Approche à volume fixe pour l’évaluation de la contractilité en série avec boucles pression-volume à thorax fermé dans un modèle porcine

Résumé

Ce protocole vise à fournir un protocole réalisable pour la poitrine fermée afin de quantifier en série la contractilité LV indépendante de la charge en fixant V₀ et en calculant des Ees à battement unique, éliminant ainsi les occlusions répétées de la CII afin d’améliorer la sécurité et la stabilité dans les expériences hémodynamiquement fragiles et aiguës.

Résumé

La relation pression-volume en fin de systolie (ESPVR) est largement considérée comme la référence d’excellence et indépendante de la charge de la contractilité ventriculaire gauche (VVE). En pratique, l’ESPVR est souvent approximé comme une ligne droite définie par sa pente - élastance terminale systolique (Ees), un indice direct de l’état contractile - et son interception sur l’axe du volume (V₀), le volume théorique du VVE à pression nulle. In vivo, l’ESPVR est classiquement dérivé des occlusions en série de la veine cave inférieure (VCI) réalisées avec un suivi simultané de la pression-volume (PV) du VVE. Cependant, dans les états pathologiques tels que le choc cardiogénique, la déplétion préalable requise peut provoquer des tachyarrythmies réflexes et une instabilité hémodynamique transitoire ou soutenue, limitant la faisabilité et l’interprétabilité. Ainsi, des méthodes d’évaluation in vivo de l’inotropie lors d’états hémodynamiquement fragiles sont nécessaires.

Ce protocole vise à décrire un modèle expérimental pratique dans lequel V₀ est déterminé une fois dans des conditions de base stables, puis maintenu fixe pour une estimation ultérieure d’Ees à un battement à partir de boucles PV VV. Cette approche, détaillée étape par étape pour des études aiguës sur de gros animaux, permet une évaluation en série continue de la contractilité sans occlusions IVC répétées. Dans un modèle de choc cardiogénique porcin, elle suivait de manière fiable les variations indépendantes de la charge dans la performance myocardique tout en évitant les arythmies et l’instabilité hémodynamique autrement provoquées par la réduction de précharge. La méthode convient donc bien aux expériences aiguës à thorax fermé dans lesquelles la géométrie ventriculaire reste inchangée et module principalement la pente de l’ESPVR plutôt que son interception. Néanmoins, l’hypothèse V₀ fixe représente une simplification méthodologique qui introduit une erreur systématique délibérée et ne doit être appliquée que lorsque la manipulation répétée de la précharge est impraticable ou dangereuse. Lorsqu’un remodelage structurel, une dilatation profonde du VS ou des changements marqués de pression thoracique surviennent, le V₀ doit être réestimé. Dans l’ensemble, ce protocole offre une approche réalisable et physiologiquement solide pour l’évaluation de la contractilité en série dans des modèles instables de grands animaux, équilibrant rigueur méthodologique avec sécurité expérimentale et praticité.

Introduction

La contractilité du ventricule gauche (VG) est la capacité intrinsèque du myocarde à générer une pression indépendamment des conditions de charge ^1,2,3. C’est un déterminant critique du volume d’AVC cardiaque, du débit cardiaque et de la pression artérielle. Ainsi, en cas d’ischémie myocardique aiguë, le cœur peut rapidement perdre sa^{contractilité 4}. Ainsi, une contractilité myocardique altérée peut provoquer une insuffisance cardiaque aiguë et un choc cardiogénique (CE)⁵. La CS entraîne une hypotension et une perfusion d’organes inadéquate, entraînant une mortalité élevée (30 % à 50 % à l’hôpital) malgré une thérapie^{agressive 5,6}. Les thérapies médicales courantes impliquent des agents inotropes tels que la noradrénaline, la dobutamine et la milrinone qui augmentent la contractilité mais peuvent également affecter directement le tonus^{vasculaire 7}. L’évaluation de la contractilité est particulièrement intéressante lors de l’étude de nouveaux traitements pharmacologiques, de l’évaluation de la gravité de la maladie ou du travail avec des modèles expérimentaux.

