Name: Lutilisation de cellules souches humaines périvasculaires pour la régénération osseuse (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-25T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Découvrez l'implantation de cellules souches périvasculaires humaines pour la régénération osseuse in vivo. Cette méthode combine PSC et échafaudages ostéoinductifs pour former du tissu osseux dans des modèles animaux.

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Ce travail a été soutenu par le CIRM Prix Early recherche translationnelle II TR2-01821, NIH / NIDCR (subventions R21 DE0177711 et RO1 DE01607), UC subvention à la découverte 07-10677, AWJ et RKS ont T32 bourses de formation des prix (5T32DE007296-14), jnz a une bourse de formation CIRM (TG2-01169).

1. Périvasculaire Isolement de cellules souches Cette opération est décrite en détail dans l'article «purification de cellules souches périvasculaires de tissu adipeux humain blanc" à côté, par M. Corselli et al. 2. Création d'échafaudage <ol><li> Les échafaudages sont fabriqués sur mesure selon le protocole précédemment publié à partir de poly (lactique-co-acide glycolique) (PLGA, Burmingham Polymer) avec revêtement d'hydroxyapatite 4-6. Apatite revêtues échafaudages PLGA sont fabriqués de 85/15 PLGA par coulée en solvant et un processus de lessivage particulaire. Les échafaudages sont créés dans une forme sphérique (2 mm de diamètre) pour l'implantation poche musculaire, une forme discoïde (4 mm de diamètre) pour l'implantation crânienne, ou cylindrique (4 mm de diamètre, 6 mm de longueur) pour fémorales défauts segmentaires. </li><li> En bref, PLGA / chloroforme solutions mélangé avec du saccharose (rapport polymère / sucrose 5/95, w / w) sont coulés dans un moule de diamètre téflon de 200 à 300 um à créer les contre-mesuretruct. Après lyophilisation nuit, échafaudages sont retiré du moule en Téflon et immergé dans ddH 2 O pour dissoudre le saccharose. Les échafaudages sont désinfectés par immersion dans de l'éthanol 70% pendant 30 min, suivie de trois rinçages de ddH 2 O. </li><li> Pour le revêtement d'apatite, un corps simulée solution fluide (SBF) est préparé par dissolution de CaCl 2 de manière séquentielle, de MgCl2 • 6H 2 O, NaHCO 3, et K 2 HPO 4 • 3H 2 O dans ddH 2 O. PH de la solution est abaissée à 6 par ajout d'acide chlorhydrique 1M pour augmenter la solubilité. Na 2 SO 4, KCl, NaCl et sont ajoutés et le pH final est ajusté à 6,5 (SBF 1). </li><li> Mg 2 + et HCO 3 - libre SBF (SBF 2) est préparé par addition de CaCl 2 et K 2 HPO 4 • 3H 2 O dans ddH 2 O et le pH est abaissé à 6. KCl et NaCl sont ajoutés et le pH final est ajusté à 6,8. Toutes les solutions sont stériles filtré à travers un membr de 0,22 um PSEane (Nalgene). Immédiatement avant le processus de revêtement, les échafaudages séchées PLGA sont soumis à décharge luminescente de gravure par plasma d'argon (Harrick scientifique) pour améliorer le mouillage et l'uniformité du revêtement. </li><li> Échafaudages gravées sont ensuite incubés dans le SBF 1 pour 12 h et changé de Mg 2 + et HCO 3 - libre SBF 2 pour un autre 12 h à 37 ° C sous agitation douce. Échafaudages revêtus sont lavés avec ddH 2 O pour enlever l'excès d'ions et lyophilisé avant de poursuivre des études. </li></ol> 3. L'implantation du modèle musculaire Pouch <ol><li> 100 ul d'une suspension de la CFP dans du PBS (tampon phosphate salin) sont délicatement déposés sur le sphérique PLGA basée sur implant immédiatement avant l'implantation. Cellules ont été pré-marquée par insertion lentivirale de luciole luciférase, de manière à permettre au poste d'implantation in vivo de suivi. La densité cellulaire est de 2,5 x 10 5 par implant. </li><li> SCID (sévère immunodéprimé combiné) chez la souris sont utilisés à 6 semaines d'âge. Les animaux sont anesthetized