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Article de méthode

Purification des protéines p53 ubiquitinées à partir de cellules de mammifères

3K vues

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DOI :

10.3791/63602

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21 mars 2022

 ,  , 
1Center for Translational Medicine, The Affiliated Zhangjiagang Hospital of Soochow University

Dans cet article

Résumé

Le protocole décrit une méthode étape par étape pour purifier les protéines ubiquitinées à partir de cellules de mammifères en utilisant la protéine suppresseur de tumeur p53 comme exemple. Les protéines p53 ubiquitinées ont été purifiées à partir de cellules dans des conditions strictes de non-dénaturation et de dénaturation.

Résumé

L’ubiquitination est un type de modification post-traductionnelle qui régule non seulement la stabilité, mais aussi la localisation et la fonction d’une protéine substrat. Le processus d’ubiquitination se produit intracellulaire chez les eucaryotes et régule presque tous les processus biologiques cellulaires de base. La purification des protéines ubiquitinées aide à étudier le rôle de l’ubiquitination dans le contrôle de la fonction des protéines substrat. Ici, une procédure étape par étape pour purifier les protéines ubiquitinées dans les cellules de mammifères est décrite avec la protéine suppresseur de tumeur p53 à titre d’exemple. Les protéines p53 ubiquitinées ont été purifiées dans des conditions strictes de non-dénaturation et de dénaturation. La protéine p53 totale marquée au drapeau cellulaire a été purifiée avec de l’agarose conjuguée à l’anticorps anti-drapeau dans des conditions non dénaturantes. Alternativement, la protéine ubiquitinée totale marquée His cellulaire a été purifiée à l’aide de résine chargée de nickel dans des conditions de dénaturation. Les protéines p53 ubiquitinées dans les éluats ont été détectées avec succès avec des anticorps spécifiques. En utilisant cette procédure, les formes ubiquitinées d’une protéine donnée peuvent être efficacement purifiées à partir de cellules de mammifères, facilitant ainsi les études sur les rôles de l’ubiquitination dans la régulation de la fonction protéique.

Introduction

L’ubiquitine est une protéine conservée au cours de l’évolution de 76 acides aminés 1,2,3. L’ubiquitine se lie de manière covalente aux résidus de lysine sur les protéines cibles par des cascades impliquant des enzymes activatrices (E1), conjuguées (E2) et ligases (E3). L’ubiquitine est d’abord activée par l’enzyme E1, puis transférée aux enzymes conjuguées E2. Par la suite, E3 ubiquitin ligases interagit à la fois avec les enzymes E2 chargées d’ubiquitine et les protéines de substrat et médie la formation d’une liaison isopeptidique entre le C-terminal de l’ubiquitine et un résidu de lysine dans le substrat 1,2,3,4,5. L’ubiquitination implique la fixation de fractions ubiquitine à des résidus de lysine sur des protéines substrats ou à elle-même, conduisant à une monoubiquitination ou une polyubiquitination des protéines. Ce processus d’ubiquitination se produit intracellulaire chez les eucaryotes et régule une grande variété de processus biologiques. L’ubiquitination entraîne la dégradation des protéines du substrat via le système ubiquitine-protéasome 1,2,3,4,5. De plus, l’ubiquitination module la localisation subcellulaire des protéines, la formation de complexes protéiques et le trafic de protéines dans les cellules 3,5. Les fractions ubiquitine ligaturées sur les protéines substrat peuvent être éliminées par des enzymes déubiquitinantes (DUB)6,7. Notamment, les différentes façons dont les chaînes ubiquitines sont assemblées fournissent une myriade de moyens pour réguler divers processus biologiques 1,5. Les rôles exacts de l’ubiquitination dans la régulation de la fonction des protéines du substrat restent incomplètement compris jusqu’à présent. La purification des protéines ubiquitinées contribue à l’élucidation des effets de l’ubiquitination des protéines sur une variété de processus cellulaires.

