Développement d’une sonde de microscopie à force atomique basée sur un dard bio-hybride Mosquito Stinger

Résumé

Des études quantitatives et contrôlées sur les comportements des insectes piqueurs sont cruciales pour concevoir des stratégies efficaces de lutte contre les maladies à transmission vectorielle. Dans ce contexte, une méthode de fabrication d’une sonde de microscopie à force atomique (AFM) bio-hybride est introduite.

Résumé

Les moustiques, connus pour être les animaux les plus meurtriers pour l’homme en raison de leur capacité à transmettre des maladies, posent un défi persistant à la santé publique. La stratégie de prévention primaire actuellement utilisée implique des répulsifs chimiques, qui s’avèrent souvent inefficaces car les moustiques développent rapidement une résistance. Par conséquent, l’invention de nouvelles méthodes préventives est cruciale. Un tel développement repose sur une compréhension approfondie des comportements de piqûre de moustique, ce qui nécessite une configuration expérimentale qui reproduit avec précision des scénarios de piqûre réels avec des paramètres de test contrôlables et des mesures quantitatives. Pour combler cette lacune, une sonde de microscopie à force atomique (AFM) bio-hybride a été conçue, avec un dard biologique - plus précisément, un labrum de moustique - comme pointe. Cette sonde bio-hybride, compatible avec les systèmes AFM standard, permet une simulation quasi authentique des comportements de pénétration des moustiques. Cette méthode marque une avancée dans l’étude quantitative des mécanismes de piqûre, conduisant potentiellement à la création de barrières efficaces contre les maladies à transmission vectorielle (MTV) et ouvrant de nouvelles voies dans la lutte contre les maladies transmises par les moustiques.

Introduction

L’Organisation mondiale de la santé (OMS) a indiqué que les maladies à transmission vectorielle (MTV) représentent plus de 17 % de toutes les maladies infectieuses, qui causent plus de 7 000 000 décès par an dans le monde. Par exemple, en tant qu’animal le plus mortel au monde, les moustiques propagent de nombreux agents pathogènes, tels que la dengue, le paludisme et le Zika, par l’intermédiaire d’arthropodes hématophages, entraînant 700 millions d’infections chaque année¹. Les explorations vers le développement de mesures efficaces pour prévenir les VBD sont d’une importance cruciale, y compris l’imitation des comportements de pénétration des moustiques pour étudier leurs mécanismes de piqûre et l’étude des barrières potentielles pour prouver leur efficacité dans la prévention de la pénétration. L’un des principaux défis consiste à élaborer des approches appropriées pour mener de telles enquêtes. Des efforts ont été faits dans la littérature, notamment la mise au point d’aiguilles à micro-échelle qui ressemblent à la géométrie d’un dard de moustique ; Cependant, de nombreux matériaux utilisés pour fabriquer ces micro-aiguilles (c’est-à-dire les matériaux viscoélastiques², le silicium (Si), le verre, la céramique³, etc.) ont des propriétés mécaniques différentes de la matière biologique de la trompe du moustique. Les matériaux d’ingénierie peuvent être cassants et sujets à la fracture et au flambage ^3,4, tandis que la trompe du moustique peut mieux résister à la fracture ou au flambage⁴. L’avantage d’avoir une sonde bio-hybride utilisant le labrum d’un moustique au lieu de matériaux d’ingénierie est qu’elle peut être une représentation plus précise du mécanisme de perçage des moustiques. De plus, des outils spécialisés doivent être intégrés avec des micro-aiguilles pour effectuer des études quantitatives, telles que la mesure précise de la force⁵, ce qui n’est pas facilement réalisable avec des configurations personnalisées utilisant des micro-aiguilles modifiées.