par inhalation d'isoflurane et une prémédication par la buprénorphine (Bedford Labs). Après la préparation Bétadine standard, incisions bilatérales dans les membres postérieurs sont faits (longitudinale et 2 mm de longueur). </li><li> Les poches sont coupées dans les muscles biceps fémoral par dissection parallèle à l'axe de la fibre musculaire de long. Pour chaque souris, l'implant à base de PLGA avec PSC est inséré, et le fascia du muscle est suturé avec 5-0 Vicryl (Ethicon). </li><li> La peau est ensuite fermé avec 5-0 Vicryl dans un modèle sous-cutanée. Les animaux sont traités en post-opératoire avec la buprénorphine pendant 48 heures et le TMP / SMX (triméthoprime / sulfaméthoxazole; Qualitest) pendant 10 jours. </li></ol> 4. L'implantation des défauts crânienne modèle <ol><li> Après anesthésie à l'isoflurane des souris SCID (12-14 semaines), les cheveux est tondue et la peau désinfectée avec de la Bétadine par protocole. </li><li> Une incision cutanée de 8 mm se fait le long de la suture sagittale médiane de la voûte de la souris. Ensuite, le vêlagearial périoste est délicatement enlevé par Q-tip application. </li><li> Ensuite, en utilisant diamantés bits de trépan dans un forage en haute-vitesse dentaire, un défaut de 4 mm d'os pariétal est créé. Le défaut est de pleine épaisseur - mais l'on prend soin de ne pas blesser la dure-mère sous-jacente. </li><li> Le sur-mesure PLGA basée sur l'implant avec les CSP greffées est ensuite placé en douceur dans le site de la lésion. La densité cellulaire est de 2,5 x 10 5 par implant. Enfin, la peau est suturée avec 6-0 Vicryl. Les animaux sont traités en post-opératoire avec la buprénorphine pendant 48 heures et TMP / SMX pendant 10 jours. </li></ol> 5. Le fémur Implantation segmentaire modèle de défaut <ol><li> Rats athymiques (12-14 semaines) sont anesthésiés sous inhalation d'isoflurane. Le fémur est nettoyée et préparée selon le protocole standard avec de la Bétadine (Figure 1). </li><li> Une incision de 27 à 30 mm longitudinale est faite sur la face antéro-externe du fémur. La diaphyse fémorale est ensuite exposée en séparant le lat vastuseralis et les biceps fémoral muscles (figure 2). </li><li> Afin de maximiser la cohérence de la régénération osseuse, le périoste recouvrant le défaut du fémur est complètement enlevée avec la résection du segment fémoral. </li><li> Une plaque de polyéthylène (longueur, 23 mm, largeur de 4 mm, hauteur, 4 mm) est placé sur la surface antéro-latérale du fémur. La plaque contient six trous pré-percés pour recevoir 0,9 mm de diamètre filetées de Kirschner (Zimmer). Prenant la plaque, comme un modèle, six broches de Kirschner filetées sont percés à travers la plaque et les deux corticales (Figure 3). </li><li> Ensuite, avec une lame de scie oscillante de petite taille (Stryker, MI), un de 6 mm à mi-diaphysaire défaut est créé. Défauts segmentaires sont ensuite traités par l'insertion d'implants à base de PLGA qui ont été chargés avec des cellules selon le protocole (figure 4). </li><li> Le muscle sus-jacente et le fascia sont fermées par 4-0 Vicryl résorbables pour fixer l'implant en place, et la peau est suturée. </li> 6. Des évaluations in vivo <ol><li> Évaluations radiographiques sont effectués de manière longitudinale à la fois par haute résolution et haute résolution XR μCT (micro tomodensitométrie) l'analyse. Pour une analyse μCT (Skyscan 1172F), les images sont numérisées à une résolution de 19.73 pm (100 kV et 100 mA source de rayonnement, en utilisant un filtre en aluminium de 0,5 mm). Les images sont analysées à l'aide DataViewer, Recon, CTAN, et des logiciels CTVol. </li><li> Imagerie par bioluminescence est également faite d'une manière série d'évaluer la prise de greffe de cellules, la viabilité, la prolifération et la migration d'exclure de l'implant. Imagerie