La protéine p53 est l’une des protéines suppressrices de tumeurs les plus importantes et présente des mutations génétiques ou une inactivation dans presque tous les cancers humains 8,9,10,11. La stabilité et l’activité de P53 sont délicatement régulées in vivo par des modifications post-traductionnelles, y compris l’ubiquitination, la phosphorylation, l’acétylation et la méthylation12,13. La protéine p53 a une demi-vie courte allant de 6 min à 40 min dans diverses cellules, ce qui résulte principalement de sa polyubiquitination et de sa dégradation protéasomale ultérieure10,12. La souris double minute 2 (Mdm2) est une ubiquitine ligase E3 de p53 qui se lie à l’extrémité N de p53 pour inhiber son activité transcriptionnelle12,14,15. Mdm2 favorise la polyubiquitination et la dégradation protéasomale de p53 pour contrôler sa stabilité et induit une monoubiquitination de p53 pour faciliter son exportation nucléaire12,14,15,16. Ici, l’ubiquitination p53 médiée par Mdm2 est utilisée comme exemple pour introduire une méthode de purification des protéines ubiquitinées à partir de cellules de mammifères en détail. Les régulateurs qui influencent le statut d’ubiquitination des protéines cibles peuvent être identifiés à l’aide de ce test d’ubiquitination in vivo lorsqu’ils sont surexprimés ou renversés / assommés dans des cellules de mammifères. En outre, les protéines ubiquitinées peuvent être utilisées comme substrats pour le test de déubiquitination in vitro. Un criblage à haut débit peut être effectué pour identifier des DUB spécifiques pour les protéines cibles en incubant des substrats ubiquitinés avec des DUB individuels. Les protéines ubiquitinées peuvent agir comme un échafaudage pour recruter des protéines de signalisation en aval dans les cellules. Un complexe protéique cible ubiquitiné peut être purifié par immunoprécipitation séquentielle dans des conditions de purification natives et identifié par spectrométrie de masse. Le protocole actuel peut être largement utilisé pour étudier les protéines cellulaires régulées par ubiquitination.

Plusieurs méthodes ont été établies pour purifier les protéines ubiquitinées, notamment l’utilisation d’ubiquitine marquée par affinité, d’anticorps ubiquitine, de protéines de liaison à l’ubiquitine et de domaines isolés de liaison à l’ubiquitine (UBD)17. Ici, nous fournissons un protocole utilisant l’ubiquitine marquée par affinité comme médiateur pour purifier les protéines ubiquitinées dans les cellules de mammifères. L’utilisation de l’ubiquitine poly-marquée offre des avantages par rapport aux autres méthodes. Les protéines ubiquitinées sont purifiées en présence de dénaturants puissants, ce qui réduit la liaison non spécifique à la résine chargée de nickel en linéarisant les protéines cellulaires et en perturbant les interactions protéine-protéine. En revanche, l’utilisation d’anticorps ubiquitine, de protéines de liaison à l’ubiquitine et d’UBD isolés comme médiateurs ne peut pas exclure efficacement les partenaires de liaison de la protéine cible, car la purification doit être effectuée dans des conditions moins strictes. De plus, la purification peut également conduire à une liaison accrue de protéines non apparentées à l’aide de ces médiateurs. De plus, il existe une propension à se lier à divers types de liaison ubiquitine ainsi qu’à la mono- et poly-ubiquitination par des protéines de liaison à l’ubiquitine ou des UBD isolés17. L’utilisation de l’ubiquitine poly-marquée contribue à abattre toutes les protéines cellulaires ubiquitinées. Alternativement, l’utilisation d’agarose conjuguée anti-Flag ou anti-HA disponible dans le commerce facilite l’immunoprécipitation de protéines cibles marquées Flag ou HA à grande échelle dans des conditions non dénaturantes. Une deuxième étape de purification, par exemple, par résine chargée de nickel ciblant l’ubiquitine marquée poly-His, peut être utilisée pour acquérir des protéines cibles ubiquitinées d’une grande pureté pour des expériences en aval. Notamment, une stratégie de purification du marquage des épitopes peut être adaptée lorsqu’un anticorps spécifique ne peut pas être acquis pour immunoprécipiter efficacement les protéines cibles. Enfin, la purification des protéines ubiquitinées dans les cellules de mammifères, en comparaison avec la purification in vitro, conserve le mode de liaison ubiquitine des protéines cibles dans des conditions plus physiologiques.