Les métriques traditionnelles comme la fraction d’éjection du VE ou le dP/dt(max) dépendent de la charge et peuvent mal représenter le véritable état contractile lorsque la précharge ou la postcharge change. Cela souligne la valeur des indices de contractilité indépendants de la charge, tels que l’élastance en fin de systolie (Ees), qui peuvent suivre de manière plus fiable la performance^{myocardique 1}.

Des méthodes in vivo pour évaluer la contractilité ont donc été développées, l’analyse pression-volume (PV) étant considérée comme la référence en recherche^{expérimentale 8}. L’approche classique in vivo pour quantifier les Ees consiste à effectuer une occlusion de la veine cave inférieure (VCI) pour réduire progressivement et transitoirement la précharge. En enregistrant les points concomitants de pression en fin systolique (ESP) et de volume en fin systolique (ESV) lors de cette réduction de précharge, une ligne de régression d’ESPVR peut être posée, et sa pente, Ees, déterminée, avec l’interçon x de cette raie définie comme V₀ - le volume théorique à la génération de pression nulle. Cependant, dans des états fragiles, tels que le CS, même une brève occlusion de la VCI peut provoquer une hypotension sévère, des arythmies ou une perfusion supplémentaire des organes dans un état déjà critiquement bas du débit cardiaque, limitant la faisabilité et l’interprétabilité.

Dans le protocole actuel de l’étude, une alternative pratique à la méthode traditionnelle d’occlusion de la VCI pour une utilisation dans des expériences aiguës à thorax fermé est présentée, où une seule occlusion de la VCI est réalisée sous des conditions de base stables pour déterminer l’interception V₀ de l’axe du volume. Cette valeur est ensuite supposée constante pour les estimations successives d’un seul battement de l’Ees. Cette approche s’appuie sur des preuves issues d’études animales isolées et intactes montrant que les changements inotropiques aigus modifient principalement la pente de l’ESPVR (Ees) tandis que l’interception reste largement stable ^2,9,10. En évitant les occlusions répétées, la méthode minimise les arythmies et l’instabilité hémodynamique tout en préservant une évaluation précise et indépendante de la charge de la contractilité du VVE. Dans ce protocole, cette stratégie est appliquée dans un modèle porcin à thorax fermé de la CS utilisant un cathéter PV basé sur l’admittance, basé sur les expériences des études^antérieures 4,8,11,12,13,14,15,16. Bien que cette approche à interception fixe soit destinée aux expériences aiguës à thorax fermé avec géométrie ventriculaire stable, son applicabilité est limitée dans des contextes évolutifs de taille de chambre, des pressions thoraciques modifiées ou un remodelage structurel ; ces contraintes pratiques doivent être prises en compte lors de l’évaluation de la pertinence de la méthode pour une étude donnée. Contrairement aux approches antérieures à battement unique ou basées sur des modèles, ce protocole détermine empiriquement V₀ dans des conditions de base stables puis l’applique tout au long de l’expérience, offrant une alternative plus sûre et plus réalisable à l’évaluation en série de la contractilité indépendante de la charge dans des modèles hémodynamiquement fragiles de grands animaux.

Protocole

Ce protocole est approuvé par l’Inspection danoise de la recherche animale (permis n° 2023–15–0201–01466, délivré le 19/06–2023). Des femelles de porcs de la Landrace danoise d’environ 60 kg ont été utilisées. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Anesthésie et ventilation