par bioluminescence est effectuée en utilisant un dispositif de IVIS Lumina II (Caliper Life Sciences). Sorties de lumière sont quantifiés à l'aide du logiciel Image habitable (Xenogen). De sortie totale de la lumière est enregistré dans photons / seconde / cm ² / stéradian. </li><li> L'analyse histologique et histomorphométrique est réalisée post-mortem. Les taches courantes employées comprennent le trichrome de Masson, le bleu d'aniline, pentachrome, et Picrosirius rouge. L'analyse histomorphométrique est réalisée facilement avec soit le bleu d'aniline ou de taches pentachrome, dans lequel apparaît ostéoïde bleu foncé et jaune, respectivement. Pixels par champ à haute puissance sont calculées en utilisant l'outil Baguette magique dans Adobe Photoshop. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs Comme les deux défauts crânienne et fémorale sont essentiels entreprises, pas de guérison important doit être prévu sans traitement avec des facteurs de croissance ou de cellules souches exogènes. En termes de manoeuvres chirurgicales, la dissection poche musculaire devrait être le long des plans aponévrotiques et donc peu de saignements doivent être rencontrés. Même si le modèle poche musculaire est effectuée bilatéralement, la souris doit être marcher avec facilité le premier jour postopératoire 1. Pour le défaut crânienne, des saignements est rencontrée, mais peut être imbibé d'un Q-tip. Un soin extrême doit être pris de ne pas blesser la dure-mère sous-jacente - car cela perturberaitavec la guérison normale. Pour le modèle DSE, on prend soin de ne pas léser les vaisseaux sanguins principaux afin de ne pas causer le saignement excessif ou le nerf fémoral pour prévenir des dommages neurologiques. Broches de Kirschner sont percés avec une légère pression de manière à ne pas endommager l'os cortical dans le processus. <img alt="Figure 1." src="/files/ftp_upload/2952/2952fig1.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1."> Figure 1. La préparation préopératoire pour défaut segmentaire du fémur (DSE) chez des rats athymiques. Des rats mâles (12-14 semaines) sont anesthésiés sous inhalation d'isoflurane. Le fémur est nettoyée et préparée selon le protocole standard avec de la Bétadine. <img alt="Figure 2." src="/files/ftp_upload/2952/2952fig2.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2."> Figure 2. Exposition chirurgicale pour fémur défauts (DSE) la création segmentaire. Une incision longitudinale 27-30 mm est faite sur la face antéro-externe du fémur. La face latérale de la diaphyse fémorale est ensuite exposée en séparant le vastus lateraliset biceps crural. muscles <img alt="Figure 3." src="/files/ftp_upload/2952/2952fig3.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3."> Figure 3. Fixation pour fémur défauts (DSE) la création segmentaire. Une plaque de polyéthylène (longueur, 23 mm, largeur de 4 mm, hauteur, 4 mm) est placé sur la surface antéro-latérale du fémur. La plaque contient six trous pré-percés pour recevoir 0,9 mm de diamètre filetées des broches de Kirschner. Prenant la plaque, comme un modèle, six broches de Kirschner filetées sont percés à travers la plaque et les deux corticales. Ensuite, un de 6 mm à mi-diaphysaire défaut est créé. Une fois que ceci est effectué, un échafaudage sur mesure est directement inséré, qui correspond exactement à l'emplacement de défaut (non représenté). <img alt="Figure 4." src="/files/ftp_upload/2952/2952fig4.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4."> Figure 4. Exemple de défaut crânienne postopératoire. A 4 mm, une anomalie circulaire crânienne est créé dans l'os pariétal droit chez des souris athymiques. Imagée est ici un site de défaut implantés avecCSP à 8 semaines post-opératoires. A noter la présence d'un nouvel os dans le site de la lésion. </ol>