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Protocole

REMARQUE: Les cellules H1299 ont été aimablement fournies par la Banque de cellules souches de l’Académie chinoise des sciences et se sont révélées négatives pour la contamination par les mycoplasmes.

1. Culture cellulaire

  1. Pour la culture initiale, placer 1 x 106 cellules de lignée cellulaire d’adénocarcinome pulmonaire humain, H1299 dans une boîte de Petri de 10 cm avec 10-12 mL de milieu RPMI 1640 complété par 10% de sérum bovin fœtal (FBS), 1% d’additif glutamine, 1% de pyruvate de sodium et des antibiotiques (100 U/mL de pénicilline et 100 μg/mL de streptomycine). Maintenir les cellules à 37 °C dans un incubateur humidifié contenant 5% de CO2. Divisez les cellules tous les 2-3 jours selon le moment où elles atteignent 80% à 90% de confluence.
  2. Un jour avant la transfection, préparer 6-9 x 10 6 cellules pour trois boîtes de Petri et plaquer 2-3 x 106 cellules dans une seule boîte de Petri de 10 cm contenant 10-12 ml de milieu pour obtenir une confluence de 70%-90% pendant la transfection.
    REMARQUE: Les cellules HEK293T peuvent également être utilisées pour purifier les protéines ubiquitinées en raison de leur efficacité de transfection élevée et de leur niveau d’expression protéique.

2. Transfection plasmidique

  1. Ajouter 1,5 mL de milieu sérique réduit dans trois tubes centrifugés de 15 mL.
  2. Ajouter l’ADN plasmidique prêt pour la transfection dans chaque tube pour faire les dilutions comme suit. Tube 1 : 1 μg de plasmide Flag-p53, 12 μg de vecteur vide ; Tube 2 : 1 μg de plasmide Flag-p53, 3 μg de plasmide His-HA-Ub (HH-Ub) et 9 μg de vecteur vide ; Tube 3 : 1 μg de plasmide Flag-p53, 3 μg de plasmide HH-Ub et 9 μg de plasmide Mdm2. Ajouter un total de 0,2 μg de plasmide de protéine fluorescente verte (GFP) à chaque tube pour surveiller l’efficacité de la transfection.
    NOTE: Une expérience pilote doit être effectuée pour déterminer les quantités optimales de plasmides nécessaires pour obtenir une expression efficace des protéines cibles dans les cellules.
  3. Ajouter 78 μL de réactif de transfection des liposomes à 4,5 mL de milieu sérique réduit dans un autre tube de centrifugation pour diluer les liposomes. Bien mélanger en agitant le tube et laisser reposer pendant 5 min à température ambiante (RT).
  4. Ajouter 1,5 mL de la solution de liposomes diluée dans chaque tube de l’étape 2.2 contenant 1,5 mL de la solution d’ADN dilué. Bien mélanger et réticuler les plasmides avec les liposomes pendant au moins 20 minutes à TA. Utilisez un rapport ADN plasmidique: liposome de 1:2 (μg:μL) pour chaque transfection.
  5. Jeter le milieu original des boîtes de Petri et ajouter 9 ml de milieu sérique réduit dans chaque boîte. Ajouter 3 mL du mélange liposome-ADN à chaque plat et mélanger la solution en secouant doucement la plaque d’avant en arrière 3x, puis à gauche et à droite 3x pour une répartition uniforme du mélange dans la plaque.
  6. Culture des cellules dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 5% de CO2. Remplacez le milieu après 4-6 h et continuez à cultiver les cellules pendant 24-36 h.

