Name: In Vivo Imaging Systems (IVIS) Détection dun neuro-invasive virus encéphalitique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 21 s
Description: Découvrez une méthode d'imagerie bioluminescente pour détecter l'invasion virale du système nerveux central par un alphavirus chez la souris. Cette technique IVIS permet de visualiser en temps réel la progression de l'infection et d'évaluer l'efficacité des traitements antiviraux.

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Institut des sciences translationnelle UTMB-NIH 1UL1RR029876-01 et Alisha Prather pour son aide avec le montage vidéo pour ce manuscrit.

1. Préparation des animaux <ol><li> L&#39;arrivée des animaux: A votre arrivée à l&#39;échelle de l&#39;animal biosécurité 2 (ABSL2) les installations, permettre aux animaux un minimum de 2 jours pour s&#39;acclimater à leur nouvel environnement. Après cette période de repos, inspecter les animaux pour évaluer leur état de santé et l&#39;apparence physique. <ol><li> Lors de l&#39;utilisation rapporteurs fluorescents, il est important de placer tous les sujets animaux sur un régime alimentaire de la luzerne libres de limiter la quantité d&#39;autofluorescence et GI signal de fond. </li></ol></li><li> Rasage animaux: Pour améliorer le signal bioluminescent détecté à partir de la région crânienne lors de l&#39;imagerie, raser les têtes de tous les animaux. Anesthésier les animaux avec un mélange de gaz oxygène vaporisé et l&#39;isoflurane. Une fois que les animaux sont pleinement anesthésiés, utilisez une tondeuse électrique se raser la tête. Une fois terminé avec le rasage, renvoyer les animaux dans leurs cages et d&#39;observer une récupération complète des effets de l&#39;anesthésie. </li><li> Bio Medic donnéesL&#39;insertion des systèmes de transpondeur (BMDS) (qui aura lieu après le rasage de la souris alors que les animaux sont pleinement anesthésiés): Pour un moyen moins invasives pour suivre la température d&#39;un implant préprogrammé BMDS sans fil transpondeur voie sous-cutanée dans la région dorsale de chaque souris. Ces transpondeurs permettent d&#39;identifier sans fil et enregistrement de la température. Après l&#39;implantation du transpondeur, appliquer un adhésif tissulaire vétérinaire de qualité de la plaie. </li><li> Collection de référence: Avant l&#39;infection, enregistrer une température de référence et le poids de tous les animaux. Prélever du sang pour la réduction de neutralisation sur plaque d&#39;essai (PRNT) l&#39;analyse par rétro-orbitaires (RO) de fond perdu, tandis que les souris sont sous anesthésie. Après prélèvement de sang, vétérinaire pommade oculaire antibiotique pour réduire le potentiel infection bactérienne secondaire. Cette collection de référence devrait être complétée en tenant compte du nombre de fois où les animaux sont placés sous anesthésie à cause du stress sur les souris. Futures collections RO should être complété après l&#39;imagerie, tandis que la souris est toujours sous anesthésie. Le sang prélevé sur un maximum de RO devrait être d&#39;environ 200 pi. </li><li> Infection: souris sous anesthésie comme décrit précédemment. Inoculer par voie intranasale à l&#39;aide d&#39;une dose de 5x10 6 à 5x10 7 pfu TC83-luciférase dans un volume total de 40 ul diluée par Phosphate Buffered Saline (PBS) à travers une infection intranasale. Après l&#39;infection, placez la souris au sein de leur cage de logement et d&#39;observer la récupération. </li></ol> 2. Imagerie des animaux Avertissement: Gardez souris au sein de leur unité de logement, l&#39;enceinte de sécurité biologique (ESB), ou la boîte de confinement XIC à tout moment. Les enceintes de sécurité biologique approuvés pour ce protocole sont de type B1 ou B2 de classe II. <ol><li> Injecter tous les animaux avec 10 pl par gramme de poids corporel de intrapéritonéale (IP) de la luciférine à une concentration de 15 mg / ml. <ol><li> Les souris ayant reçu Ampligen doivent être injecteIP d à une dose de 12,5 mg de poids corporel / kg lors de l&#39;infection heures après -4 ou 48 h après l&#39;infection en fonction de leur groupe. </li></ol></li><li> Avant l&#39;injection avec la luciférine, séparer les souris en groupes de trois pour assurer un ajustement approprié dans la boîte de confinement XIC-3. <ol><li> Pour toutes les images, utiliser une pommade oculaire / lubrifiant pour empêcher le séchage de la cornée dans toute la procédure. </li></ol></li><li> Ouvrez le logiciel LivingImage et appuyez sur Initialiser pour préparer la boîte d&#39;imagerie; économie d&#39;auto ensemble, le temps d&#39;exposition sur auto (temps d&#39;exposition sur auto est une nouvelle fonctionnalité du logiciel LivingImage 3.2 et plus récent), voir le terrain à C, et le filtre à ouvrir; champ de vue est fondée sur le nombre de souris vous êtes imagerie; filtre et peut être optimisé en fonction des besoins pour des projets