Name: Modèle Rat de rupture de la barrière hémato-encéphalique pour permettre ciblée Therapeutics neurovasculaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-30T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 43 s
Description: Apprenez à rompre la barrière hémato-encéphalique chez le rat par administration intra-artérielle de mannitol. Cette technique permet d'améliorer la livraison de médicaments au cerveau pour des applications en neurosciences et en neuro-oncologie.

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Ce travail a été soutenu par la Fondation JB Marshall.

1. Préparer des animaux et de l&#39;équipement pour la procédure <ol><li> Avant de commencer la chirurgie, la préparation du champ opératoire et l&#39;animal. Faire le cathéter carotidien en insérant une aiguille de calibre 23 émoussée dans une extrémité de 12 &quot;de PE50 tube. Couper un biseau d&#39;environ 45 ° à l&#39;extrémité opposée du cathéter. Stériliser le matériel avant l&#39;intervention. Porter un chapeau cheveux, masque chirurgical , et des gants stériles. </li><li> Placez un coussin chauffant sur la surface où l&#39;opération sera effectuée. Activez-le et laissez-le chauffer. Couvrir la zone avec un tampon absorbant banc. </li><li> Vérifiez que vous disposez du mannitol 25% en solution, sans cristaux. Si les cristaux sont présents, les dissoudre en plaçant la fiole dans un bain d&#39;eau chaude à 80 ° C et en agitant périodiquement. </li><li> Noter la masse de l&#39;animal. </li><li> Faire une dilution du propofol pour la livraison à 0,8 mg / kg / min à une vitesse de 0,1 ml / min. </li><li> Placez le rat dans la boîte à induction pendant 3 min. Réglages: 5% d&#39;isoflurane, 2 L / mindébit sur le ventilateur. </li><li> Au sommet d&#39;une serviette jetable, de se raser la nuque et les deux cuisses. </li></ol> 2. Intuber le Rat <ol><li> Placez le dos de l&#39;animal dans la boîte à induction pendant 3 min. </li><li> Préparez votre tube endotrachéal avec un cathéter IV. Pour cette taille et de la souche de rat, nous utilisons un cathéter de calibre 18. Le tube doit être suffisamment grande pour permettre une ventilation adéquate, mais assez petit pour tenir dans la trachée sans causer de dommages. Sortir le pointeau du cathéter en plastique et soigneusement briser le approx aiguille. 1 cm de son extrémité pointue. L&#39;aiguille cariés sera votre stylet. Remettez le aiguille dans le cathéter. </li><li> Accrocher le rat par ses dents sur une surface inclinée. </li><li> Shine a light directement contre le cou de l&#39;animal et la queue entre ses oreilles. </li><li> Insérez une petite spatule env. 3 cm dans l&#39;oropharynx. Soulevez vers le haut tout en tirant doucement la langue hors de la bouche. </li><li> Visualiser l&#39;ouverture de la trachée. Vous aurez soich petit trou s&#39;ouvrent et se ferment à chaque respiration. </li><li> Insérez doucement le cathéter dans le trou. Vous pouvez parfois ressentir le plastique entre le cartilage de la trachée. La trachée est sensible. Ne pas forcer le cathéter. </li><li> Réglez le ventilateur à 1 L / min et 60 bpm et l&#39;isoflurane à 2%. </li><li> Raccorder le cathéter au ventilateur et le tube de bande de la surface de commande. </li><li> Vérifiez que l&#39;animal est anesthésié par l&#39;exécution d&#39;une pincement de l&#39;orteil. </li></ol> 3. Établir propofol IV Anesthésie <ol><li> Fixez le rat en collant les quatre membres et la queue à la surface d&#39;exploitation. </li><li> Frotter le cou rasé et les sites de l&#39;aine avec du savon de chlorhexidine à trois reprises. Puis frotter avec de la chlorhexidine rincer trois fois. </li><li> Fixez une seringue de propofol pour un set de rallonge IV. Monter la seringue sur une pompe à perfusion. </li><li> À l&#39;aide d&#39;un scalpel, couper à travers la peau de la cuisse rasé. Évitez de couper le muscle. </li><li> Ouvrez