3. Collecte de cellules

  1. Après 24-36 h, traiter les cellules avec MG132 à une concentration finale de 10 μM pendant 4-6 h.
    REMARQUE: MG132 est un aldéhyde peptidique qui bloque efficacement l’activité protéolytique du complexe protéasome 26S. Les quantités de protéines ubiquitinées avec des chaînes de polyubiquitine liées à la lysine-48 (K48) peuvent être augmentées après que les cellules sont traitées avec MG132 ou d’autres inhibiteurs du protéasome.
  2. Jeter le milieu, laver les cellules 2x (en prenant soin de ne pas rincer les cellules) avec une solution saline tamponnée au phosphate glacé (PBS) et aspirer les cellules avec des pipettes sérologiques.
  3. Ajouter 1 mL de PBS à la boîte, retirer les cellules en grattant avec un grattoir propre et transférer la suspension cellulaire dans des tubes de microcentrifugation. Centrifuger à 700 x g pendant 5 min pour recueillir les pastilles cellulaires.

4. Purification des protéines ubiquitinées dans des conditions non dénaturantes

  1. Préparer le tampon de lyse Flag (50 mM Tris-HCl (pH 7,9), 137 mM NaCl, 10 mM NaF, 1 mM éthylène diamine tétraacétique acide (EDTA), 1% Triton X-100, 0,2% sarkosyl et 10% glycérol) fraîchement complété avec un cocktail inhibiteur de protéase avant utilisation.
  2. Ajouter 800 μL de tampon de lyse Flag glacé aux cellules de chaque tube, mélanger les cellules à l’aide d’un oscillateur vortex ou d’un pistolet à pipette, puis incuber le mélange sur un rotateur à 4 °C pendant 30 min.
  3. Soumettre le mélange à 5-10 brèves impulsions d’ultrasons. Effectuez les ultrasons sur la glace à une fréquence de sonication de 20 kHZ et une amplitude de 80% avec chaque impulsion d’une durée de 1 s. Incuber le mélange sur un rotateur à 40 tours par minute (tr/min) à 4 °C pendant 30 min.
  4. Centrifuger les échantillons ultrasoniques à 8 000 x g pendant 20-30 min à 4 °C. Transférer le surnageant dans un nouveau tube microcentrifugeux.
  5. Aliquote 80 μL (1/10) de la cellule extraire et mélanger avec 20 μL de 5x tampon de charge de dodécylsulfate de sodium (SDS). Faire bouillir les échantillons à 98 °C pendant 5 min, laisser refroidir sur de la glace pendant 2 min et conserver à -20 °C jusqu’à utilisation. Utilisez ces échantillons comme groupe d’entrée pour surveiller l’expression des protéines.
  6. Ajouter 30 μL de billes conjuguées à des anticorps anti-Flag M2 (Flag/M2) aux extraits cellulaires restants et incuber sur un rotateur à 4 °C pendant au moins 4 h ou toute la nuit.
  7. Centrifuger à 1 500 x g pendant 2 min à 4 °C pour recueillir les billes. Ajouter 1 ml de tampon de lyse Flag glacé aux billes et mélanger en retournant le tube plusieurs fois.
  8. Centrifuger à 1 500 x g pendant 2 min à 4 °C pour recueillir les billes. Répétez l’étape 4.7 pendant 4 à 6 fois.
  9. Ajouter 40 μL de peptides Flag à une concentration finale de 200 ng/μL aux billes et incuber sur un rotateur à 4 °C pendant 2 h pour éluer les protéines liées.
  10. Centrifuger à 1 500 x g pendant 5 min à 4 °C. Transférer le surnageant dans un nouveau tube microcentrifugeux.
  11. Ajouter 10 μL de 5x tampon de chargement SDS, faire bouillir le mélange à 98 °C pendant 5 min, refroidir sur de la glace pendant 2 min et conserver à -20 °C pour le Western blot. Vous pouvez également stocker l’éluat de l’étape 4.10 directement à -80 °C pour d’autres expériences en aval.
    REMARQUE: La quantité de protéines ubiquitinées purifiées peut être augmentée en augmentant le nombre de cellules et les quantités de plasmides transfectés. Une stratégie de marquage des épitopes peut être adaptée pour purifier les complexes cellulaires qui se lient spécifiquement à p53 ubiquitiné dans des conditions de purification natives. En co-exprimant Flag-p53, mdm2 et HA-ubiquitine, le complexe protéique p53 ubiquitiné peut être immunoprécipité par une agarose séquentielle conjuguée à l’anticorps Flag et HA provenant de cellules de mammifères. Pour conserver les partenaires de liaison des protéines p53 ubiquitinées, le tampon de lyse BC100 moins strict (20 mM Tris-HCl (pH 7,9), 100 mM NaCl, 10% glycérol, 0,2 mM EDTA, 0,2% Triton X-100 et 1x inhibiteur de protéase) doit être utilisé pendant le processus de purification. L’éluat du peptide HA est soumis à la spectrométrie de masse pour identifier tous les partenaires qui se lient spécifiquement à p53 ubiquitiné.