L’approche basée sur la microscopie à force atomique (AFM) est prometteuse en ce sens qu’elle fonctionne en utilisant un porte-à-faux avec une pointe ultra-fine qui est soigneusement positionnée près de la surface d’un échantillon. La pointe peut soit balayer ou être pressée vers/vers une surface, subissant des forces d’attraction ou de répulsion variables en raison de ses interactions avec un échantillon⁶. Ces interactions conduisent à la déviation du porte-à-faux, qui est suivie par la réflexion d’un faisceau laser du haut du porte-à-faux sur un photodétecteur⁶. La sensibilité exceptionnelle au mouvement du système permet à AFM d’effectuer une gamme variée de mesures, y compris, mais sans s’y limiter, la cartographie morphologique avec une précision du picomètre, les mesures de force allant du piconewton au micronewton, et des études multiphysiques complètes⁷. Par exemple, des indentations AFM peuvent être effectuées pour évaluer avec précision la réponse à la force appliquée d’un échantillon et également pour mesurer la dureté, l’élasticité et d’autres propriétés mécaniques d’un échantillon en les couplant à des modèles analytiques appropriés⁸. La sonde de l’AFM est le plus souvent en silicium (Si) ou en nitrure de silicium (Si₃, N_{, 4})⁸ , d’une longueur de 20 à 300 μm⁹ et d’un rayon de pointe de l’ordre de plusieurs à quelques dizaines de nanomètres¹⁰. Le rayon de pointe à l’échelle nanométrique peut être idéal pour des applications telles que l’imagerie haute résolution ; Cependant, il ne possède pas les caractéristiques des dards biologiques pour les études qui tentent d’imiter les comportements de pénétration en termes de rigidité, de rayon, de forme et de rapport d’aspect. Par exemple, la structure de la micro-aiguille d’un moustique est le fascicule, qui a un rapport d’aspect de ~60¹¹ (longueur ~1,5 mm à 2 mm ; diamètre ~30 μm)¹². Bien que l’on puisse supposer qu’une sonde AFM conventionnelle ressemble à un dard biologique comme un labrum, ses propriétés et ses dimensions distinctes ne reflètent pas la situation réelle lors d’une morsure.

Pour permettre des études quantitatives des comportements de pénétration imitant les morsures biologiques d’insectes ou d’autres animaux avec des dards, ici, un processus de fabrication de cantilevers AFM bio-hybrides avec un dard biologique comme pointe est développé. À titre d’étude de cas, un cantilever AFM avec l’extrémité d’un labrum de moustique attaché a été démontré avec succès. En exploitant les informations existantes de la littérature sur les forces d’insertion typiques qu’un moustique utilise pour percer la peau d’une victime^12,13, ce cantilever bio-hybride de la MFA peut potentiellement permettre un mimétisme presque réel des piqûres de moustiques dans le cadre d’une MFA régulière. Le protocole d’exploitation des dards microbiologiques pour fabriquer des cantilevers AFM bio-hybrides peut également être appliqué au développement d’autres cantilevers AFM biohybrides à base de dards tranchants pour des études quantitatives d’une variété de mécanismes de morsure.

Terminologies
Un schéma d’une trompe et de ses composants d’intérêt est présenté à la figure 1, et leurs définitions sont les suivantes : (1) Trompe : une partie du corps de la bouche d’un moustique qui permet au moustique de se nourrir, avec une structure noyau-coquille composée du fascicule (noyau) et du labium (coquille), (2) Labium : la couverture externe sombre et émoussée d’un proboscis², (3) Fascicule : un groupe d’aiguilles minces contenues à l’intérieur du labium, y compris deux maxillaires, deux mandibules, un hypopharynx et un labrum², (4) Hypopharynx : responsable de la sécrétion de salive dans la circulation sanguine de l’hôte², (5) Maxillaire : membre dentelé aidant au mécanisme d’alimentation², (5) Mandibules : semblables au maxillaire, ils aident le moustique dans le mécanisme d’alimentation et ont une pointe pointue², (6) Labrum : le principal membre pour pénétrer la peau d’une victime, qui est beaucoup plus grand que les maxillaires, les mandibules et l’hypopharynx. Il possède également des structures sensorielles qui lui permettent de trouver des vaisseaux sanguins et des canaux internes sous la peau², (7) Manipulateur : un ensemble avec trois degrés de liberté et une précision à l’échelle du micron pour le positionnement, permettant un mouvement dans les directions XYZ, (8) Ensemble de pince : une pince en 2 parties sur mesure montée sur le manipulateur utilisé pour serrer le porte-à-faux AFM sans pointe pendant l’expérience.