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</ol>

KT, BP, et CS sont des inventeurs de périvasculaires de cellules souches liées à des brevets déposés à l&#39;UCLA. Drs. KT, et CS sont les fondateurs de cicatrice Laboratories Inc, qui sous-licences périvasculaires de cellules souches liées à des brevets de l&#39;UC Regents. Dr Chia Soo est également un officier des laboratoires cicatrice, Inc

L&#39;isolement des CSP est bien décrit par ailleurs 1-3, y compris une publication JoVE soumis séparément traitant spécifiquement protocoles d&#39;isolement de la CFP et les méthodes. L&#39;objectif spécifique de cet article est de décrire et démontrer 3 protocoles pour la CFP en application in vivo de la formation osseuse / régénération. La pochette de souris SCID muscle est un modèle couramment décrit pour la formation osseuse ectopique humaine 7. Des différences importantes existent entre les extra-utérines et orthotopique (défaut) pour les modèles des os, y compris l&#39;interaction avec l&#39;hôte paracrine formation de cellules osseuses 8 ainsi que l&#39;abondance des facteurs de signalisation ostéogéniques présents dans le microenvironnement défaut squelettique. Deux défauts sont présentés ici, un defect8 crânienne et fémorale défaut segmentaire 4. Les deux sont bien documentés pour être critique de taille (c.-à-pas guérir de leur propre). Des différences intéressantes existent entre les défauts crânienne et fémorale. La première, lacellulaire: interaction entre les cellules et les cellules CSP xénogreffées endogènes est très différente. En termes d&#39;un défaut crânienne, CSP interagir avec la dure-mère sous-jacente (la couche la plus externe des méninges), ainsi que les ostéoblastes et les cellules périostiques circonscrivant le site du défaut. Il est important, l&#39;interaction entre les cellules implantées et les ostéoblastes qui entourent 8, ou des cellules implantées et qui sous-tend-mère (Levi et al., Sous presse) sont essentiels pour les cellules souches normales médiation ostéogenèse de procéder. En ce qui concerne le défaut de fémur segmentaire (DSE), les CSP xénogreffées sont exposés à une cellule très différente et de l&#39;environnement de cytokines. Par exemple, le site DSE est composé de cellules de moelle et d&#39;accompagnement des souches mésenchymateuses, ainsi que l&#39;endoste, le périoste et des os longs des ostéoblastes. Théoriquement, chaque cellule a sa propre réaction à la blessure, et chaque cellule peut avoir: les interactions des cellules avec des xénogreffes de la CFP. Autres différences claires existent entre crânienneet les défauts du fémur. Les os crânienne forment d&#39;abord par ossification intramembranaire, tandis que les os longs former à travers un intermédiaire du cartilage (ossification endochondrale). En outre, le processus de réparation post-traumatique a également reproduit ces origines développementales. Poste-DSE, la formation de cal cartilage est observée, alors qu&#39;aucune intermédiaire du cartilage est formé dans un défaut osseux pariétal. Enfin, l&#39;origine embryonnaire du crâne peut différer de celle des os longs. La majorité du crâne (y compris les cellules périvasculaires - péricytes - dans la région de la tête entière) est dérivé de la crête neurale (mesectoderm), tandis que le squelette appendiculaire est de dérivation mésoderme paraxial 9. Toutes ces différences peuvent entraîner des différences importantes en termes de réparation osseuse médiée par la CFP. L&#39;utilisation de CSP a plusieurs avantages par rapport traditionnelles tissu adipeux cellules stromales (ASCS). CSP ne nécessitent pas de culture et sont un whi cellules purifiées de la populationch ne comprennent pas les autres cellules stromales qui ne participent pas au - et peut même réguler négativement - la différenciation ostéogénique, comme les cellules endothéliales 10. En revanche, par exemple, des analyses clonales de CSA montrent que seule une sous-population sont capables de subir une différenciation ostéogénique in vitro 11. En fin de compte, les efforts du squelette de l&#39;ingénierie tissulaire sera probablement incorporer une cellule souche osteocompetent (tels que les CSP) avec facteurs de croissance exogènes et un échafaudage ostéoconducteur (tels que HA-PLGA utilisé dans les méthodes actuelles) de manière à mieux guérir les défauts squelettiques.

