Name: Moulage cérébrovasculaire de la souris adulte pour limagerie 3D et lanalyse morphologique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-30T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 42 s
Description: Apprenez le moulage cérébrovasculaire chez la souris adulte pour visualiser l'arbre vasculaire cérébral en 3D. Cette technique simple permet l'analyse morphologique par microscopie et micro-tomographie.

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Les auteurs remercient Voltaire Gungab de l&#39;aide pour la préparation des manuscrits. Ce travail a été soutenu en partie par des subventions de: la National Institutes of Health (T32 GM008440 à EJ Walker, R01 NS27713 à WL Young, P01 NS44155 à WL Young et H. Su) et R21 NS070153 à H. Su et de l&#39;American Heart Association (AHA 10GRNT3130004 à H. Su).

1. Effacement de sang de vaisseaux sanguins <ol><li> Anesthetize la souris par injection intrapéritonéale de 100 mg / kg de kétamine à 10 mg / kg de xylazine dilué dans 0,25 ml de solution saline. </li><li> Une fois l'anesthésie a été confirmée par aucune réponse à une pincée de patte, utiliser des ciseaux pour faire une incision sur la poitrine avec des ciseaux juste en dessous du processus xiphoïde, couper à travers le diaphragme, et couper entre le segment dorsale et ventrale de la cage thoracique pour exposer la cavité thoracique. Exposer coeur en repliant le sternum et la paroi thoracique adjacentes et sécurisé avec pince hémostatique. Ouvrez le sac péricardique avec des pincettes pour exposer le cœur. </li><li> Tournez sur la pompe de perfusion (100 mmHg de pression) connecté à chaud PBS plus héparine (5 unités / ml) solution dans le bain d'eau chaude à 37 ° C et les tubes avec une aiguille de calibre 22 émoussée sur la sortie. </li><li> Insérez l'aiguille dans le ventricule gauche, près de la pointe du cœur. Immédiatement à ciel ouvert l'oreillette droite afin de permettre des sorties artérielle systémique et continuer à rincer jusqu'à ce sang, jes retirés de la circulation. </li></ol> 2. Perfusion d'agent de casting dans le système vasculaire <ol><li> Préparer Microfil (Flow Tech, Inc Carver, MA) solution de moulage par protocole du fabricant: Mélangez 5 ml de diluant MV avec 4 ml de composé MV filtré. Ajouter 450μl (5%) de catalyseur (durcisseur MV). Temps de solution de travail est de 20 minutes, mais mélanger immédiatement avant l'emploi afin d'assurer une viscosité adéquate. </li><li> Retirer coulée solution d'agent dans une seringue de 10 ml, joindre une aiguille de calibre 20 émoussée à la seringue et l'aiguille avec remplissez solution. </li><li> Insérez l'aiguille dans le ventricule gauche par le même trou utilisée pour la chasse dans le sang. L'aiguille sécurisée en place avec pince hémostatique sur le cœur. </li><li> Injecter la solution agent de casting lentement dans le ventricule gauche à environ 3 ml / min. Une pression excessive peut conduire à des flux incorrecte agent de casting ou de rupture de la cuve potentiels. </li><li> Rechercher des signes de la perfusion de succès, notamment: la visualisation des suffragesl'agent d'ING dans le système vasculaire intestin et le foie, la décoloration membre distal, et le nez et décoloration de la langue. Réajustez aiguille si nécessaire pour atteindre une perfusion adéquate. </li></ol> 3. Collecte et traitement des tissus <ol><li> Retirez le cerveau et les placer dans du paraformaldéhyde 4% pendant une nuit à 4 ° C. </li><li> Déshydrater du cerveau en plaçant des paraformaldéhyde directement dans EtOH en plus concentré à température ambiante: 25% EtOH, 1 jour, 50% EtOH, 1 jour, 75% EtOH, 1 jour, 95% EtOH, 2 jours, et 100% EtOH, 2 jours . </li><li> Clarifier les tissus du cerveau autour des vaisseaux sanguins en immergeant le cerveau perfusé au salicylate de méthyle pendant 2 jours à température ambiante. </li><li> Vascularisation du cerveau entier clarifié non scié peut être visualisé avec le cerveau plongé dans du salicylate de méthyle sous un microscope à dissection (fig. 1) (Leica III MZFL microscope Leica Microsystems, Bannockburn, IL) ou microscopie fond clair (fig. 2) (Leica DM / LS, Leica Microsystems). </li><li> Reclarificationpeut être fait si le tissu n'est pas complètement effacée. Du salicylate de méthyle transfert de cerveau, d'EtOH à 95% pendant 2 jours, 100 EtOH% pendant 2 jours, et du salicylate de méthyle pendant 2 jours. </li></ol> 4. Micro-CT Imaging ou histologique des tissus Application-Préparation <ol><li> Le cerveau peut être imagée en utilisant des micro-CT directement après clarification ou après ré-hydratation (Fig. 4). </li><li> Pour préparer les tissus du cerveau pour l'analyse histologique, réhydrater le cerveau par EtOH diluée série: 100% EtOH, 1 jour, 95% EtOH, 1 jour, 75% EtOH, 1 jour, 50% EtOH, 2 jours, 25% EtOH, 2 jours , et stocker dans le PBS. Le cerveau peut alors être inclus dans la paraffine en utilisant une procédure standard. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs Après coulée vasculaire, l'cerebrovasculature peut être vu sur le macroscopiquement la surface du cerveau (Fig.1A). L'arbre vasculaire à l'intérieur du parenchyme peuvent être visualisées précisions suivantes (Fig. 1B). La structure détaillée vasculairespeuvent être visualisés et analysés au microscope fond clair (Fig. 2), la dissection étendue (fig. 3), et avec la micro-tomographie (fig. 4). En utilisant la microscopie en fond clair, la vascularisation peut être consulté à différents plans focaux, sans sectionner le cerveau (figure 2A), ainsi que microvaisseaux individu au plus fort grossissement (figure 2B). Sous un microscope à dissection, on peut voir toute la structure vasculaire dans un plan focal, permettant une meilleure visualisation de la structure tridimensionnelle de l'cerebrovasculature (Fig. 3). Les images prises sous un microscope à dissection peut présenter une morphologie grand navire et de la vascularisation du cerveau entier, mais il leur manque les détails montré sur les photos prises avec la microscopie fond clair (figure 2B). Cette technique nous a permis de détecter des vaisseaux irréguliers dans notre modèle expérimental chez la souris adulte BAVM 2. La figure 5 montre un exemple des mêmes vaisseaux irréguliers détectés par des micro-tomographie (figure 5A) et microscope à fond clair (Fig. 5B). Ensemble, ces données montre que nous pouvons analyser til même échantillon avec de multiples outils d'imagerie vasculaire après la coulée. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/2958/2958fig1.jpg"> Figure 1. Cerveau de souris entières suivantes coulée vasculaire. Avant (A) et après (B) la clarification au salicylate de méthyle solvant. Les navires peuvent être clairement visualisée sur la surface du cerveau (A) et dans la procédure du parenchyme précisions suivantes (B). <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/2958/2958fig2.jpg"> Figure 2. Images de microscopie en fond clair d'clarifié le cerveau coulé vasculaire. Cerveau peuvent être imagées à différents plans et à des niveaux de grossissement différent. Échelle Barre 200μm (A) et 50 microns (B). <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/2958/2958fig3.jpg"> Figure 3. Dissection image du microscope à 1x montrant toute cerebrovasculature cerveau adulte de souris à partir d'un point de vue dorsale. &lt;img alt = "Figure 4" src = "/ files/ftp_upload/2958/2958fig4.jpg" /&gt; Figure 4. Micro-CT scan image du même cerveau d'adulte de souris montre la figure 3 d'une vue dorsale. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/2958/2958fig5.jpg"> Figure 5. Application de la méthode coulée vasculaires pour détecter une malformation artério-veineuse cérébrale. A) Les micro-CT scan du cerveau coulé vasculaires montre région élargie, irrégulière, comme l'AVM-vaisseaux dans l'hémisphère droit d'une vue ventrale. Image agrandie de la région (boîte blanche) est montré sur la droite. B) Même vaisseaux irréguliers visualisés au microscope à un grossissement de 50x fond clair. La barre d'échelle 50 microns.

<ol><li>Bolland, B. J., Kanczler, J. M., Dunlop, D. G., Oreffo, R. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+in+vivo+muCT+evaluation+of+neovascularisation+in+tissue+engineered+bone+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Development of in vivo muCT evaluation of neovascularisation in tissue engineered bone constructs.</a> Bone. 43, 195-202 (2008).</li>
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</ol>

Les procédures expérimentales pour l&#39;utilisation des animaux de laboratoire ont été approuvés par le soin des animaux et du Comité institutionnel Utilisation de l&#39;Université de Californie, San Francisco (UCSF).

