quantification des espèces métalliques par ICP-MS. Abréviations : Fe = fer; NTA = acide nitrilotriacétique; Tf = transferrine; PPS = solution de précipitation protéique; Sup = surnageant; TCA = acide trichloracétique; ICP-MS = spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Une étude antérieure utilisant des isotopes de fer stables pour mesurer le transport du fer a démontré que la carence en fer maternelle entraînait la régulation négative de l’exportateur de fer placenta, FPN4. FPN est le seul exportateur de fer de mammifères connu, et l’absence de FPN pendant le développement entraîne la mort embryonnaire avant E9.529. Pour déterminer si la diminution observée de l’expression de FPN se traduisait fonctionnellement par une diminution du transport placentaire du fer, le 58Fe-Tf a été injecté par voie intraveineuse à des mères gravides, et le fer dans le placenta et l’embryon a été quantifié en présence d’une carence en fer maternelle.

Pour comprendre comment le transport du fer placentaire est affecté par le statut en fer maternel, la carence en fer a été modélisée chez la souris4. Les souris C57BL/6 femelles ont été soumises à un régime pauvre en fer (4 ppm de fer) ou standard (185 ppm de fer) pendant 2 semaines avant et pendant toute la grossesse. Ce régime alimentaire entraîne une baisse du fer non hémique hépatique maternel et du fer sérique et de l’hémoglobine à E12,5, E15,5 et E18,5 par rapport aux animaux suivant un régime standard4. À E18.5, les embryons de mères déficientes en fer avaient moins de fer dans le foie et étaient hypoferrémiques et anémiques que les embryons de mères remplies de fer. Trois souris gravides ont été utilisées dans chacun des groupes riches en fer et déficients en fer, et 2-3 placentas ont été utilisés sur chaque souris gravide pour l’analyse.

Pour quantifier le transport du fer placentaire, la 58 Fe-transferrine a été préparée et injectée par voie intraveineuse chez des mères gravides et 58Fe mesurée dans le placenta et le foie du fœtus par ICP-MS, comme décrit dans le protocole et illustré à la figure 1. Avant l’envoi d’échantillons de fer non hémique pour analyse ICP-MS, les niveaux de fer non hémique total ont été quantifiés indépendamment par une méthode de ferène décrite précédemment30. Les concentrations de fer non hémique mesurées par les méthodes ferène versus ICP-MS étaient fortement corrélées de manière significative dans tous les tissus mesurés (R2 = 0,94, P < 0,0001, n = 36). Les résultats représentatifs de la quantification ICP-MS des isotopes du fer sont présentés dans le tableau 1. Le total de 58Fe a été calculé comme décrit à l’étape 5 du protocole. Les données sont présentées comme du fer total plutôt que du fer hémique ou non hémique (Figure 2A-D) car l’objectif était de quantifier le fer total transféré dans le placenta et le fer total transféré à l’embryon à partir du placenta.

En moyenne, 21% de la dose administrée de 58Fe a été récupérée dans le placenta, le foie embryonnaire et le sérum embryonnaire combinés. La mesure de 56Fe donne un aperçu du transfert de fer à long terme dans le placenta et le foie embryonnaire tout au long de la grossesse. Le 56Fe placentaire total était similaire dans les groupes déficients en fer et répléthoriques (Figure 2A), tandis que le fer total du foie embryonnaire était diminué dans le groupe déficient en fer (Figure 2B). Cela était attendu sur la base de la diminution observée de la NPF placentaire dans le groupe4 déficient en fer, ce qui entraînerait une rétention de fer dans le placenta au détriment de l’embryon. Total 58Fe donne un aperçu du transport du fer à court terme. Dans cette étude, semblable à 56Fe, le 58 Fe placentaire était similaire dans les groupes déficients en fer et -remplis (Figure 2C), et le foie embryonnaire 58Fe a diminué dans le groupe déficient en fer (Figure 2D). Ces données indiquent que pendant la grossesse déficiente en fer, la régulation négative de la NPF placentaire entraîne une diminution du transport du fer vers l’embryon, ce qui entraîne des différences cumulatives dans la teneur en fer du placenta et de l’embryon.