Protocole

L’espèce de moustique utilisée pour ce protocole est une femelle adulte non infectée Aedes aegypti (A. aegypti), congelée et conservée dans un congélateur à -20 °C. L’espèce a été fournie par le NIH/NIAID Filariasis Research Reagent Resource Center pour distribution par BEI Resources, NIAID, NIH : Uninfected Aedes aegypti, Strain Black Eye Liverpool (Frozen), NR-48920. Les réactifs et l’équipement utilisés pour l’étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Dissection du labium du proboscis

1. À l’aide d’une pince à épiler, placez un moustique mort sur une lame de verre sous le microscope et assurez-vous qu’il y a une pointe effilée à l’extrémité de la trompe (figure 2A).
2. Tout en maintenant le moustique sur la lame de verre, placez doucement une lame de scalpel sur le labium près de la tête du moustique (Figure 2B).
3. Procéder à une incision sur toute la moitié supérieure du labium (une coupe d’environ 80 μm) avec une faible profondeur de pénétration à travers l’épaisseur du labium. Assurez-vous d’appliquer une légère pression sur la lame afin de ne couper que le labium mais pas le fascicule qui se trouve en dessous.
4. À l’aide d’une pince à épiler, tenez fermement la tête du moustique et, à l’aide d’une autre pince à épiler de précision, pincez légèrement le labium à n’importe quelle position entre la pointe effilée et l’emplacement de l’incision (figure 2B).
   1. Tirez sur la pince à épiler qui maintient le labium dans la direction de la pointe effilée (Figure 2C). Continuez à tirer sur la pince à épiler jusqu’à ce que le labium se soit déchiré et ait été entièrement retiré du fascicule.
5. Placez le moustique sous le microscope et vérifiez si l’extrémité du labrum est présente. Cela peut être identifié par la présence d’une pointe effilée sur le faisceau (Figure 2D).

2. Séparer l’extrémité du labrum des autres membres du fascicule

1. Serrez et fermez les pointes d’une pince à épiler de précision et placez la pointe de la pince à épiler juste à côté du labrum près de sa pointe.
2. À l’aide de la pointe de la pince à épiler, appliquez une légère force sur le labrum dans la direction perpendiculaire à la longueur du faisceau (Figure 3A).
3. Continuez à pousser le labrum sur la lame de verre jusqu’à ce que la séparation du labrum des autres membres du fascicule soit réalisée.
4. Inspectez l’échantillon au microscope pour vérifier que la séparation entre le labrum et les autres membres du fascicule a été obtenue (Figure 3, à gauche). Si la séparation échoue, reportez-vous à l’étape 2.1.

3. Couper l’extrémité du labrum

1. Pendant que le labrum est encore sur la lame de verre, placez une lame de scalpel sur le labrum à une distance d’environ ~200 μm de l’extrémité du labrum (Figure 4A). Appliquez doucement une pression suffisante et coupez l’extrémité du labrum de part en part. Alors que l’extrémité du labrum doit idéalement être aussi courte que possible, ~200 μm est le meilleur que l’approche actuelle peut gérer.
2. Mesurez la longueur du labrum coupé pour vous assurer qu’il ne dépasse pas 300 μm (Figure 4B) à l’aide d’un logiciel de mesure numérique. Dans ce protocole, ImageJ a été utilisé¹⁴.