l&#39;utilisation de cellules souches humaines périvasculaires pour la régénération osseuse

Use of Human Perivascular Stem Cells for Bone Regeneration

Les cellules souches périvasculaires (CSP) peuvent être isolés en nombre suffisant à partir de tissus à des fins multiples de l&#39;ingénierie tissulaire osseuse 1-3. CSP sont une population FACS-triés de «péricytes» (CD146 + CD34-CD45-) et des cellules adventice »(CD146-CD34 + CD45-), dont chacun nous l&#39;avons déjà signalé pour avoir des propriétés de cellules souches mésenchymateuses. CSP, comme MSC, sont capables de subir une différenciation ostéogénique, ainsi que sécrètent pro-ostéogénique 1,2 cytokines. Dans le présent protocole, nous démontrons l&#39;osteogenicity de CSP dans plusieurs modèles animaux, y compris une implantation poche musculaire dans SCID (immunodéficience combiné sévère) des souris, une souris SCID défauts crânienne et un défaut segmentaire du fémur (DSE) chez des rats athymiques. Le modèle poche cuisse musculaire est utilisé pour évaluer la formation d&#39;os ectopique. Défauts crânienne sont centrées sur l&#39;os pariétal et standard sont de 4 mm de diamètre (taille critique) 8. DSE sont bicorticale et sont stabilisées avecun bar en polyéthylène et K-fils 4. Le DSE décrit est aussi un défaut de taille critique, ce qui ne modifie pas significativement guérir ses 4 propre. En revanche, si les cellules souches ou des facteurs de croissance sont ajoutés à la site de la lésion, la régénération osseuse significative ne peut être apprécié. L&#39;objectif global de xénogreffe CFP est de démontrer la capacité ostéogénique de ce type de cellule à la fois extra-utérines et orthotopique modèles de régénération osseuse.

Les cellules souches périvasculaires (CSP) sont une classe de cellules souches roman pour la régénération tissulaire du squelette similaire aux cellules souches mésenchymateuses (CSM). CSP peuvent être isolés par FACS (fluorescence tri cellulaire activé) à partir de tissu adipeux prélevés lors des procédures de liposuccion standard, puis combiné avec un ostéoinducteur échafaudage pour atteindre la formation osseuse<em&gt; In vivo</em&gt;.

L&#39;utilisation de cellules souches humaines périvasculaires pour la régénération osseuse

Les cellules souches périvasculaires (CSP) humaines peuvent être isolées en nombres suffisants à partir de multiples tissus à des fins d'ingénierie tissulaire squelettique1-3. Les CSP sont ...