Il est important de tenir compte de la dose de fer administrée, car elle pourrait entraîner des changements involontaires de la concentration d’hepcidine ou de l’expression du transporteur de fer31. Il a été démontré que la carence en fer maternelle entraînait une diminution du FPN4 placentaire. Pour déterminer si l’injection de Fe-Tf affectait cette régulation, le FPN placenta a été mesuré 6 h après l’injection par transfert Western. La dose de fer de 5 μg était insuffisante pour modifier la régulation placentaire de la NPF par carence en fer maternelle (Figure 3).

En résumé, cette méthode a été utilisée pour démontrer que la régulation physiologique de la NPF placentaire pendant la carence en fer maternelle entraîne une diminution du transport du fer à travers le placenta in vivo. Les isotopes stables du fer offrent une alternative sensible et quantifiable à la radioactivité pour la mesure du transport et de la distribution du fer, permettant l’utilisation simultanée de tissus pour des analyses supplémentaires.

Figure 2 : Transport de 56Fe et 58Fe à travers le placenta dans les grossesses déficientes en fer ou remplies de fer. Total 56Fe dans le placenta (A) et le foie embryonnaire (B). Total 58Fe dans le placenta (C) et le foie fœtal (D). L’analyse statistique a été effectuée à l’aide d’un test t de Student à 2 queues pour les valeurs normalement distribuées et autrement par le test de somme de rang U de Mann-Whitney (indiqué par un astérisque après la valeur P). Le nombre d’animaux est indiqué dans les axes x des diagrammes de boîtes et de moustaches. La partie supérieure du diagramme en boîte indique le 75e centile et le bas indique le 25ecentile; Les moustaches au-dessus de la case indiquent le 90e percentile, et celles sous la case indiquent le 10epercentile. La ligne continue à l’intérieur de la boîte indique la médiane et la ligne pointillée la moyenne. L’analyse statistique a été effectuée à l’aide d’un logiciel de représentation graphique scientifique et d’analyse de données. Ce chiffre a été modifié par rapport à4. Abréviation : Fe = fer. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Concentrations placentaires de TFR1 et de FPN. (A) L’expression de TFR1 et de FPN a été évaluée par transfert Western dans des placentas déficients en fer et remplis 6 h après le traitement des mères avec 58Fe-Tf. (B) L’expression protéique a été quantifiée et présentée sous forme d’expression protéique par rapport à la β-actine. L’analyse statistique a été effectuée à l’aide d’un test t de Student à 2 queues pour les valeurs normalement distribuées. Le nombre d’animaux est indiqué dans les axes x des diagrammes de boîtes et de moustaches. La partie supérieure du diagramme en boîte indique le 75e centile et le bas indique le 25ecentile; Les moustaches au-dessus de la case indiquent le 90e percentile, et celles sous la case indiquent le 10epercentile. La ligne continue à l’intérieur de la boîte indique la médiane et la ligne pointillée la moyenne. L’analyse statistique a été effectuée à l’aide d’un logiciel de représentation graphique scientifique et d’analyse de données. Ce chiffre a été modifié par rapport à4. Abréviations : TFR1 = récepteur de la transferrine; FPN = ferroportine. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Résultats représentatifs de la quantification ICP-MS de 56 Fe et 58Fe dans les placentas et les foies d’embryons. Abréviations : ppb = parties par milliard; stdev = écart type; ICP-MS = spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif.

EN est co-fondateur scientifique d’Intrinsic LifeSciences et de Silarus Pharma et consultant pour Protagonist, Vifor, RallyBio, Ionis, Shield Therapeutics et Disc Medicine. VS ne déclare aucun conflit.