1. Pré-anesthésiez le porc avec une injection intramusculaire d’un mélange anesthésique de 1 mL/kg, contenant 25 mg/mL de tilétamine, 25 mg/mL de zolazepam, 2,5 mL de butorphanol (10 mg/mL), 1,25 mL de kétaminole vétérinaire (100 mg/mL) et 6,25 mL de xylazine vétérinaire (20 mg/mL).
   REMARQUE : L’administration pré-anesthésique réduira le stress, la nociception et la libération de catécholamines pendant le transport.
2. Transporter l’animal des installations agricoles vers les centres de recherche.
3. Établir un accès intraveineux (I.V.) dans une veine marginale à l’aide d’un cathéter veineux de 18-20 G (Figure 1). Fixer le cathéter intraveineux avec un ruban adhésif ou un plâtre approprié. Rincer avec 10 mL de solution saline pour garantir un placement correct.
   REMARQUE : Un renflement sous-cutané peut apparaître après un rinçage au sérum si le cathéter n’est pas correctement placé. Envisagez de placer un accès intraveineux supplémentaire de secours dans l’oreille opposée en cas de déplacement.
4. Installez un capteur d’oxymétrie de pouls pour un suivi précoce de la saturation artérielle en oxygène.
   REMARQUE : En cas d’hypoxie avec une saturation en oxygène inférieure à 90 %, administrez 100 % d’oxygène via un masque facial sur le museau du porc jusqu’à ce que la normoxie soit rétablie. Assurez-vous d’avoir une saturation en oxygène suffisante avant de passer à l’étape 5.
5. Placez le cochon en position couchée sur la table d’opération. Intubez le porc avec un tube trachéal interne de 7,5 à 8,0 mm de diamètre à l’aide d’une laryngoscopie directe. Confirmez le placement correct du tube en observant le dioxyde de carbone expiratoire persistant sur le ventilateur. Gonflez le brassard sur le tube endotrachéal et fixez le tube au museau.
6. Ajustez les réglages du ventilateur et commencez la ventilation à pression positive en utilisant les réglages suivants :
   1. Réglage de ventilation à pression contrôlé, avec un débit de volume.
   2. Volume de marée 8 mL/kg.
   3. Pression expiratoire positive de 5 cmH₂O.
   4. Une fraction d’oxygène inspirée par titrage à la normoxie, par exemple une saturation artérielle en oxygène >94 %.
   5. Titrez le taux respiratoire en normocapnie, par exemple, pression partielle artérielle de CO₂ 4,5–5,5 kPa.
7. Initier et maintenir l’anesthésie générale par accès intraveineux en utilisant du propofol à 3,5–4,5 mg/kg/h et du fentanyl à 12,5–15,5 μg/kg/h. Évaluer la profondeur anesthésique en l’absence de réflexes cornéens et ciliaires ainsi que l’absence de réponse à la stimulation nocive. ATTENTION : Ne laissez jamais les animaux sans surveillance. Assurez-vous que tout le personnel expérimental dispose de la formation adéquate et peut effectuer un suivi correct de la profondeur anesthésiante.
8. Posez un ECG à 3 dérivations (membre antérieur droit, membre antérieur gauche, membre postérieur gauche).
9. Placez un cathéter urinaire dans la vessie urinaire et reliez l’extrémité externe à un sac de prélèvement.
10. Surveillez la température du noyau à l’aide d’une sonde rectale.
    REMARQUE : La température corporelle normale chez un porc adulte est de 38,5 à 39,5 °^{C 17}. L’hypothermie doit être corrigée à l’aide de dispositifs de réchauffement actif, par exemple l’utilisation de couvertures chauffantes pour prévenir la modification de l’hémodynamique ou des arythmies induite par l’hypothermie.

2. Accès intravasculaire guidé par échographie

1. Établir les accès intravasculaires suivants en utilisant des guidages par échographie et la technique de Seldinger. Ces accès permettront une évaluation Ees en un seul temps.
   1. Insérez une gaine de 8 Fr dans une artère carotide commune.
      REMARQUE : Cette gaine sera utilisée pour introduire le cathéter PV du VS.
   2. Insérez une gaine de 12 Fr dans une veine fémorale.
      REMARQUE : Cette gaine sera utilisée pour introduire le ballon d’occlusion de la VCI.
2. Établir les accès intravasculaires suivants en utilisant un guidage par échographie et la technique de Seldinger. Ces accès permettront un suivi hémodynamique.
   1. Insérez une gaine de 7 Fr dans une artère fémorale.
      REMARQUE : Cette gaine sera utilisée pour la surveillance invasive de la pression artérielle. La pression artérielle invasive peut également être mesurée ailleurs, comme dans une artère d’un membre.
   2. Insérez une gaine de 8 Fr dans une veine jugulaire externe.
      REMARQUE : Cette gaine sera utilisée pour l’insertion d’un cathéter de l’artère pulmonaire et pour l’évaluation des pressions de l’artère pulmonaire.
3. Établir les accès intravasculaires nécessaires au modèle de maladie souhaité. Dans ce cas, l’accès intravasculaire suivant est établi.
   1. Insérez une gaine 8 Fr dans l’artère carotide commune opposée comme à l’étape 1.1. Cette gaine sera utilisée pour la cathétérisation coronarienne et l’embolisation, ce qui induira la céssarienne.
      REMARQUE : Des accès supplémentaires peuvent être établis selon le protocole d’étude.
4. Pour garantir le bon placement des gaines intravasculaires, prélever le sang de chaque gaine à l’aide d’une seringue de 10 mL. Une gaine correctement placée n’aura aucune résistance lors de l’aspiration sanguine ni du rinçage au sérum physiologique.
5. Suture toutes les gaines à la peau et connecte toutes les gaines aux systèmes de surveillance concernés.
   REMARQUE : Les gaines doivent être fréquemment rincées pour éviter la coagulation du sang à l’intérieur. Sinon, selon le protocole d’étude, les porcs peuvent être héparinés.
6. Après l’étalonnage de la pression selon les instructions du fabricant, placez le cathéter VV LV comme décrit^{précédemment 8} (Figure 1).