L'objectif général de l'expérience suivante est d'observer les effets de l'implantation de cellules souches péri-vasculaires dans des modèles de différenciation osseuse ectopique et orthotopique. Ceci est réalisé en isolant d'abord des cellules souches à partir de tissu adipeux à l'aide de la technologie fax. Ensuite, des supports sur mesure sont fabriqués afin de fournir une surface permettant la différenciation cellulaire dans un environnement soit ectopique, soit orthotopique.Pour tester la formation osseuse induite par les CVP, des défauts squelettiques sont créés à l'aide d'un modèle de poche musculaire chez la souris dépourvue de poils, d'un modèle de calvaria chez la souris dépourvue de poils ou d'un modèle de défaut segmentaire fémoral chez le rat athymique, et la matrice greffée est placée dans le défaut. Des analyses radiographiques, histologiques et biochimiques révèlent que la différenciation des cellules souches péri-vasculaires conduit à une formation osseuse significative in vivo. Le principal avantage de l'utilisation des cellules souches péri-vasculaires par rapport à d'autres sources cellulaires plus traditionnelles est que les CVP, ou cellules souches péri-vasculaires, constituent une population plus homogène, ce qui augmente la pureté des cellules souches, améliore la production de facteurs trophiques et pourrait potentiellement accroître la formation osseuse.Commencez par créer un échafaudage comme décrit dans le manuscrit accompagnant. Préparez l'échafaudage pour l'implantation en y ajoutant une suspension cellulaire. Pour les modèles de poche musculaire chez la souris ou de défaut calvarial, utilisez une densité de 250 000 cellules par cent microlitres après anesthésie.Sacrifier des souris skid âgées de six semaines à l'isoflurane et à la buprénorphine. Effectuer une préparation standard à la Bétadine sur les membres postérieurs. Ensuite, réaliser une incision longitudinale bilatérale de deux millimètres et pratiquer une dissection émoussée pour créer des poches profondes de quatre millimètres dans les muscles biceps fémoraux.Parallèlement aux fibres musculaires, il ne devrait y avoir qu'un saignement minimal. Insérez l'implant colonisé par les CSP. Suturez maintenant l'aponévrose recouvrant le muscle selon un motif simple continu à l'aide d'un fil Vicryl 5-0.Ensuite, fermer la peau avec du Vicryl 5/0 en point sous-cutané. Postopératoirement, traiter les animaux avec de la buprénorphine pendant 48 heures et du T-M-P-S-M-X pendant 10 jours. La souris doit marcher facilement dès le premier jour postopératoire.Après l'anesthésie au fluorure d'isoflurane d'une souris skid âgée de 12 à 14 semaines, procédez à la préparation habituelle de la région calvarienne au Bétadine. Effectuez une incision cutanée de huit millimètres de long sur la suture sagittale médiane de la calvaria de la souris.Ensuite, retirez délicatement le périoste de la calvaria à l’aide d’un applicateur en coton et utilisez un applicateur pour absorber le saignement. À l’aide d’un foret carottier revêtu de diamant fixé à une fraise dentaire à grande vitesse, créez maintenant un défaut osseux pariétal de quatre millimètres. Réalisez un défaut en épaisseur totale, c’est-à-dire traversant complètement l’os, mais prenez un soin extrême de ne pas endommager la dure-mère sous-jacente, car cela interférerait avec la cicatrisation.Placez maintenant délicatement l'implant greffé avec les PSCs au site du défaut. Enfin, suturer la peau avec du Vicryl 6-0 en postopératoire. Traitez les animaux avec de la buprénorphine pendant 48 heures et du T-M-P-S-M-X pendant 10 jours.Commencez par nettoyer et préparer le fémur d'un rat amic âgé de 12 à 14 semaines, qui a été anesthésié avec de l'isoflurane. Utilisez le protocole standard au Bétadine. Pratiquez une incision longitudinale de 27 à 30 millimètres au niveau de la face antérolatérale du fémur.Ensuite, exposez le diaphyse fémoral en séparant les muscles vaste latéral et biceps fémoral afin d'éviter tout saignement excessif. Soyez prudent autour des vaisseaux sanguins principaux. Pour maximiser la régénération osseuse, complètement.Retirez le périoste recouvrant le défaut fémoral, ainsi que le segment fémoral résectionné. Évitez d'endommager le nerf fémoral afin de prévenir tout dommage neurologique. Placez maintenant une plaque en polyéthylène sur la surface antérolatérale du fémur.Six trous pré-percés dans la plaque permettent l'insertion de broches de Kirschner filetées de 0,9 millimètre de diamètre. En utilisant la plaque comme gabarit, percer six broches de Kirschner filetées à travers la plaque et les deux corticales. À l’aide d’une petite lame de scie oscillante, réaliser un défaut médian de six millimètres.Ensuite, implantez la PSC et le support greffé dans le défaut. Fermez le muscle et la fascia sus-jacents à l’aide de quatre points de suture résorbables en Vicryl. Pour fixer l’implant en place, administrez une analgésie au rat pendant deux jours après l’opération et surveillez-le pour détecter une éventuelle déhiscence de la plaie pendant quatre semaines après l’implantation dans la poche musculaire.Il y a eu une augmentation progressive du volume osseux et de la densité minérale osseuse, observée par micro-TDM et analyse en rayons X au cours des huit semaines suivant la création d'un défaut calvarien. Aucune cicatrisation osseuse n'a été observée en l'absence de support, en raison de la taille critique du défaut, ni avec un support dépourvu de cellules. Une cicatrisation mineure, estimée à environ 20 %, a été constatée, comme prévu. Une augmentation progressive de l'ossification du défaut a été observée avec un support ensemencé.Une ossification majeure s'est produite en deux semaines. L'ossification complète s'est réalisée huit semaines après la création d'un défaut fémoral. Une augmentation progressive de l'ossification a été observée lorsque le défaut était traité par la BMP-2, une union étant observée dès quatre semaines chez certains animaux, et tous les animaux étant guéris au bout de huit semaines.En revanche, aucune union osseuse n'a été observée en l'absence de support, ou avec un support dépourvu de cellules ou de protéine recombinante. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment isoler les cellules souches paravasculaires, comment utiliser ensuite ces cellules souches paravasculaires en association avec des supports ostéo-inductifs en PLGA, puis enfin, comment utiliser ces supports combinés et produits cellulaires selon trois méthodes différentes d'ingénierie tissulaire. Lors de la réalisation de chacune de ces procédures telles qu'elles sont présentées ici, quelques points importants doivent être gardés à l'esprit. Premièrement, dans le modèle de défaut calvarien, la préservation précise de la dure-mère garantit une cicatrisation adéquate.Deuxièmement, pour le modèle de défaut segmentaire fémoral chez le rat, il est important de minimiser les traumatismes aux nerfs et vaisseaux sanguins environnants. Une fois qu’un opérateur maîtrise une technique chirurgicale donnée, comme celle présentée ici, on peut s’attendre à ce qu’implanter dans chaque loge musculaire prenne environ 20 minutes, et que la réalisation correcte de chaque défaut calvarial et de chaque défaut segmentaire fémoral puisse prendre jusqu’à 30 minutes.