5. Purification des protéines ubiquitinées dans des conditions de dénaturation

  1. Ajouter 1 mL de PBS glacé aux granulés de cellules obtenus à l’étape 3.3 et mélanger uniformément. Aliquote 100 μL (1/10 volume) de la suspension cellulaire dans un tube microcentrifuge comme échantillon d’entrée.
  2. Centrifuger à 700 x g pendant 5 min à 4 °C pour recueillir les pastilles de cellule. Ajouter 80 μL de tampon de lyse Flag à l’échantillon d’entrée, mélanger les cellules à l’aide d’un oscillateur vortex ou d’un pistolet à pipette et lyser les cellules sur de la glace pendant 1 h.
  3. Centrifuger à 8 000 x g pendant 20-30 min à 4 °C. Aliquote 80 μL du surnageant dans un nouveau tube microcentrifugeux.
  4. Ajouter 20 μL de tampon de chargement FDS 5x au surnageant, faire bouillir à 98 °C pendant 5-10 min, refroidir sur de la glace pendant 2 min et conserver à -20 °C jusqu’à utilisation.
  5. Centrifuger les 900 μL restants de la suspension cellulaire à 700 x g pendant 5 min à 4 °C pour recueillir la pastille de cellule. Ajouter 1 mL de tampon ubiquitine 1 (tampon UB 1; guanidine-HCI 6 M, 0,1 M Na 2 HPO 4, 6,8 mM NaH 2 PO4, 10 mM Tris-HCI (pH 8,0) et0,2% Triton X-100, fraîchement complété avec 10 mM β-mercaptoéthanol et 5 mM imidazole) aux pastilles cellulaires et mélanger plusieurs fois en pipetant de haut en bas pour répartir uniformément les cellules.
    NOTE: La concentration d’imidazole peut varier de 5 mM à 20 mM pour diminuer la liaison protéique non spécifique sur la résine chargée de nickel. Le tampon ubiquitine contient du chlorhydrate de guanidine, qui inactive à la fois les ligases et les DUB. β-mercaptoéthanol est un liquide clair et incolore avec une odeur forte et désagréable semblable à celle des œufs pourris. Une solution à forte concentration causera de graves dommages aux muqueuses, aux voies respiratoires supérieures, à la peau et aux yeux. Portez des gants et des lunettes de protection et opérez dans la hotte.
  6. Soumettre les lysats cellulaires à 10-20 cycles d’ultrasons jusqu’à ce que la solution ne soit plus visqueuse. Effectuez les ultrasons sur la glace à une fréquence de sonication de 20 kHZ et une amplitude de 80% avec chaque impulsion d’une durée de 1 s. Centrifuger à 8 000 x g pendant 20-30 min à TA et transférer le surnageant dans un nouveau tube de microcentrifugeuse.
  7. Ajouter 30 μL de résine chargée de nickel au surnageant et incuber sur un rotateur réglé à 15 tr/min pendant 4 h ou toute la nuit à TA. Centrifuger à 1 500 x g pendant 2 min à TA pour recueillir les billes.
  8. Ajouter 1 mL de tampon UB 1, incuber en rotation dans un agitateur pendant 10 min à TA et centrifuger à 1 500 x g pendant 2 min à TA pour recueillir les billes.
  9. Ajouter 1 mL de tampon ubiquitine 2 (tampon UB 2; urée 8 M, 0,1 M Na 2 HPO 4, 6,8 mM NaH 2 PO4, 10 mM Tris-HCI (pH 8,0) et 0,2% Triton X-100) aux billes, incuber en rotation dans un agitateur pendant 10 min à TA et centrifuger à 1 500 x g pendant2min pour recueillir les billes. Répétez cela une fois de plus.
  10. Aux billes, ajouter 1 mL de PBS, incuber en rotation dans un agitateur pendant 10 min à TA et centrifuger à 1 500 x g pendant 2 min à TA pour recueillir les billes. Répétez cela une fois de plus.
  11. Éluer les protéines liées en incubant les billes avec 40 μL d’imidazole à une concentration finale de 0,5 M pendant 1 h à TA. Centrifuger à 1 500 x g pendant 2 min à TA.
  12. Transférer le surnageant dans un tube microcentrifuge propre, ajouter 10 μL de 5x tampon de chargement SDS, faire bouillir à 98 °C pendant 5 min, refroidir sur de la glace pendant 2 min et conserver à -20 °C pour le Western blot. Sinon, stockez l’éluat non traité à -80 °C pour d’autres expériences en aval.