3. Pose du ballonnet du cathéter pression-volume du ventricule gauche et de la veine cave inférieure

1. Avant l’insertion du cathéter PV, effectuez une calibration de la résistance sanguine pour chaque animal.
   1. Prélever le sang dans un flacon cryogénique de 0,5 mL. Effectuer une mesure de résistivité sanguine à l’aide de la sonde de calibration immédiatement après la prise de sang.
2. Insérez un cathéter PV du VE à travers une gaine carotide de 8 Fr. Lors du guidage fluoroscopique à faible dose, suivez la queue du cathéter PV du VV jusqu’à la valve aortique. Avancez à travers la valve aortique pendant la systole.
   REMARQUE : Il ne devrait y avoir aucune résistance à aucun moment lors de l’avancement du cathéter PV du VV.
3. Placez la pointe du cathéter PV du VS aussi près que possible de l’apex du V.
4. Suivez le protocole du fabricant pour choisir le nombre pertinent de segments de volume d’enregistrement afin d’optimiser le positionnement du cathéter VV en fonction des signaux de phase et de magnitude enregistrés.
   REMARQUE : La localisation du cathéter est très importante pour la collecte des données. La localisation peut être confirmée par guidage fluoroscopique. Cependant, la confirmation du positionnement correct peut également être faite à l’aide des valeurs de phase. Le signal doit avoir une valeur moyenne <10° et une forme périodique. Lors du placement du cathéter PV, le segment correct doit être sélectionné. Dans la configuration initiale (segment 1), les électrodes 1 à 4 sont actives. Dans cette position, le volume mesuré est souvent sous-estimé, généralement parce que les électrodes se trouvent trop éloignées de la valve aortique. Dans le segment 2, les électrodes 1, 2, 4 et 5 sont actives ; selon les dimensions ventriculaires, cette configuration peut encore produire des signaux de faible volume. Lors de l’avance vers le segment 3, les électrodes 1, 2, 5 et 6 sont utilisées, qui, chez les porcs adultes, produisent généralement des volumes physiologiques et des boucles PV de forme appropriée. Une progression supplémentaire vers le segment 4 (électrodes 1, 2, 6 et 7) peut étendre le champ de détection au-delà de la longueur ventriculaire, produisant des signaux imprécis dans les cœurs plus petits.
5. Insérez le ballon de la CVI à travers la gaine veineuse fémorale à 12 Fr et faites avancer le ballon jusqu’au niveau du diaphragme en étant guidé par fluoroscopie.
   REMARQUE : L’expérience peut être mise en pause à ce niveau pour stabiliser l’hémodynamique avant le début du protocole de recherche. Des valeurs anormales d’hémodynamique, de ventilation et d’électrolytes peuvent être corrigées à cette étape. Une période de stabilisation de 1 à 2 heures est souvent^suffisante 13,14,15,16.