Nous rapportons ici une méthode pour la coulée de cerebrovasculature souris adulte qui peuvent être imagées avec des modalités différentes. L&#39;application de cette méthode à la BAVM modèle de la maladie permet une analyse 3D de vaisseaux irréguliers. Potentiel de futures études incluent la quantification des micro-CT des images, l&#39;analyse histologique du tissu, et le diagnostic de la progression de la maladie vasculaire. Problèmes communs rencontrés et suggestions Perfusion complète de la vascularisation du cerveau n&#39;est pas toujours atteint. Ayant assez de pression pour atteindre les vaisseaux sanguins distale sans rupture de l&#39;oreillette gauche ou l&#39;aorte est un défi. Pour surmonter ce problème, appliquez une pression constante d&#39;environ 100 mmHg. Aussi, d&#39;ajuster l&#39;aiguille mesure d&#39;assurer des sorties approprié de coulée agent dans l&#39;aorte. Il est important que les artères carotides sont pas limités donc l&#39;agent coulée peut atteindre les vaisseaux du cerveau. Procédures critiques qui sont en corrélation avec les petits vaisseaux améliorés parla fusion sont les suivants: (1) de compensation adéquate du sang de la vascularisation, (2) la filtration de l&#39;agent de casting, et placement de l&#39;aiguille (3) pendant l&#39;injection agent de casting. Des précautions doivent être prises pour éviter toute injection d&#39;agent de casting dans l&#39;oreillette gauche et du poumon. D&#39;autres chercheurs ont réussi à perfusé de souris et de rat 3 4 cerebrovasculature sans recourir aux procédures supplémentaires. L&#39;analyse manuelle des vaisseaux perfusés Microfil contrecolorées avec hemotoxylin montré 93% des navires lumière perfusion 5. Toujours jeter ou nettoyer complètement un outil qui vient en contact avec l&#39;agent de casting car il va polymériser rapidement, et les outils ne peuvent pas être utilisés pour de multiples sujets. Clarification du tissu entourant le cerveau de souris peuvent être difficiles. Après une immersion dans le salicylate de méthyle, le tissu peut apparaître encore opaques, rendant l&#39;imagerie navire difficile. Assurer la déshydratation et une clarification devrait résoudre ce problème. Placer le tissu cérébral sur une bascule au cours d&#39;alcool et de méthyle sle traitement peut améliorer la précision alicylate tissus. Inconvénients de la technique Les limitations de cette technique comprennent: (1) il est nécessaire d&#39;injecter la solution agent de casting immédiatement après sa préparation comme elle va épaissir rapidement après le catalyseur est ajouté; (2) l&#39;agent de casting remplit vaisseaux grande conductance facilement, mais il ne combler avec fiabilité des navires plus petits, comme les artérioles (vaisseaux de résistance) et capillaires (vaisseaux nutritifs) et (3), il n&#39;est pas le meilleur contraste radio-opaque pour les micro-imagerie CT, bien que certains groupes préfèrent Microfil pour les micro-imagerie CT 1,6. Cependant, suivant les suggestions proposées ci-dessus, y compris le placement d&#39;aiguilles, la position du navire et la pression de perfusion, casting complet de navires plus petits peuvent être atteints. L&#39;adaptabilité aux divers outils d&#39;analyse rend cet agent un outil précieux pour analyser la structure vasculaire cérébral, y compris la circulation artérielle et veineuse, avec diversesperspectives. Applications de la technique L&#39;avantage de cette méthode est son potentiel d&#39;application large. Le casting se remplit tous les navires, y compris les artères, veines et capillaires de tous les tissus dans le corps, donc des structures vasculaires dans de multiples organes de différentes espèces peuvent être analysés. Auparavant, d&#39;autres groupes ont utilisé cette perfusion pour les grands et les petits 7 8 navires dans les humains, de singes 9, 10 moutons, rats 4,11,12, et d&#39;une souris 3,13. Nous allons maintenant montrer des preuves de l&#39;utilisation de cette technique dans l&#39;analyse de la structure des microvaisseaux du cerveau de souris, dans les états sains et malades 2. En outre, il existe des solutions avec des viscosités différentes Microfil disponibles pour perfuser les bateaux de différentes tailles et différentes couleurs pour améliorer la visualisation des vaisseaux dans divers organes. Par exemple, le rouge peut être facilement visualisés dans le parenchyme cérébral pâle, jaune et contraste bien avecrouge foncé myocarde. Par ailleurs, comme le matériel est radio-opaque, la vascularisation peut être visualisé avec la micro-tomographie à obtenir une image 3D orientable. Le tissu peut également être utilisé pour des sections de paraffine et de l&#39;analyse histologique après avoir été imagée. Conclusion Nous démontrons ici un protocole pour faire un casting vasculaires des vaisseaux sanguins du cerveau de souris adultes, qui peuvent être adaptées en utilisant une variété de techniques d&#39;analyse pour étudier la structure morphologique de la cerebrovasculature. Nous avons également fourni des preuves pour l&#39;application de cette méthode à un modèle de l&#39;état de maladie BAVM, représentée par élargie, les vaisseaux de forme irrégulière que le sang du shunt artériel circulations veineuse. Il existe une variété de méthodes de coulée vasculaires disponibles. Le protocole simple que nous fournissons ici pour un casting vasculaire peut être utilisé comme un outil pour examiner les vaisseaux sanguins du cerveau de souris adultes en utilisant différentes modalités d&#39;imagerie.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Remarques </td></tr><tr><td> Microfil </td><td> FlowTech, Inc </td><td> MV130 </td><td> 4 mois la durée de vie </td></tr><tr><td> Salicylate de méthyle </td><td> Fisher Scientific </td><td> O3695-500 </td><td> de clarifier les tissus </td></tr></tbody></table>