d&#39;imagerie. </li><li> Assurez-vous que les filtres à charbon air n&#39;ont pas expiré, le réservoir d&#39;oxygène est pleine, l&#39;isoflurane et le réservoir est rempli. Placez de petites bandes de ruban électrique dans le XIC-3 iboîte de consolation qui aide à réduire le déplacement des animaux lors de l&#39;imagerie. </li><li> Injecter les souris avec la luciférine IP, comme décrit dans la section 2.1 et sa place dans la chambre d&#39;induction isoflurane (avec couvercle ouvert) pendant 3-5 min. </li><li> Après 5 minutes, fermez le couvercle de la chambre d&#39;induction et démarrer le flux de l&#39;isoflurane. L&#39;anesthésique est actionné à environ 3-5% de l&#39;ensemble de débits d&#39;écoulement d&#39;oxygène à environ 2,0 L / min. Une fois complètement inconscient attendre un autre 30 secondes et transférer les souris à la boîte d&#39;isolation XIC-3. S&#39;assurer que le poste de sécurité microbiologique étant utilisée permet le coffre-fort balayage de l&#39;isoflurane que cette procédure implique la perte de l&#39;isoflurane à partir de la chambre d&#39;induction (l&#39;unité IVIS contient ses propres passifs bidons équitable et la boîte de confinement XIC-3 se connecte directement à l&#39;entrée / sortie prises pour assurer contenues flux anesthésique). <ol><li> Transférez les souris basés sur puce / numéro de groupe dans la boîte d&#39;isolation XIC-3 avec le connecteur isoflurane ci-joint und ouvrir. Placez la souris de sorte qu&#39;ils sont énoncés en décubitus sternal avec des têtes délicatement posées sur les rubans adhésifs. </li></ol></li><li> Essuyez la zone de confinement XIC avec les mains éthanol de pulvérisation, et le fond du XIC-3 avec CaviCide, et transférer à la chambre d&#39;imagerie IVIS. Rebranchez l&#39;anesthésie de la zone de confinement fois à l&#39;intérieur de l&#39;unité d&#39;imagerie. </li><li> Après 10 minutes après l&#39;injection de luciférine, l&#39;image des souris via le logiciel vivante image. </li><li> Suite à l&#39;imagerie initiale avec un filtre ouvert, lancez une DLit 3-Dimensional imagerie utilisant l&#39;analyse de la séquence et la configuration Assistant Image de bioluminescence luciférase de luciole. Ce processus d&#39;imagerie prendra 4-5 min et devrait être achevée dans un champ de vue pertinent pour le nombre de souris souhaités. <ol><li> Ex-vivo analyse est possible autopsie suivante et la collecte du cerveau. Placez le cerveau sur une boîte de Pétri stérile, goutte à goutte 50-100 ul de stock luciférine sur le dessus, et sa place dans l&#39;imaGing boîte. </li></ol></li><li> Finaliser une seconde image ouverte filtre à 15-17 min après l&#39;infection à la fin de l&#39;imagerie DLit. Assurer une analyse de séquence est éteint et le champ de vision et les paramètres de filtre sont retournés à la configuration précédente. </li></ol> 3. Souris de retour et d&#39;analyse de données <ol><li> Éteignez le vaporisateur isoflurane et le transfert de la zone de confinement XIC retour à l&#39;enceinte de sécurité biologique. </li><li> Placez les souris de retour au sein de leur unité de logement, fermer le haut, vaporiser l&#39;extérieur avec un désinfectant approprié et remettez le casier de stockage. <ol><li> Veiller à ce que les souris ont complètement récupéré de l&#39;anesthésie. </li></ol></li><li> Répétez la procédure ci-dessus jusqu&#39;à ce que l&#39;expérience nécessite d&#39;imagerie est terminée. </li><li> Désinfecter le BSC, arrêtez l&#39;appareil et transférer toutes les données vers un emplacement en dehors de laboratoire pour une analyse ultérieure. </li><li> Analyser les données et de générer des images en 3 dimensions basées sur les résultats IVIS utiliser le logiciel LivingImage. <ol><li> S&#39;assurer que l&#39;image est correctement orientée et l&#39;éclairage / balance des couleurs est réglé. Dans la palette d&#39;outils des options incluent Réglage de l&#39;image, les services correctionnels, Informations sur l&#39;image et les outils de ROI. </li><li> Utiliser des formes ROI d&#39;identifier les forces de signaux spécifiques sur la base de l&#39;emplacement. </li><li> Reconstruire la topographie de la surface pour mettre en évidence le corps de la souris, initialiser la reconstruction 3D DLit, et utiliser un ajustement linéaire pour définir la carte d&#39;organes à la reconstruction topographique. </li></ol></li><li> Une analyse plus titrage viral peut être complété par la collecte de sang et les organes. Le titrage dans cette étude a été réalisée par l&#39;homogénéisation du tissu cérébral dans aigles modifié moyenne (MEM). L&#39;homogénat a été dilués en série et nous avons infecté une plaque à 6 puits de cellules Vero pendant 1 heure. Les cellules ont été recouvertes d&#39;une superposition agarose/2xMEM 1,5% et incubées pendant 2 jours à 37 degrés. Les cellules ont été fixées avec 10% de formol pendant 30 min et colorées aveccristal violet. </li></ol>