6. Détection de protéines ubiquitinées purifiées par transfert Western

  1. Résoudre les échantillons des étapes 4.11 et 5.12 par électrophorèse sur gel de polyacrylamide de dodécylsulfate de sodium (SDS-PAGE), puis les transférer sur une membrane de nitrocellulose par transfert Western pour détecter les protéines cibles à l’aide des anticorps correspondants décrits18.
  2. En bref, incuber la membrane en immergeant dans 20 mL de solution bloquante contenant 5% de poudre de lait defat dans un tampon TBST (15 mM Tris-HCI; pH = 7,6, 4,6 mM Tris-base, 150 mM NaCI, fraîchement complété avec 0,1% Tween-20 avant utilisation) à TA pendant 1 h. Ensuite, incuber la membrane avec des anticorps primaires à TA pendant 2 h ou toute la nuit à 4 °C. Utilisez les anticorps suivants pour chaque série. Tous les anticorps primaires ont été utilisés à une dilution de 1:1000.
    1. Détecter la protéine p53 totale, y compris la protéine p53 ubiquitinée, à l’aide d’un anticorps monoclonal anti-p53 après immunoprécipitation avec des billes d’agarose Flag/M2.
    2. Détecter les protéines p53 ubiquitinées avec un anticorps anti-HA ou anti-ubiquitine après immunoprécipitation avec des billes d’agarose Flag/M2.
    3. Détecter les protéines p53 ubiquitinées avec un anticorps monoclonal anti-p53 après extraction de résine chargée de nickel.
    4. Détecter la protéine ubiquitinée totale avec un anticorps anti-HA ou un anticorps anti-ubiquitine après l’extraction de la résine chargée de nickel.
  3. Incuber la membrane avec des anticorps secondaires conjugués à la peroxydase de raifort (HRP) à TA pendant 1 h après avoir lavé 3x avec un tampon TBST pendant 5 min chacun. Tous les anticorps secondaires ont été utilisés à une dilution de 1:3000. Ensuite, laver la membrane avec un tampon TBST 3x pendant 5 min chacune en agitant doucement.
  4. Démarrer le système d’imagerie par chimiluminescence pour détecter les signaux du Western blotting. Préparer la solution de substrat pour HRP en mélangeant les solutions A et B dans un rapport de 1:1.
  5. Placer la membrane de nitrocellulose dans la camera obscura face vers le haut et enduire la solution de substrat uniformément sur la membrane à l’aide d’un pistolet à pipetage. Sélectionnez la procédure d’exposition automatique pour capturer les signaux chimioluminescents et ajustez manuellement le temps d’exposition jusqu’à ce qu’un signal idéal soit acquis.