moulage cérébrovasculaire de la souris adulte pour l&#39;imagerie 3d et l&#39;analyse morphologique

Cerebrovascular Casting of the Adult Mouse for 3D Imaging and Morphological Analysis

Imagerie vasculaire est cruciale dans le diagnostic clinique et la gestion des maladies cérébro-vasculaires, tels que des malformations artério-veineuses cérébrales (BAVMs). Les modèles animaux sont nécessaires pour étudier les thérapies étiopathogénie et le potentiel de maladies cérébrovasculaires. Imagerie de la vascularisation chez les gros animaux est relativement facile. Cependant, le développement de méthodes d&#39;imagerie navire de modèles murins des maladies du cerveau est souhaitable en raison du coût et la disponibilité de lignées de souris génétiquement modifiées. Imagerie de l&#39;arbre vasculaire cérébral murin est un défi. Chez les humains et les animaux plus gros, le gold standard pour évaluer la angioarchitecture au macrovasculaires (conductance) de niveau est de radiographie de contraste à base de cathéter angiographie, une méthode qui n&#39;est pas adapté pour les petits rongeurs. Dans cet article, nous présentons une méthode de coulée cérébrovasculaires qui produit un squelette durable de la totalité du lit vasculaire, y compris les artères, veines et capillaires qui peuvent être analysées à l&#39;aide de nombreuses dmodalités DIFFÉRENTES. Casting complet des microvaisseaux de l&#39;cerebrovasculature souris peut être difficile, toutefois, ces défis sont abordés dans ce protocole étape par étape. Grâce à perfusion intracardiaque de la matière coulée vasculaire, tous les vaisseaux du corps sont coulés. Le cerveau peut alors être retiré et clarifié à l&#39;aide du salicylate de méthyle solvant organique. Imagerie tridimensionnelle des vaisseaux sanguins du cerveau peuvent être visualisées de manière simple et peu coûteuse avec un microscope à fond clair conventionnel ou microscope à dissection. Le cerebrovasculature coulé peut également être visualisés et quantifiés à l&#39;aide de micro-tomographie par ordinateur (micro-CT) 1. En outre, après avoir été photographiée, le cerveau coulé peut être incorporé dans de la paraffine pour l&#39;analyse histologique. L&#39;avantage de cette méthode de coulée vasculaires par rapport aux autres techniques d&#39;adaptation est son éventail de divers outils d&#39;analyse, y compris l&#39;analyse microscopique fond clair, la tomodensitométrie en raison de la caractérisation radio-opaquetéristique de la matière, ainsi que l&#39;analyse histologique et immunohistochimique. Cette utilisation efficace de l&#39;utilisation de tissus peut sauver des animaux et réduire les coûts. Nous avons récemment démontré l&#39;application de cette méthode pour visualiser les vaisseaux sanguins irréguliers dans un modèle murin de BAVM adultes à un niveau microscopique 2, et fournir des images supplémentaires des vaisseaux malformés imagés par micro-CT scan. Bien que cette méthode a des inconvénients et peut-être pas idéal pour tous types d&#39;analyses, il est une technique simple, pratique qui peut être facilement apprises et largement appliquée à la coulée vasculaire des vaisseaux sanguins dans l&#39;organisme.