4. Saisir l’extrémité du labrum

1. À l’aide d’une pince à épiler de précision, localisez et isolez l’extrémité du labrum sur la lame de verre. Jetez toutes les parties restantes sur la lame de verre, à l’exception de l’extrémité du labrum.
2. Avec la même pince à épiler de précision, pincez lentement et légèrement le labrum afin que l’extrémité coupée soit libre et non obstruée par la pince à épiler. Assurez-vous également que l’orientation du labrum est parallèle à la direction de la longueur de la pince à épiler et que l’extrémité coupée du labrum pointe à l’opposé du corps de la pince à épiler.
3. Une fois l’échantillon fermement pincé, retirez la force de serrage qui maintient les pointes de la pince ensemble. La pointe du labrum collera à l’une des pointes de la pince à épiler.
4. À l’aide d’un microscope, inspectez les pointes de la pince à épiler et assurez-vous que l’extrémité du labrum est présente sur l’une des pointes de la pince à épiler (figure 5). Si l’extrémité du labrum n’est pas sur la pince à épiler, reportez-vous à l’étape 4.2, et si l’extrémité du labrum n’est pas sur la pince à épiler ni sur la lame de verre, reportez-vous à l’étape 1.

5. Application d’époxy sur la poutre en porte-à-faux sans pointe

1. Placez une goutte (~0,05 ml) d’époxy sur le bord d’une nouvelle lame de verre en coulant directement l’adhésif à partir de sa bouteille ou de son contenant d’origine. Placez la lame en verre contenant de l’époxy sous la station de sonde et concentrez-vous dessus.
2. Montez le porte-à-faux AFM sans pointe sur l’ensemble de serrage en fixant la base (c’est-à-dire l’extrémité la plus grande), en laissant l’extrémité du porte-à-faux libre et suspendue dans l’espace. Assurez-vous que le bas du porte-à-faux AFM est orienté vers le bas.
3. Montez le manipulateur sur la station de palpage.
4. Soulevez l’axe Z du manipulateur jusqu’à ce que le porte-à-faux sans pointe se trouve à quelques millimètres au-dessus de la lame de verre contenant de l’époxy.
5. Déplacez manuellement le manipulateur de manière à ce que le porte-à-faux sans pointe soit visible dans la vue de terrain de la caméra sur la station de sonde.
6. À l’aide du manipulateur, déplacez le cantilever AFM dans les directions X et Y jusqu’à ce que la pointe du cantilever repose directement au-dessus de l’époxy sur le bord de la lame de verre.
7. À l’aide du manipulateur, abaissez lentement le porte-à-faux sans pointe dans la direction Z sur le bord de la glissière en verre.
8. Lorsque le cantilever est abaissé et s’approche de la glissière en verre, continuez à abaisser le cantilever très lentement jusqu’à ce qu’il touche pour la première fois l’époxy. N’abaissez pas davantage le porte-à-faux.
9. Avec précaution, engagez le manipulateur pour déplacer lentement le porte-à-faux dans la direction X ou Y et retirez le porte-à-faux de la flaque d’époxy en déplaçant continuellement le porte-à-faux dans la direction sélectionnée jusqu’à ce que le porte-à-faux soit entièrement séparé de l’époxy sur la glissière de verre. Le porte-à-faux sans pointe doit avoir une bulle miniature d’époxy à son extrémité, visible sous la station de sonde.
10. Soulevez le porte-à-faux dans la direction Z à l’aide du manipulateur.

6. Collage de l’extrémité du labrum à la poutre en porte-à-faux sans pointe

1. Faites pivoter le manipulateur autour de l’axe long du porte-à-faux de 90 degrés et posez le manipulateur sur la station de sonde sur son côté. Dans cette configuration, les épaisseurs sur toute la longueur du porte-à-faux AFM sont dans le sens vertical.
2. Placez la pince à épiler de précision qui contient l’extrémité du labrum sous la caméra de la station de sonde de sorte que toute la longueur de l’extrémité du labrum soit visible sur l’écran de l’ordinateur.
3. Positionnez l’ensemble manipulateur qui maintient la pince et le porte-à-faux sans pointe sous la caméra de la station de sonde de sorte que toute la longueur du porte-à-faux sans pointe soit visible sur l’écran de l’ordinateur.
4. Focalisez le microscope de la station de sonde sur l’extrémité du labrum et le cantilever sans pointe.
5. Orientez le porte-à-faux perpendiculairement à l’extrémité du labrum en tournant soigneusement et manuellement le manipulateur (Figure 6A).
6. En utilisant les degrés de liberté du manipulateur, déplacez lentement le porte-à-faux sans pointe dans les directions XY de sorte que la colle sur le porte-à-faux entre en contact avec l’extrémité coupée de l’extrémité du labrum (Figure 6B).
7. Durcissez l’époxy, en solidifiant l’intersection entre le cantilever et le labrum des moustiques.
8. Une fois que l’époxy a durci, engagez doucement le manipulateur dans les directions XY et éloignez le cantilever de la pince à épiler, en vérifiant que la pointe du labrum repose maintenant sur la poutre en porte-à-faux sans pointe (Figure 6C).