4. Mesures de base et détermination de V₀

1. Dans une base saine, en suivant l’instrumentation décrite, effectuez l’étalonnage de tout l’équipement, y compris le cathéter PV LV tel que décrit par le fabricant, et comme décrit en détail ailleurs⁸.
   REMARQUE : La pression et le volume doivent être calibrés selon que le cathéter utilise des technologies basées sur l’admission ou la conductance. L’étalonnage de la pression doit être effectué avant l’insertion du cathéter. En résumé, l’étalonnage comprend les étapes suivantes :
   1. Effectuer la calibration de la pression avant l’insertion in vivo du cathéter PV du ventricule ventriculaire.
   2. Assurez-vous d’assurer un rythme sinusal stable.
   3. Lorsque vous utilisez des cathéters basés sur la technologie d’admission, utilisez le volume d’attaque dérivé du cathéter de l’artère pulmonaire pour la calibration du volume.
      REMARQUE : Un balayage de calibration de volume de référence doit être effectué pendant l’apnée transitoire de fin d’expiration.
2. Effectuer une suspension respiratoire transitoire en fin d’expiration pendant 10 à 15 cycles cardiaques pour obtenir les valeurs de base.
   REMARQUE : Après chaque suspension expiratoire en fin d’expiration, laissez l’animal récupérer jusqu’à la normalisation des valeurs hémodynamiques telles que la fréquence cardiaque et la pression artérielle, ainsi que des valeurs respiratoires telles que la saturation en oxygène artériel et le_CO2 expiratoire en fin d’expiration.
3. Pour déterminer V₀, effectuez les étapes suivantes :
   1. Faites une autre suspension expiratoire et attendez quelques battements de cœur avant de gonfler lentement le ballon du VCI jusqu’à ce que la pression du ventricule veineuse soit inférieure à 50 mmHg. Dégonflez rapidement le ballon et reprenez la ventilation.
      REMARQUE : Cette procédure diminuera progressivement la précharge LV, et les boucles PV doivent démontrer un décalage progressif vers la gauche et vers le bas lors de la réduction de précharge ^1,2,3 (Figure 2A et Figure 3A).
   2. Laissez les animaux récupérer, après chaque occlusion et prise de souffle en spirale jusqu’à ce que la normoxie, la normocapnie et la normotension soient rétablies. Cela prend généralement 2 à 3 minutes. Effectuez deux cycles supplémentaires d’occlusion de la VCI. Assurez un rythme sinusal stable.
      REMARQUE : Parfois, le gonflement du ballon de la VCI pour diminuer la précharge peut induire des arythmies ou des extrasystoles ventriculaires, qui peuvent perturber le flux sanguin et ainsi compliquer l’analyse des données. Dans ce cas, effectuer un gonflement plus lent du ballonnet de la VCI. Trois occlusions indépendantes sans arythmies doivent être effectuées.
   3. Après les trois occlusions, aucune autre occlusion de la CVI n’est nécessaire. Le cathéter ballonnet de la VCI peut être retiré.
4. Dans LabChart 8 Pro, ouvrez le module PV Loop intégré. Dans Analysez, sélectionner Occlusion. Sélectionnez manuellement les boucles séquentielles lors de la réduction de précharge pour analyse. Excluez les battements ectopiques et les cycles adjacents. Appliquer un ajustement linéaire ou quadratique à l’aide du menu déroulant.
   REMARQUE : V₀ peuvent être calculés directement après les mesures de base, ou lors d’analyses de données post-hoc. Pour chaque cycle conservé lors de la réduction de précharge, l’ESP et l’ESV sont identifiés selon les définitions standard du module.
   1. Utilisez la fonction intégrée du logiciel pour analyser les cycles cardiaques sélectionnés. 10 boucles doivent être analysées lors de la réduction progressive de la précharge. Filtrez tous les battements de cœur et excluez manuellement les battements extra-utérines ou artefacts, tout en ne conservant que les boucles monotones et évolutives en douceur. Si de préférence, les méthodes automatisées de nettoyage des données ont été^{décrites 18}.