<ol><li>Steele, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+Neurovirulence+and+Tissue+Tropism+of+Wild-type+and+Attenuated+Strains+of+Venezuelan+Equine+Encephalitis+Virus+Administered+by+Aerosol+in+C3H%2FHeN+and+BALB%2Fc+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology+Online%22%5BJournal%5D)">Comparative Neurovirulence and Tissue Tropism of Wild-type and Attenuated Strains of Venezuelan Equine Encephalitis Virus Administered by Aerosol in C3H/HeN and BALB/c Mice.</a> Veterinary Pathology Online. 35, 386-397 (1998).</li>
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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Bien que ce protocole couvre les aspects d&#39;imagerie pour l&#39;analyse in vivo, il est important de reconnaître le vecteur bioluminescente comme un facteur clé pour de futures études. Notre utilisation de TC83, une souche vaccinale atténuée de VEEV, comme un vecteur d&#39;expression de la luciférase en sorte que de grandes quantités de l&#39;enzyme sont produites en raison du taux élevé de réplication du virus dans le SNC, comme décrit précédemment 1-4. Bien que l&#39;ajout d&#39;un seco...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> D-luciférine </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> L&#39;isoflurane </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Xenogen IVIS système (Spectrum) </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Système d&#39;anesthésie XGI-8-gaz </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Boîte de confinement XIC-3 </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> LivingImage 4.0 Logiciel </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Télémétrie / identification des puces </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td> TSIP-300 </td><td> L&#39;identification des animaux et Temperrature </td></tr><tr><td> Seringue BD Integra TB 1 ml avec 26 gx 3/8 &quot;aiguille </td><td> Fisher Scientific </td><td> 305279 </td><td></td></tr><tr><td> Adhésif tissulaire Vet Bond </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9259532 </td><td></td></tr><tr><td> Pommade ophtalmique Vetropolycin </td><td> Webster produits vétérinaires </td><td> 78444656 </td><td></td></tr><tr><td> Phosphate de Dulbecco saline tamponnée 1X </td><td> Invitrogen </td><td> 14190-144 </td><td></td></tr><tr><td> BMDS Chip Lecteur </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td> DAS-7007S </td><td></td></tr><tr><td> DAS-HOST Software </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td></td><td> Utilisé pour télécharger des informations sonde </td></tr></tbody></table>

in vivo imaging systems (ivis) détection d&#39;un neuro-invasive virus encéphalitique