Résultats

Des images de microscopie électronique à balayage (MEB) de la sonde AFM bio-hybride fabriquée se trouvent à la figure 7. L’extrémité du labrum a été collée avec succès à la poutre en porte-à-faux sans pointe. En raison de la courbure naturelle des dards de moustiques et du fonctionnement manuel du protocole présenté, il est extrêmement difficile d’obtenir un cantilever avec une pointe de dard parfaitement perpendiculaire au cantilever. L’angle décentré entre le dard et une ligne centrale imaginaire perpendiculaire au porte-à-faux est généralement de ~10 degrés. Bien qu’il semble s’agir d’un problème courant lors du montage d’une sonde sur un AFM^{cantilever 15}, l’inclinaison involontaire doit être prise en compte lors de l’analyse force/contrainte. Il serait intéressant pour les études futures de se concentrer sur l’amélioration du protocole de fabrication et de réaliser des études à l’aide de la sonde bio-hybride. Il s’agit de la première tentative de fabrication d’une sonde AFM bio-hybride à l’aide d’un dard d’insecte.

Figure 1 : Schéma de la trompe d’un moustique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Retrait du labium d’une trompe de moustique. (A) Un moustique avec une trompe pleine montrant la présence de l’extrémité effilée intacte. (B) L’emplacement de l’incision du labium et la mise en place de la pince à épiler sur le labium pendant le processus d’ablation du labium. (C) La direction de la traction de la pince à épiler lors de l’ablation du lèvre. (D) Le dernier fascicule disséqué avec une extrémité intacte après l’ablation du lamentable, avec l’extrémité du labrum effilé toujours présente et intacte. Barres d’échelle : 200 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Séparation du labrum des membres du faisceau indésirable. (A) Emplacement de l’emplacement de la pince à épiler et direction de la poussée de la pince comme technique pour séparer les membres du faisceau du proboscis. (B) Trompe après avoir été manipulée pour séparer le labrum des autres membres du fascicule. Barres d’échelle : 200 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Isolement de l’extrémité du labrum souhaitée pour le montage sur le porte-à-faux AFM. (A) L’emplacement de l’incision du labrum pour le retrait de l’extrémité du labrum. Barre d’échelle : 200 μm. (B) L’extrémité du labrum, une fois découpée dans le corps du labrum, mesure environ 200 à 300 μm de longueur. Barre d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 5 : Montage de la pointe du labrum sur une pince à épiler avant le processus de collage. L’extrémité du labrum s’est collée à l’une des pointes de la pince à épiler, avec l’extrémité non coupée du labrum libre et pointant à l’opposé du corps de la pince à épiler. Barre d’échelle : 200 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Séquence de montage de l’extrémité du labrum sur le cantilever sans pointe. (A) Orientation du cantilever sans pointe dans une position perpendiculaire par rapport au labrum. (B) Fusion du cantilever sans pointe avec le labrum et durcissement de l’adhésif époxy utilisé pour solidifier le joint entre les deux composants. (C) La sonde AFM bio-hybride finale durcie sans que le labrum ne soit soutenu par la pince à épiler. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : Images MEB de la sonde AFM bio-hybride. (A) Une vue globale de l’extrémité du labrum et du cantilever sans pointe. Barre d’échelle : 200 μm. (B) Une vue agrandie de l’extrémité du labrum. Barre d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