Dans cet article, nous présentons une technique simple, pratique pour la coulée vasculaire cérébral qui est facile à réaliser et peut être utilisé à l&#39;image de l&#39;arbre vasculaire du cerveau de souris adulte.

Moulage cérébrovasculaire de la souris adulte pour l&#39;imagerie 3D et l&#39;analyse morphologique

L'imagerie vasculaire est cruciale pour le diagnostic clinique et la prise en charge des maladies cérébrovasculaires, telles que les malformations artérioveineuses cérébrales (MAVc).

L'objectif général de cette procédure est de visualiser en 3D le réseau vasculaire cérébral de la souris adulte. Cette étape est réalisée en ouvrant d'abord la cavité thoracique et en éliminant tout le sang du système vasculaire par une perfusion intra-orale de PBS contenant de l'héparine. Après la perfusion, un agent de moulage est injecté dans le ventricule gauche afin de perfuser l'ensemble du système circulatoire. Le cerveau perfusé est ensuite prélevé et fixé dans du paraformaldéhyde.La dernière étape de la procédure consiste à déshydrater et à clarifier le tissu cérébral à l’aide d’éthanol et de salicylate de méthyle. En fin de compte, on peut obtenir des résultats montrant un cerveau de souris transparent dont l’arbre vasculaire peut être observé au microscope champ clair ou stéréomicroscope, ainsi que par tomodensitométrie micro-CT. Bonjour, je m’appelle Spen Walker à l’Université de Californie à San Francisco.Aujourd'hui, nous allons réaliser un moulage vasculaire du cerveau de souris adulte. Les principaux avantages de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que l'angiographie, sont qu'elle peut être appliquée à de petits animaux comme la souris. Elle ne nécessite aucun matériau radioactif et constitue une procédure relativement simple à réaliser.Il a permis l'adaptation à divers outils analytiques, notamment l'analyse en champ clair, l'analyse microscopique, la tomodensitométrie (scanner CT), en raison de la caractéristique radiopaque du matériau, ainsi que l'analyse histologique et immunohistochimique. Très bien, commençons. Anesthésiez la souris par injection intrapéritonéale de kétamine et de xylazine diluées dans du sérum physiologique, puis confirmez l'anesthésie complète par une pression sur la patte.Une fois l'anesthésie confirmée, utilisez des ciseaux pour pratiquer une incision transversale au niveau du thorax, juste en dessous du processus xiphoïde. Ensuite, sectionez le diaphragme, puis remontez entre les segments dorsal et ventral de la cage thoracique. Pour exposer la cavité thoracique, relevez le sternum et la paroi thoracique adjacente, puis fixez-les à l'aide d'un hémostat afin de mettre à nu le sac péricardique.Ensuite, ouvrez le sac péricardique avec des pinces si nécessaire pour exposer le cœur. Avec la pompe de perfusion réglée à 100 millimètres de mercure, commencez à perfuser du PBS contenant cinq unités par millilitre d'héparine, préchauffé à 37 degrés Celsius. Insérez l'aiguille contondante de calibre 22 reliée à la sortie de la pompe dans le ventricule gauche près de l'apex du cœur. Coupez immédiatement.Ouvrir l’oreillette droite pour permettre l’écoulement du sang systémique et poursuivre le lavage jusqu’à ce que le sang soit éliminé de la circulation. Préparer d’abord une solution d’agent de moulage en mélangeant cinq millilitres de diluant avec quatre millilitres du composé filtré. Ajouter ensuite 450 microlitres d’agent de durcissement et s’assurer d’utiliser la solution d’agent de moulage dans les 20 minutes.Mélangez la solution d'agent de coulée juste avant utilisation. Pour garantir une viscosité adéquate, aspirez la solution d'agent de coulée dans une seringue de 10 millilitres. Fixez une aiguille émoussée de calibre 20 à la seringue et remplissez l'aiguille avec la solution.Insérez l'aiguille dans le ventricule gauche par le même orifice utilisé pour le lavage du sang, puis fixez l'aiguille en place à l'aide d'une pince hémostatique. Injectez manuellement la solution d'agent de moulage dans le ventricule gauche à environ trois millilitres par minute, car une pression excessive pourrait entraîner un flux incorrect ou une rupture potentielle des vaisseaux pendant l'injection. Recherchez les signes d'une perfusion réussie, notamment la visualisation de l'agent de moulage dans le réseau vasculaire de l'intestin et du foie, une décoloration des membres distaux, ainsi qu'une décoloration du nez et de la langue. Ajustez l'aiguille si nécessaire afin d'obtenir une perfusion adéquate.Retirer le cerveau et le placer dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant une nuit à quatre degrés Celsius. Ensuite, déshydrater le cerveau sur une période de sept jours en plaçant directement le cerveau dans de l'éthanol de concentration croissante à température ambiante, en commençant le premier jour avec de l'éthanol à 25 %. Une fois le cerveau déshydraté, clarifier le tissu cérébral autour des vaisseaux sanguins en immergeant le cerveau perfusé dans du salicylate de méthyle pendant deux jours à température ambiante. Après deux jours, la vascularisation du cerveau entier clarifié peut être visualisée sans sectionnement par immersion dans du salicylate de méthyle, au microscope à champ clair, ainsi qu'au microscope stéréoscopique ou par scanner micro-CT. À l'aide de la microscopie à champ clair, la vascularisation peut être observée à différents plans de focalisation sans sectionner le cerveau, ainsi que les microvaisseaux individuels à un grossissement plus élevé.Montré ici dans le panneau inférieur. Sous un microscope stéréo, on peut observer l'ensemble de la structure vasculaire cérébrale dans un même plan focal, ce qui permet une meilleure visualisation de sa structure tridimensionnelle. Cette image montre la morphologie des gros vaisseaux et l'ensemble du réseau vasculaire cérébral, mais ne rend pas les détails visibles sur les images prises en microscopie en champ clair.L'analyse par micro-TDM permet la visualisation 3D du réseau vasculaire et la création de modèles 3D rotatifs. Pour illustrer le réseau vasculaire, on observe ici une structure vasculaire cérébrale anormale détectée par micro-TDM, en corrélation avec une image au microscope en champ clair de la même malformation vasculaire. Ensemble, ces données montrent qu'un même échantillon peut être analysé à l'aide de plusieurs outils d'imagerie après un moulage vasculaire.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment réaliser le moulage des vaisseaux sanguins du cerveau de la souris adulte à l’aide d’une solution Microfil. Cette procédure comprend l’élimination du sang de la vascularisation, l’injection intraventriculaire de la solution Microfil, la collecte et la préparation du cerveau de la souris adulte, ainsi que l’imagerie de la vascularisation cérébrale par microscopie en champ clair. L’objectif global de cette procédure est d’observer la vascularisation cérébrale du cerveau de la souris adulte en trois dimensions.