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Avancées modernes dans la technologie d&#39;imagerie encourager le développement et l&#39;affinement de la façon dont la recherche virale est accompli. Initialement proposé par Russel et Burch en 3R Hume (remplacement, réduction, raffinement), l&#39;utilisation de modèles animaux dans la recherche scientifique est sous pression constante afin d&#39;identifier de nouvelles méthodes pour réduire l&#39;utilisation des animaux, tout en améliorant la précision scientifique et de rapidité. Un défi majeur pour les directeurs de Hume cependant, est de savoir comment s&#39;assurer que les études sont exacts, tout en réduisant la morbidité des maladies animales et chiffres globaux. Études sur l&#39;efficacité des vaccins actuellement besoin d&#39;un grand nombre d&#39;animaux afin d&#39;être considéré comme statistiquement significatif et entraînent souvent des taux élevés de morbidité et de mortalité critères d&#39;évaluation pour l&#39;identification de la protection immunitaire. Nous avons utilisé l&#39;imagerie in vivo des systèmes (IVIS) en conjonction avec une enzyme bioluminescente luciole progressivement suivre l&#39;invasion du système nerveux central (SNC) par un riencephalitic virus dans un modèle murin. En général, la maladie progresse relativement lentement, mais la réplication du virus est rapide, en particulier dans le système nerveux central, et peut conduire à une souvent une issue fatale. Suite à l&#39;infection intranasale des souris avec TC83-Luc, une souche atténuée du Venezuela virus de l&#39;encéphalite équine modifié pour exprime un gène de la luciférase, nous sommes en mesure de visualiser la réplication du virus dans le cerveau au moins trois jours avant l&#39;apparition des symptômes cliniques de la maladie. Utilisant invasion du SNC comme un critère clé de la maladie encéphalitique développement, nous sommes en mesure d&#39;identifier rapidement thérapeutique et la protection vaccinale contre TC83-Luc infection avant les symptômes cliniques. Grâce à la technologie IVIS nous sommes en mesure de démontrer le dépistage rapide et précis de la thérapeutique de médicaments et de vaccins, tout en réduisant le nombre d&#39;animaux et la morbidité.

Avec un virus génétiquement modifié, TC83-luciférase, nous avons vu une augmentation de la puissance du signal bioluminescent que la réplication du virus se déplace de la région nasale dans le SNC centrales (figure 1). En raison du taux élevé de réplication virale, nous nous attendons à de hauts niveaux de signal bioluminescent (figure 2A) dépendant du vecteur et de la réponse immunitaire des animaux au vecteur. On s&#39;attendre à ce signal d&#39;augmentation de continuer jusqu&#39;à u...

En utilisant la luciférase et in vivo des systèmes d&#39;imagerie (IVIS) comme un nouveau moyen d&#39;identifier les maladies extrêmes avant de développements cliniques se produire. IVIS nous a permis de visualiser en temps réel l&#39;invasion des virus encéphalitique sur plusieurs jours, en fournissant un modèle de maladie plus précise pour des études futures. Il nous a également permis d&#39;identifier les caractéristiques protecteurs potentiels des antiviraux et des vaccins plus rapidement que les modèles animaux actuellement utilisés. La capacité d&#39;utiliser des animaux individuels sur plusieurs points temporels assure aux besoins des animaux réduits, des coûts et de la morbidité globale pour les animaux utilisés assurer un moyen plus humain et plus scientifique de l&#39;étude des maladies.

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Détection d&#39;un neuro-invasive virus encéphalitique

Les avancées modernes des technologies d'imagerie encouragent le développement et le perfectionnement continus des méthodes de recherche virale. Initialement proposées par...