L’étape 1 du protocole vise à nettoyer l’échantillon biologique du labium indésirable. Pour ce faire, une incision est pratiquée sur le labium, mais pas sur le fascicule, qui repose directement sous le labium (Figure 1). Parce que le faisceau et le labium ne sont pas joints à leur interface (c’est-à-dire que le labium est libre de glisser le long du fascicule et n’est maintenu en place que par sa fixation à la tête du moustique), l’incision réalisée est destinée à séparer une partie du labium de la tête du moustique, facilitant ainsi le retrait de la couverture extérieure. Au fur et à mesure que le labium est retiré de l’échantillon, le technicien doit ressentir une légère résistance causée par la moitié inférieure du labium encore attachée au moustique. On s’attend à ce que cette force résistive se libère relativement facilement, car l’incision favorisera la propagation de la fissure du matériel biologique, induisant ainsi la déchirure du segment non coupé du labium et faisant glisser tout le labium hors du faisceau pendant l’action de traction. Si l’incision est insuffisante, le technicien peut rencontrer une résistance excessive lors de la traction et est encouragé à tenter une autre incision avant de poursuivre le protocole.

Il est important de faire preuve de douceur et de patience aux étapes 1 et 4 lors de la manipulation du labrum en pinçant avec une pince à épiler. Bien que le labrum soit relativement résistant, il peut tout de même subir des dommages s’il est comprimé trop agressivement par la pince à épiler. Le technicien est guidé pour pincer légèrement le labium/labrum, ce qui signifie qu’il doit exécuter la force minimale nécessaire sur la pince à épiler pour maintenir le labium/labrum. L’évaluation de la présence de dommages peut être effectuée à la fin de l’étape 1 et à l’étape 4 lors de l’inspection de l’échantillon au microscope. Il est conseillé d’inspecter la trompe pour détecter toute anomalie sur sa longueur (c’est-à-dire bosses, déchirures, séparations de segments). Si l’on soupçonne qu’un échantillon est endommagé à l’extrémité du labrum, jetez-le et redémarrez le protocole.

Les étapes clés du processus, telles que les étapes 3 et 6, nécessitent une attention particulière. Pour accomplir l’étape 3, la pointe du labrum doit être coupée manuellement avec un scalpel. Couper trop court rendra le reste de l’expérience exponentiellement plus difficile car il peut être trop petit pour être manipulé. Au contraire, si la pointe dépasse 300 μm de longueur, elle devient trop longue pour être montée sur le cantilever AFM en raison du décalage perpendiculaire excessif qui est introduit entre l’extrémité du labrum et le cantilever AFM. Ce décalage est dû à des imperfections dans le processus de montage et/ou à une courbure qui peut être présente dans l’échantillon, qui deviennent toutes deux problématiques à des longueurs de labrum plus importantes. De plus, les porte-à-faux avec de très longues pointes seront également très difficiles à utiliser sous l’AFM. Au cours de l’étape 3, il est important de noter que tous les stylets des fascicules (labrum, maxillaires, mandibules et hypopharynx) seront probablement coupés lors de cette procédure. Le labrum sera facilement localisé et isolé des stylets restants à l’étape 4 en raison de la séparation manuelle qui a été effectuée à l’étape 2. À l’étape 6, même s’il est presque impossible de s’assurer que la pointe est parfaitement normale au porte-à-faux sous un microscope optique, il est toujours nécessaire de minimiser l’angle d’inclinaison pour éviter des conditions de charge indésirables lors d’une utilisation future.

Il est également important de choisir le bon époxy pour la fixation du stinger sur le cantilever AFM. Divers époxydes en deux parties à polymérisation lente ont été testés, qui se sont avérés par la suite ne pas être idéaux car toute petite vibration du sol du laboratoire pendant le processus de durcissement peut entraîner l’échec de l’expérience. Ainsi, un époxy durcissable aux UV a finalement été adopté. L’adhésif utilisé est un époxy à faible viscosité, à durcissement rapide, capable de durcir dans les 5 s suivant l’exposition aux UV. Lors de la solidification, la colle devient très rigide et a une excellente résistance, ce qui fait que la sonde labrum-cantilever fabriquée se comporte comme un seul corps et ne se rompt pas ou ne se déforme pas à l’endroit de l’adhérence. Cette option a laissé suffisamment de temps avant le durcissement pour configurer la configuration dans la bonne position pour faire adhérer le dard au cantilever AFM (étape 6.3) tout en éliminant tout problème lié aux vibrations environnementales grâce à son comportement de durcissement sur commande.