      REMARQUE : Lors de l’occlusion de la VCI, le VG est sujet aux arythmies. En cas de battements extra-utérines supraventriculaires ou ventriculaires, ces battements doivent être retirés en même temps que le battement précédent et le battement suivant (Figure 2B). De plus, selon le rythme cardiaque, l’occlusion de la CVI peut déclencher des réflexes barorécepteurs, ce qui peut influencer l’inotropie.
   2. Pour les battements cardiaques retenus, assurez-vous manuellement que la fonction intégrée du logiciel identifie correctement la pression et le volume systoliques.
   3. Correspond à la gamme ESPVR.
      REMARQUE : Principalement, une ligne ESPVR ajustée linéairement peut être utilisée ^1,2 (Figure 2A). Cependant, la ligne ESPVR peut être curviligne ^1,19,20,21 (Figure 3). Si l’ESPVR est visiblement courbé, appliquez un ajustement non linéaire accepté à l’ESPVR, par exemple une régression quadratique via les menus déroulants^{19, 21, 22}. Des logiciels d’analyse tels que LabChart 8 Pro permettent plusieurs options. Lorsque l’ESPVR suit visuellement une ligne droite, un ajustement linéaire des moindres carrés doit être appliqué ; lorsque la courbiarité est évidente, un ajustement quadratique peut être utilisé. ATTENTION : Le choix de l’ajustement linéaire versus quadratique de l’ESPVR doit être guidé à la fois par l’ajustement objectif du module intégré et par l’inspection visuelle de la forme ESPVR. Des règles de décision prédéfinies doivent être appliquées, par exemple, un modèle quadratique peut être préféré s’il améliore le R² ajusté de ≥0,05 par rapport à l’ajustement linéaire (Figure 4)²³ ; cependant, une inspection visuelle de la morphologie des boucles et des motifs résiduels doit toujours être effectuée pour confirmer une courbure physiologiquement plausible. De petites améliorations numériques dans^R2 sans preuve visuelle cohérente de curvilinéarité ne devraient pas justifier l’utilisation d’un ajustement non linéaire.
   4. Calculer le V₀ à partir de la droite ESPVR ajustée, linéaire ou curviligne, comme l’interception avec l’axe des X.
      REMARQUE : La forme du modèle et la bonté de l’ajustement doivent être documentées. Lorsque l’on observe une convexité significative de l’ESPVR, les ajustements linéaires peuvent sous-estimer la vraie élastance à des pressions plus élevées et la surestimer à des pressions plus basses (Figure 4). Dans ces cas, un ajustement quadratique est recommandé pour la détermination de V₀ comme décrit à l’étape 4.3. Bien que l’estimation Ees sur un seul battement soit nécessairement linéaire, la conscience de la courbure de l’ESPVR est essentielle, car un comportement non linéaire peut influencer les mesures en série, en particulier lors de grandes variations de postcharge.
   5. Répétez l’approche à travers les trois occlusions indépendantes et prenez la moyenne des trois mesures de V₀ .
      REMARQUE : Un V 0 négatif_n’implique pas un volume ventriculaire négatif physiquement significatif ; il reflète plutôt les limites du modèle linéaire ESPVR et la non-linéarité sous-jacente de la mécanique ventriculaire, en particulier à faible volume et pression. La survenue de V 0 négatif_{est plus} fréquente dans les ventricules à forte contractilité, et surtout lorsque des ajustements linéaires sont appliqués sur des plages de charge plus élevées.
5. Calculez Ees comme la pente de la droite entre V₀ et le point moyen de pression et volume systolique à partir de l’étape 2.
   REMARQUE : À ce stade, des mesures de base ont été réalisées, et le modèle de maladie pertinent peut désormais être appliqué. L’expérience peut être mise en pause à ce niveau afin d’assurer une hémodynamique normale, des paramètres ventilatoires et des électrolytes.