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Nous présentons une méthode pour former une fenêtre d'imagerie dans le crâne de la souris qui s'étend millimètres et est stable pendant des mois sans inflammation du cerveau. Cette méthode est bien adaptée pour les études longitudinales de la circulation sanguine, la dynamique cellulaire et cellulaire / structure vasculaire en utilisant la microscopie à deux photons.

Une poli et renforcé Diluée-crâne fenêtre for Long-term imagerie du cerveau de souris

Cette vidéo présente une procédure chirurgicale visant à implanter une fenêtre crânienne dans un modèle de souris pour un accès optique stable à différentes régions du cerveau.

Implantation d’une fenêtre d’imagerie crânienne dans un modèle murin : une procédure chirurgicale pour implanter une lamelle à base de verre pour un accès optique stable aux régions du cerveau murin

Source : Choi, J. P. et al.  Induction et imagerie micro-TDM de malformations caverneuses cérébrales dans un modèle murin. J. Vis. exp. ( 2017)Cette vidéo montre l’utilisation de l’imagerie micro-TDM pour visualiser les lésions de malformation caverneuse cérébrale (CCM) dans le cerveau d’une souris. Il détaille les étapes de préparation des échantillons, d’imagerie et de reconstruction d’images 3D afin d’évaluer la densité et l’emplacement des lésions CCM dans le tissu cérébral.