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JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Ce protocole décrit l'isolement de tissu adipeux dérivé des cellules stromales de lipoaspirate et la création d'une 4 mm de taille critique défaut crânienne pour évaluer la régénération osseuse.

Réparation d&#39;un modèle de critique des défauts de taille crânienne Utilisation adipeuses cellules stromales prélevés sur des Lipoaspirate

Les cellules souches mésenchymateuses (CSM) ont un potentiel de différenciation vers la lignée ostéoblastique lorsqu’elles sont stimulées par des facteurs solubles ou des biomatériaux spécifiques. Ce travail présente une nouvelle option pour l’administration de CSM à partir de la membrane amniotique humaine (AM-hMSC) qui utilise la matrice osseuse bovine Nukbone (NKB) comme échafaudage.

Isolement de mésenchymateuses humaines cellules souches et de leur culture sur la matrice osseuse poreuse

du tissu cardiaque humain héberge des populations de cellules précurseurs pluripotentes périvasculaires qui peuvent être appropriés pour la régénération du myocarde. La technique décrite ici permet l'isolement et la purification simultanée de deux populations de cellules stromales pluripotentes associées aux vaisseaux sanguins d' origine, c. -à- CD146 + CD34 - péricytes et les cellules CD34 + CD146 - cellules de l' adventice, du myocarde humain.