5. Induction du choc cardiogénique ischémique

REMARQUE : Ce protocole décrit comment les EE peuvent être estimées sans occlusions IVC supplémentaires dans un modèle de SC ischémique, tel que décrit 4,11,12,13,14. Un protocole détaillé pour ce modèle de maladie dépasse le cadre de ce protocole et peut être trouvé ailleurs ²⁴. En résumé, l’AC est induite comme suit :

1. Produire une suspension d’origine de particules d’embolisation en mélangeant des microsphères de 0,125 g avec 5 mL de produit de contraste iodré et 5 mL de solution à 0,9 % de sérum physiologique, pour un volume total de 10 mL. Agitez doucement la suspension avant et pendant l’utilisation, et injectez 1 mL d’aliquotes via le cathéter guide coronaire (Figure 5).
2. Placez un cathéter coronarien guide (5–7 Fr, par exemple JL 3.5) à travers une gaine artérielle dans une artère carotide (voir étape 2) jusqu’à l’ostium de l’artère coronaire gauche.
3. Induire l’ischémie myocardique et la CS par microembolisation intracoronaire progressive de l’artère coronarienne principale gauche à l’aide de particules commerciales d’embolisation à l’alcool polyvinylique. Après chaque injection, laissez l’hémodynamique se stabiliser pendant 2 à 5 minutes, puis répétez les injections jusqu’à ce que le débit cardiaque thermodilué ou la saturation en oxygène veineux mixte diminuent de 30 % par rapport à la base (Figure 6).
   REMARQUE : L’induction réussie de la CS est confirmée par un rétrécissement des boucles PV et un décalage vers la droite du volume en fin de systolique, reflétant une diminution brutale de la^{contractilité 4,9}.

6. Détermination en série d’Ees à un seul battement tout au long de l’étude

REMARQUE : Les données PV peuvent être analysées à l’aide de LabChart 8 Pro ou d’un autre logiciel similaire incluant un module dédié d’analyse des boucles PV. Tous les enregistrements doivent être inspectés visuellement afin de garantir un rythme sinusal stable et l’absence de dérive du signal. Les cycles cardiaques individuels sont automatiquement segmentés par le logiciel et doivent être ensuite examinés manuellement. Les extrasystoles ventriculaires, ainsi que le battement immédiatement précédant et le temps immédiatement suivant le cycle ectopique, doivent être exclues, car les conditions de charge sont modifiées de manière transitoire sur les trois temps.

1. Après avoir défini un V₀ spécifique au sujet au départ (voir section précédente), effectuer une estimation en un seul battement des Ees sans occlusions supplémentaires de la CIV.
2. À chaque moment donné, effectuer trois suspensions consécutives en fin d’expiration pendant 10 à 20 cycles cardiaques tout en enregistrant les boucles PV. Pour chaque point temporel, en fonction des périodes de retenue de souffle, la moyenne ESP et ESV sont définies.
   REMARQUE : Assurez-vous d’un rythme sinusal stable pendant les périodes d’apnée transitoire. La morphologie de chaque boucle individuelle doit être soigneusement inspectée. Les boucles doivent être incluses uniquement s’ils représentent un cycle ventriculaire physiologiquement plausible avec des conditions de charge stables et une génération réaliste de pression ventriculaire. Les battements ectopiques, battements immédiatement précédant et suivant l’ectopie, ne doivent pas être inclus dans l’analyse (Figure 2). Pour des protocoles détaillés sur la sélection des battements, veuillez consulter les directives méthodologiques^{publiées 8,18}.
   ATTENTION : Un PEEP élevé peut influencer les conditions de retour veineux et de charge¹². Assurez-vous que les boucles tombent les unes sur les autres, indiquant des conditions de charge égales. Bien qu’environ 10 boucles soient généralement suffisantes pour l’analyse ESPVR, un enregistrement plus long de l’occlusion IVC peut parfois être nécessaire pour confirmer qu’aucun déplacement supplémentaire vers la gauche des points de fin systolique ne se produit alors que la pression continue de diminuer (Figure 2, Figure 3 et Figure 4).
3. Calculez les Ees pour chaque point temporel en utilisant les valeurs fixes V₀ et moyennes ESP et ESV issues des boucles PV de maintien de^{souffle 2}
   REMARQUE : Pour le reste du protocole, V₀ reste constant tandis que l’ESP et l’ESV peuvent varier selon les points temporels selon le protocole d’étude et les interventions. Ainsi, aucun effet de charge ou d’état contractile ne peut influencer V₀, seulement Ees.

Résultats

Les instructions ci-dessus présentent un protocole pour dériver les Ees sur une base à un seul battement, en maintenant constant le volume théorique de génération de pression nulle, V₀. Cette section présente les données de deux études menées dans notre laboratoire. Premièrement, une étude pilote distincte a été menée pour examiner le développement de V₀ et Ees après l’induction de CS. Deuxièmement, dans un vaste ensemble de données de 30 pigs inclus dans des études...