Imagerie micro-TDM avec produit de contraste de lésions de malformation caverneuse cérébrale dans le cerveau d’une souris

À l’aide d’IRM (humaines), d’un logiciel d’imagerie 3D et d’analyses immunohistologiques, nous documentons les modifications apportées aux ventricules latéraux du cerveau. La cartographie 3D longitudinale des changements de volume du ventricule latéral et la caractérisation des changements cellulaires périventriculaires qui se produisent dans le cerveau humain en raison du vieillissement ou d’une maladie sont ensuite modélisées chez la souris.

Modélisation 3D de la ventricules latéraux et histologique Caractérisation des tissus périventriculaire chez les humains et les souris

L'utilisation de plusieurs angles à couper le cerveau des petits de la souris, nous améliorons sur une tranche de cerveau aiguë décrite précédemment qui capture les liens entre la plupart des grands du mésencéphale et du cerveau antérieur structures auditives.

Modification d&#39;un Colliculo-thalamocortical cerveau de souris Slice, Intégrer l&#39;impression 3-D de la Chambre des composants et multi-échelle imagerie optique

Ce manuscrit décrit une procédure pour suivre le remodelage de la cerebrovasculature pendant amyloïde accumulation de plaque in vivo en utilisant longitudinale microscopie à deux photons. Préparation-crâne aminci permet la visualisation des colorants fluorescents pour évaluer la progression des lésions vasculaires cérébrales dans un modèle de souris de la maladie d'Alzheimer.

Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du Cerebrovasculature: Pertinence pour les maladies du système nerveux central

Ce protocole montre l’induction de la maladie dans un modèle murin de malformation caverneuse cérébrale et utilisations contraste amélioré micro tomographie par ordinateur pour mesurer le fardeau de la lésion. Cette méthode améliore la valeur établie de modèles de souris pour étudier les bases moléculaires et des thérapies potentielles pour malformation caverneuse cérébrale et autres maladies cérébro-vasculaires.

Induction et Micro-CT Imaging of Cerebral Cavernous Malformations dans le modèle murin

Le but de cette technique est la visualisation ex vivo des réseaux artériels pulmonaires des souris postnatales et adultes précoces par l’inflation pulmonaire et l’injection d’un composé à base de polymère radio-opaque par l’intermédiaire de l’artère pulmonaire. Les applications potentielles pour les tissus moulés sont également discutées.

Moulage vasculaire des poumons de souris postnatales adultes et précoces pour l’imagerie micro-CT

Cette étude décrit les étapes permettant d’obtenir des images à haute résolution du cerveau de souris néonatales en combinant la micro-tomodensitométrie (micro-TDM) et un agent de contraste dans des échantillons ex vivo . Nous décrivons des analyses morphométriques de base pour quantifier la taille et la forme du cerveau dans ces images.

Imagerie micro-tomodensitométrie et analyse morphométrique du cerveau néonatal de souris

La méthode de l’aiguille de la sténose asymétrique bilatérale de l’artère carotide commune est proposée pour créer un modèle murin de déficience cognitive vasculaire et de démence. Elle donne des résultats à plus long terme par rapport aux modèles précédemment établis et est compatible avec l’IRM en direct. La représentation visuelle démontrant la procédure fournit des conseils pour maîtriser la chirurgie.

Un modèle murin de déficience cognitive vasculaire et de démence basé sur la sténose bilatérale asymétrique de l’artère carotide commune guidée par aiguille

La microscopie intravitale permet d’étudier des processus biologiques dynamiques tels que la régénération tissulaire et le développement tumorale. La moelle osseuse calvaire, un tissu très dynamique, offre des informations sur l’hématopoïèse et la fonction vasculaire. L’utilisation d’un implant de fixation de la tête biocompatible imprimé en 3D permet une imagerie longitudinale répétitive, améliorant ainsi notre compréhension de la dynamique des tissus et du microenvironnement tumoral.

Imagerie longitudinale intravitale de la dynamique vasculaire dans la moelle osseuse calvaire

Apprenez le moulage cérébrovasculaire chez la souris adulte pour visualiser l'arbre vasculaire cérébral en 3D. Cette technique simple permet l'analyse morphologique par microscopie et micro-tomographie.

Moulage cérébrovasculaire de la souris adulte pour l'imagerie 3D et l'analyse morphologique

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