Aujourd'hui, nous présentons une méthode de détection des infections du système nerveux central par un virus alpha au sein des espèces du genre Aurine, en utilisant la technologie bioluminescente. Cette méthode exploite la souche vaccinale vivante atténuée TC-83 du virus de l'encéphalite vénézuélienne du cheval, modifiée par l'insertion d'un gène de luciférase de luciole, permettant de suivre la réplication du virus et sa propagation au sein de l'hôte. Dans un article récemment publié sur les vaccins, nous avons démontré notre capacité à visualiser l'invasion du système nerveux central et à l'utiliser comme critère d'évaluation final pour tester l'efficacité de vaccins et de traitements antiviraux, avant même l'apparition de symptômes cliniques dans les groupes témoins.Bonjour, je m'appelle Allison Ard, et je suis technicienne en biologie animale dans les laboratoires de haute sécurité de l'Université de Texas Medical Branch. Les travaux que vous verrez dans cette vidéo ont été réalisés par mes soins, ainsi que par Michael Patterson, étudiant diplômé de l'UTMB, et Katie Taylor, étudiante diplômée senior de notre laboratoire. L'ensemble des travaux présentés a été mené au sein du Galveston National Laboratory, avec l'approbation complète du comité IACUC et en respectant les réglementations en matière de santé environnementale et de sécurité, en utilisant des systèmes d'imagerie in vivo.L'IVUS nous permet de réduire le nombre d'animaux nécessaires dans nos études, car nous sommes capables de générer des images quotidiennement pour chaque animal individuel. Un aperçu aujourd'hui montrera la préparation de l'animal, incluant la tonte du front, le marquage BMDS, l'infection intranasale avec le TC 80 D, l'injection intrapéritonéale de Lucifer pour l'imagerie, la manipulation et le transfert de l'animal depuis la cabine de confinement Biocon vers la boîte d'imagerie. Depuis la boîte d'imagerie, nous transférerons l'animal vers l'appareil d'imagerie Caliper, le processus réel d'imagerie, l'imagerie en deux et trois dimensions, puis le transfert des animaux après l'imagerie vers la cabine de sécurité biologique.Notre laboratoire animalier dispose d'une hotte de sécurité de classe deux dans laquelle ont lieu toutes les procédures in vitro et in vivo. À côté de la hotte de sécurité se trouve le Cali ivu spectrum équipé d'un vaporisateur d'isoflurane, ainsi que d'une interface informatique. Le vaporisateur d'isoflurane permet une administration précise d'anesthésique inhalé et constitue un moyen plus rapide et plus sûr d'anesthésier les souris par rapport aux anesthésiques injectables.La boîte d'imagerie XI C3 est un dispositif scellé équipé d'une filtration HEPA, ce qui nous permet de transporter en toute sécurité des animaux à l'intérieur du laboratoire. Dans des études antérieures, nous avons déterminé que les espèces marines à pelage foncé présentent un signal bioluminescent atténué directement lié à leur fourrure. Nous recommandons le rasage du front et du museau afin d'améliorer la détection du signal tout au long de l'étude.Au cours de nos études, nous utilisons des puces transpondeuses BMDS, qui nous permettent de recueillir sans fil des informations sur la température et l'identification des animaux. Cette méthode de collecte permet de réduire la manipulation des animaux et leur stress. Le pelage est aplati à l’aide d’un tampon imbibé d’éthanol, puis la puce est insérée par voie sous-cutanée.Alors que la souris est sous anesthésie, nous anesthésions les animaux pour l'infection intranasale. Une fois inconscients, nous tenons chaque animal doucement par la nuque, le museau dirigé vers le haut.20 microlitres sont pipettés dans chaque narine. Pour un total de 40 microlitres par souris, les animaux sont laissés respirer entre chaque goutte afin que l'inoculum ne s'accumule pas à l'arrière de la gorge. Pour l'injection intrapéritonéale de luciférine, les animaux sont doucement immobilisés en prenant le repli de peau dorsal entre les doigts et en plaçant la queue sous les doigts auriculaire et annulaire.De la luciférine est ensuite injectée dans l'abdomen de chaque animal afin d'assurer une diffusion maximale de la luciférine dans la circulation sanguine. Nous attendons de cinq à dix minutes après l'injection avant d'administrer l'anesthésie aux souris pour l'imagerie. Une fois anesthésiées, les animaux peuvent être transférés dans la boîte d'enceinte d'imagerie XI C3.Leurs têtes sont délicatement placées sur des bandes de ruban adhésif électrique noir, ce qui réduit le déplacement crânien. En raison des mouvements liés à la respiration qui pourraient interférer avec le processus d'imagerie pour toutes les modalités d'imagerie, y compris l'imagerie tridimensionnelle et la protraction complète des membres, une position couchée dans l'unité XI C3 garantit une cartographie topographique optimale. Une fois tous les animaux correctement positionnés, scellez la boîte XI C3 et essuyez