Discussion

Ce protocole décrit une stratégie pragmatique, reproductible et réalisable pour l’évaluation en série et indépendante de la charge de la contractilité du VVE, viable même dans les maladies cardiaques aiguës telles que l’AC ischémique. Le protocole utilise un intercept fixe sur l’axe du volume, V₀, pour estimer les Ees à partir de battements simples, évitant ainsi les occlusions répétées de la VCI et réduisant ainsi le risque d’arythmies et d’hypotension lors de conditions card...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
0.9% saline	Fresenius Kabi, Germany	921046	Microsphere suspension and flush
10 mL syringes	BD, USA	BD Plastipak 302143	Microsphere injection
12 Fr femoral venous sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Pour l'insertion du ballon d'occlusion de la CVI
20 G venous catheter	BD, USA	BD Insyte 381223	Accès veineux IV dans la veine de l'oreille
7 Fr femoral arterial sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Surveillance invasive de la pression artérielle
8 Fr carotid arterial sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Accès pour le cathéter LV PV
8 Fr jugular venous sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Accès pour le cathéter de l'artère pulmonaire
Contour PVA microspheres	Boston Scientific, USA	Contour 355–500 µm	Induction du choc cardiogénique ischémique
Coronary guide catheter	Boston Scientific, USA	JL 3.5 / JR 4.0	Accès coronaire pour l'injection de microspheres
ECG electrodes (3-lead)	Ambu, Denmark	BlueSensor P	Surveillance ECG continue
Endotracheal tube 7.5–8.0 mm	Smiths Medical, UK	Portex ETT	Intubation trachéale
Fentanyl (IV)	Hameln Pharma, Germany	Fentanyl Hameln	Analgésie IV continue
Fluoroscopy system	-	-	Guidage des cathéters
Heated blankets	3M, USA	Bair Hugger Warming Unit	Maintien de la normothermie
Heparin	Leo Pharma, Denmark	Innohep	Anticoagulation si utilisée
Iomeron contrast agent	Bracco Imaging, Italy	Iomeron 350	Angiographie coronaire et suspension de microspheres
IVC occlusion balloon catheter	Fogarty / Edwards Lifesciences, USA	Fogarty Occlusion Balloon	Réduction temporaire du précharge
LabChart 8 Pro software	ADInstruments, New Zealand	LabChart 8 Pro	Acquisition et analyse des boucles PV
LV PV catheter (admittance)	Millar Inc., USA	MPVS Ultra PV Loop Catheter	Mesure de la pression et du volume du LV par admittance
Mechanical ventilator	GE Healthcare, USA	Datex Ohmeda S/5	Ventilation à pression positive
MPVS Module	ADInstruments, New Zealand	MPVS Ultra/Duo	Interface pour le cathéter PV
PowerLab data acquisition system	ADInstruments, New Zealand	PowerLab 16/35	Acquisition de signal
Propofol (IV)	Fresenius Kabi, Germany	Diprivan / Propofol-Lipuro	Anesthésie IV continue
Pulmonary artery catheter 7.5 Fr	Edwards Lifesciences, USA	Swan-Ganz 131HF7	CO par thermodilution et pression de l'artère pulmonaire
Pulse oximeter	-	-	Surveillance de la saturation en oxygène périphérique
Rectal temperature probe	-	-	Surveillance de la température centrale
Seldinger guidewires	Terumo, Japan	Radifocus Guide Wire M	Accès vasculaire
Sterile saline flushes	Fresenius Kabi, Germany	0.9% NaCl	Nettoyage des gaines
Suture material	Ethicon, USA	Vicryl 3-0	Fixation des gaines
Syringe pumps	Becton Dickinson (BD), USA	BD Alaris	Infusion anesthésique continue
Ultrasound system	-	-	Guidage de l'accès vasculaire
Urinary catheter	Teleflex, USA	Rüsch Foley catheter	Drainage vésical
Zoletil (tiletamine/zolazepam)	Virbac, France	Zoletil 100	Utilisé pour la pré-anesthésie; mélangé avec butorphanol, kétamine, xylazine selon le protocole