Isolement de périvasculaire Multipotentes Précurseurs cellulaires Populations de Cardiac Human Tissue

Culture de cellules humaines mésenchymateuses stromales (CSMh) avec du sérum autologue, réduit les risques de rejet par un matériau xénogénique et d'autres effets négatifs. Elle permet aussi la récupération d'un sous-ensemble de progéniteurs mésodermiques, qui peut délivrer CSMh frais. Incorporation CSMh dans un caillot de fibrine autologue permet une manipulation facile et l'implantation chirurgicale efficace.

Mésenchymateuses stromales Culture cellulaire et livraison dans des conditions autologues: Une approche intelligente pour les applications orthopédiques

Les cellules stromales dérivées du tissu adipeux peuvent être utiles pour concevoir de nouveaux tissus à partir des propres cellules d’un patient. Nous présentons un protocole pour l’isolement d’une sous-population de cellules stromales (ASC) humaines dérivées du tissu adipeux avec un potentiel ostéogénique accru, suivi de l’application des cellules dans un test de cicatrisation calvaire in vivo.

Isolement rapide de BMPR-IB + Adipose-Derived cellules stromales pour utilisation dans un calvarial Defect Modèle de guérison

Nous présentons ici un protocole afin de visualiser les vaisseaux sanguins formation in vivo et en temps réel en 3D échafaudages par microscopie multiphoton. L’angiogenèse dans les échafaudages génétiquement modifiés a été étudiée dans un modèle de défaut murine substance osseuse critique. Plus de nouveaux vaisseaux ont été détectés dans le groupe de traitement que chez les témoins.

Visualisation de l’angiogenèse par microscopie Multiphoton In Vivo en échafaudage de 3D-PLGA/PNVS génétiquement modifiés pour la réparation osseuse défaut critique substance

Une méthode pour créer et diffuser différentes niches humanisées de moelle osseuse chez la souris est présentée. Sur la base de la niche de soutien créée par les cellules mésenchymateuses humaines, l'addition de cellules endothéliales humaines induit la formation de vaisseaux humains, tandis que l'addition de rhBMP-2 induit la formation de tissu osseux matriciel humain-souris chimère.

Bioingénierie des microenvironnements humanisés de la moelle osseuse dans la souris et leur visualisation par imagerie en direct

Nous présentons un protocole visant à enquêter sur les biomarqueurs d’expression ARNm de cellules dérivées de périoste (PDC) induites par la vitamine C (vitamine C) et 1, 25-dihydroxy vitamine D [1,25-(OH)2D3]. En outre, nous évaluons la capacité de PDC à se différencier en ostéocytes, les chondrocytes et les adipocytes.

Isolement des cellules souches mésenchymateuses du périoste alvéolaire humaine et les effets de la vitamine D sur activité ostéogène du périoste dérivées des cellules

La thérapie osseuse par ossification endochondrale par implantation de tissu cartilagineux artificiel produit à partir de cellules souches mésenchymateuses a le potentiel de contourner les inconvénients des thérapies conventionnelles. Les hydrogels d’acide hyaluronique sont efficaces pour mettre à l’échelle des greffes de cartilage uniformément différenciées ainsi que pour créer un os intégré avec vascularisation entre les greffons fusionnés in vivo.

Formation osseuse intégrée par ossification endochondrale in vivo à l’aide de cellules souches mésenchymateuses

Ici, nous avons établi in vivo des ostéo-organoïdes déclenchés par des échafaudages de gélatine chargés de protéine 2 morphogénétique osseuse pour récolter des cellules souches/progénitrices hématopoïétiques thérapeutiques pour la reconstruction d’un système hématopoïétique et immunitaire endommagé. Dans l’ensemble, cette approche peut fournir une source cellulaire prometteuse pour les thérapies cellulaires.

Approche ostéo-organoïde in vivo pour la récolte de cellules souches/progénitrices hématopoïétiques thérapeutiques

Découvrez l'implantation de cellules souches périvasculaires humaines pour la régénération osseuse in vivo. Cette méthode combine PSC et échafaudages ostéoinductifs pour former du tissu osseux dans des modèles animaux.

L'utilisation de cellules souches humaines périvasculaires pour la régénération osseuse

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