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Résultats

Le diagramme schématique montre les protéines p53 (Flag-p53) et His/HA ubiquitin double-marqué (HH-Ub) (Figure 1A). Les procédures utilisées pour purifier les protéines ubiquitinées sont résumées à la figure 1B. L’ubiquitine marquée par Poly-His peut être ligaturée pour cibler les protéines dans les cellules de mammifères. Les protéines ubiquitinées peuvent être purifiées avec des billes Flag/M2 dans des conditions non dénaturantes ou par chromatographie d’affin...

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Discussion

L’ubiquitination joue un rôle essentiel dans presque tous les processus cellulaires physiologiques et pathologiques2. Ces dernières années, de grands progrès ont été réalisés dans la compréhension du rôle moléculaire de l’ubiquitine dans les voies de signalisation et de la façon dont les changements dans le système ubiquitine conduisent à différentes maladies humaines2. La purification des protéines ubiquitinées contribue à fournir un aperçu des rôles exacts de l’ubiquitina...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par une subvention de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81972624) à D.L.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
&beta ;-mercaptoéthanolSangon BiotechM6250
Amersham ECL Souris IgG, AB entier lié à la HRP (provenant de moutons)GE healthcareNA931Antibdoy secondaire
Amersham ECL Rat IgG, AB entier lié à la HRP (provenant de l’âne)GE healthcareNA935Antibdoy secondaire
Anti-Flag M2 Affinity GelSigma-AldrichA2220FLAG/M2 billes
Anticorps monocolonal anti-GFPSanta cruzsc-9996Anticorps primaire
Anti-HA Haute AffinitéRoche11867423001Anticorps primaire
Anticorps monocolonal anti-Mdm2 (SMP14)Santa cruzsc-965Anticorps primaire
Anticorps monocolonal anti-p53 (DO-1)Santa cruzsc-126Anticorps primaire
EDTASigma-AlddichE5134solvant
Sérum de veau fœtalVivaCellC04001-500FBS
FLAG PeptideSigma-AlddichF3290Préparer le tampon d’élution
GlutaMAXGibco35050-061supplément
Guanidine-HCISangon BiotechA100287-0500solvant
H1299Banque de cellules souches, Académie chinoise de Sciences
Image LabLogiciel Bio-rad
ImmidazoleSangon BiotechA500529-0100solvant
Immobilon Western Chemiluminescent HRP SubstratMilliporeWBKLS0500
Lipofectamine 2000 réactifsInvitrogen11668019Réactif de transfection
MG132MedChemExpressHY-13259Inhibiteur de protéasome
Na2HPO4Sangon BiotechA501727-0500solvant
NaClSangon BiotechA610476-0005solvant
NaFSigma-Alddich201154solvant
NaH2PO4Sangon BiotechA501726-0500solvant
Ni-NTA AgaroseQIAGEN30230chargée de nickel
Membrane buvard en nitrocelluloseGE healthcare106000020,45 & micro ; m taille des pores
Opti-MEM sérum réduit moyenGibco31985-070Milieu de transfection
PBSCorning21-040-cv
Pénicilline-Streptomycine SolutionSangon BiotechE607011-0100antibiotique
Cocktail d’inhibiteurs de protéaseSigma-AldrichP8340
RPMI 1640Biological Industries01-100-1ACSmedium
SarkosylSigma-AlddichL5777solvant
SDS Tampon de chargementBeyotimeP0015L
Pyruvate de sodiumGibco11360-070supplément
Tris-baseSangon BiotechA501492-0005solvant
Tris-HCISangon BiotechA610103-0250solvant
Triton X-100Sangon BiotechA110694-0500réactif
Tween-20Sangon BiotechA100777-0500supplément
Système d’imagerie par chimiluminescence ultra haute sensibilitéBio-radChemiDoc XRS+
UreaSangon BiotechA510907-0500solvant
résine

Références

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