L’équipement crucial restant dans ce protocole est la station de sonde, la pince à épiler pointue et le porte-à-faux. La station de sonde utilisée est équipée d’un objectif 5x monté sur la caméra ; Cependant, il n’est pas essentiel d’utiliser ce modèle exact de station de sonde pour ce protocole. Lors du choix de la station de sonde, la seule priorité est d’assurer une visibilité claire et facile du cantilever AFM et du labrum. La pince à épiler pointue utilisée avait une taille de pointe de 0,5 mm sur 0,1 mm. Il est impératif d’utiliser une pince à épiler de cette dimension de pointe ou similaire car l’utilisation de pinces d’une finesse inférieure peut entraîner des difficultés lors de la manipulation du labrum. Le porte-à-faux utilisé dans ce protocole provient d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux). Ce modèle en porte-à-faux a été choisi en raison de sa grande rigidité, car une grande force doit être transférée à l’extrémité de la sonde anti-moustique afin d’imiter la pénétration réelle de la peau. En général, pour toutes les sondes à base de dard, un porte-à-faux AFM ne peut pas être trop mou car un manque de rigidité entraînera une flexion du porte-à-faux pendant les essais AFM, ce qui entraînera à son tour un manque de développement de la pression à l’extrémité de la sonde de stinger. Cela entraînera une imitation inexacte du processus de piqûre de la sonde, ce qui rendra les porte-à-faux AFM sans pointe très rigides une exigence pour ce protocole.

En résumé, l’utilisation d’une sonde AFM bio-hybride basée sur un dard pour des études quantitatives de pénétration/piqûre mécanique présente des avantages uniques par rapport à d’autres méthodes qui nécessitent des moustiques vivants et des volontaires humains ^4,11,12 pour effectuer des études similaires. La résolution de détection ultra-élevée de l’AFM peut permettre des mesures avec une précision sans précédent, et la sonde bio-hybride permet une émulation proche du réalisme de scénarios de morsure réels, en incorporant un nombre statistiquement significatif de mesures sans nécessiter de volontaires humains ^4,11,12. De plus, les matériaux utilisés pour la fabrication des micro-aiguilles modifiées sont généralement sujets à la fracture ou au flambage ^3,4, ce qui n’est pas représentatif de la trompe du moustique. L’utilisation des parties du moustique elles-mêmes ressemble davantage au scénario réel de piqûre. Ce protocole peut être potentiellement développé et automatisé pour la production à haut débit. Enfin, le protocole développé pourrait potentiellement être utilisé pour produire d’autres sondes AFM bio-hybrides utilisant des dards de différents animaux pour des études quantitatives de divers comportements de morsure/pénétration.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
; 5-SA-SE Pince à épiler droite effilée ultra fine	Excelta	N/A	Pour manipuler/disséquer la trompe.
Station de sonde C-4D	Everbeing Int' l Corp  ;	N/A	Utilisé pour l’assemblage AFM.
Cantilever en porte-à-faux	NanoAndMore USA	TL-NCH	AFM utilisé pour le montage du labrum. Les spécifications sont indiquées ici : Shape : Beam Force Constant : 42 N/m (10 - 130 N/m) Fréquence de résonance : 330 kHz (204 - 497 kHz) Longueur : 125 & micro ; m (115 - 135 & micro ; m) Largeur : 30 µ ; m (22,5 - 37,5 et micro ; m) Epaisseur : 4 µ ; m ( 3 - 5 µ ; m)
UV Expoxy	Faisons de la résine	ALR00146	pour la fixation du dard.