l'extérieur de l'unité avec de l'éthanol ; désinfectez vos mains avant de retirer la boîte de la hotte de sécurité. Lorsque vous placez la boîte XI C3 dans l'unité d'imagerie ivus, assurez-vous que les entrées d'anesthésique et les contours sont correctement connectés aux filtres HEPA fixés à la boîte XI C3. Vérifiez également que la grille d'imagerie englobe complètement les souris avant de fermer l'unité d'imagerie et d'activer le flux d'anesthésique. Une fois le logiciel Living Image ouvert, vous devrez vous connecter sous votre nom d'utilisateur.Vous initialisez ensuite l'unité d'IVUS. Lorsque l'unité d'IVUS est prête, l'indicateur de température passe au vert, ce qui se produit aux alentours de moins 90 degrés Celsius Ferrari work. Nous utilisons un temps d'exposition à détection automatique et laissons tous les autres paramètres à leurs valeurs par défaut.Une fois l'image acquise, elle apparaîtra sur l'écran principal. Vous avez la possibilité de sélectionner des régions d'intérêt, ce qui vous permettra de détecter automatiquement des zones spécifiques présentant une forte intensité du signal. Cela vous permettra également de saisir manuellement des régions d'intensité que vous souhaitez visualiser, que le système n'identifie pas automatiquement pour l'imagerie tridimensionnelle.Sélectionnez une option de configuration de séquence, sélectionnez l'assistant d'imagerie, puis sélectionnez bioluminescence. Une fois la bioluminescence choisie, cliquez sur DLIT puis sur suivant. Sous DLIT, assurez-vous que le capteur approprié est sélectionné pour US Firefly, puis cliquez sur suivant.Assurez-vous que toutes vos informations sont correctes. Notre sujet d'imagerie est une souris avec un champ de vision de taille C. Nous cliquons ensuite sur suivant et cela produit un ensemble de cinq images à des longueurs d'onde variables, allant de cinq 60 nanomètres à six 40.Dans notre première image, nous disposons également de l'image topographique, réalisée pour permettre une imagerie tridimensionnelle. Nous cliquons ensuite sur acquérir la séquence. Une fois les cinq images obtenues, nous pouvons fermer la configuration de la séquence d'imagerie et commencer à manipuler notre image.Pour élaborer une reconstruction tridimensionnelle, nous devons d'abord nous assurer de disposer d'une carte topographique précise. Nous définissons notre sujet comme étant une souris à pelage et une orientation dorsale, puis nous procédons à sa reconstruction. Nous mettons en évidence la souris elle-même, en évitant de surligner toute zone d'arrière-plan de la boîte.Nous cliquons sur suivant, et cette section peut prendre un certain temps selon votre image et le système informatique que vous utilisez. Une fois terminé, vous obtiendrez une carte topographique du corps de votre souris. Vous passez ensuite à la reconstruction 3D par DLIT.Assurez-vous que vos paramètres de seuil et les propriétés de votre tissu sont correctement définis. Sélectionnez démarrer pour notre cerveau, puis sélectionnez reconstruire. Il s'agit d'un autre point temporel qui peut prendre un certain temps selon votre système informatique.Lorsque l'opération est terminée, vous verrez un signal qui apparaît sur votre carte topographique. Vous devez alors cliquer sur Outils 3D, puis sur Registration, Organ Atlas, et pour notre cas, l'orientation dorsale femelle. Nous pouvons ensuite modifier l'opacité des organes afin d'améliorer la superposition, puis cliquer sur Ajustement linéaire pour ajuster la carte topographique au jeu d'organes numériques.Nous pouvons retirer tous les organes, sauf ceux que nous souhaitons identifier effectivement grâce au signal d'imagerie ultrasonore du cerveau. À l'aide de cette technologie, nous sommes également en mesure de créer une vidéo tridimensionnelle, ce qui nous permet de faire pivoter l'image, de modifier l'opacité, de changer de vue, de faire un zoom avant, de retirer des organes, puis finalement de faire un zoom arrière. Une fois l'acquisition d'images terminée, éteignez le vaporisateur d'isoflurane et débranchez la boîte de confinement XI C3.Replacer la boîte scellée dans la cabine de sécurité biologique et retirer délicatement les souris du ruban adhésif électrique. Pour des durées d'imagerie plus longues, dans l'ABS L deux, les souris peuvent être maintenues au chaud par une manipulation appropriée avec des gants.Nous observons attentivement les animaux afin de nous assurer d'un réveil complet de l'anesthésie. Nous tenons à remercier le Dr Pessler ainsi que toutes les personnes du laboratoire qui ont contribué à ce projet. Nous remercions également le Galveston National Laboratory, qui a fourni les installations et l'équipement, ainsi que l'Institute for Translational Sciences, qui a financé cette recherche.

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Research

Recherche

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie et infection

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