l&#39;incision avec une forceps pour visualiser la veine fémorale. </li><li> Se détacher du tissu sur l&#39;artère afin d&#39;exposer le navire. </li><li> Insérez un 26 ga Monoject vétérinaire IV cathéter dans la veine. Lorsque l&#39;aiguille perfore la paroi de la veine, vous vous sentirez-il plus facile à pousser. Rétracter l&#39;aiguille et pousser le cathéter dans le vaisseau. </li><li> Commencer la perfusion de propofol à 0,1 ml / min. </li><li> 3-5 min après le début de la perfusion de propofol, passer le gaz d&#39;anesthésie à un mélange de 50% d&#39;O 2 et 50% de N 2 O et couper l&#39;isoflurane. </li></ol> 4. Exposer la bifurcation de l&#39;artère carotide commune <ol><li> Faire une incision médiane au niveau du cou avec une lame de scalpel. </li><li> Couper entre les deux grandes glandes salivaires avec des ciseaux ou d&#39;un scalpel. </li><li> Disséquer loin tissu latéral de la ligne médiane pour exposer l&#39;artère carotide. Utilisez une pince pour ouvrir couches de tissu. Vous pouvez utiliser des ciseaux pour enlever des morceaux qui vous exposent à la pince et de déterminer à Minimally vasculaire. Contrôler le saignement avec de la gaze, cotons-tiges, et la cautérisation si nécessaire. </li><li> Injecter 3 ml solution saline IP s&#39;il ya eu modérée à des saignements abondants. </li><li> Utilisez les rétracteurs de tirer le tissu loin de la carotide. Trouvez la bifurcation. </li><li> Exposer l&#39;artère occipitale juste en aval de la bifurcation. Il cautériser entre la pince et le séparer avec un bistouri électrique. </li><li> Utilisez une pince pour exposer entièrement la bifurcation carotidienne et autant de la CEA que possible. </li><li> Exposer l&#39;artère thyroïdienne supérieure qui bifurque de la CEA distale de l&#39;artère occipitale. Il cautériser entre la pince et le séparer avec un bistouri électrique. </li></ol> 5. Sonder l&#39;artère carotide externe <ol><li> Placez 2 longueurs de 4/0 en soie vertu de l&#39;ECA. </li><li> Prenez 1 longueur de suture avec votre pince hémostatique et rétracter le CEA retour caudale (vers les pieds du rat). </li><li> Prenez la suture autre et attacher autant céphalique (vers la bouche du rat) que possible avecvec un chirurgien noeud. Cela constitue une ligature permanente de sacrifier la CEA. </li><li> Retirez la pince hémostatique premier (celui qui a été d&#39;appliquer une tension caudale) et prendre la suture autre (celui qui est noué autour de la CEA) et appliquer une tension douce crânienne avec la pince hémostatique. </li><li> Attachez un autre noeud du chirurgien lâche (ne garantissent pas - laisser à peine à égalité) en aval de la bifurcation et à proximité de la ligature permanente. </li><li> Rincer avec lidocaïne à 1% pour se détendre l&#39;artère. </li><li> Remplir le cathéter avec du sérum physiologique hépariné. </li><li> Placer un clip récipient temporaire le plus près possible de la bifurcation. Clip pour vaisseau lieu à un angle de maximiser l&#39;espace de cathétérisme. Faites glisser le noeud lâche vers le clip. </li><li> Faire un petit artériotomie (coupe) à la CEA juste en amont de la ligature à l&#39;aide microciseaux. Il devrait y avoir aucun saignement si le clip et la ligature sont sécurisées. </li><li> En utilisant une pince pour contrôler les parois CEA, alimenter l&#39;extrémité biseautée du cathéter dans le vaisseau. </li&gt; <li> Fixer le cathéter avec le noeud de suture lâche. Lier l&#39;artère autour du cathéter. </li><li> Retirez le clip et nettoyer la zone avec un coton-tige. </li><li> Avancer le cathéter à environ 1 mm en aval de la bifurcation. Maintenez l&#39;artère avec une pince proximale du nœud de s&#39;assurer que le navire est immobilisé. </li></ol> 6. Administrer Mannitol <ol><li> Remplissez un 8 &quot;set de rallonge IV et une seringue de 6 ml avec le mannitol sans créer de bulles d&#39;air Conservez ce dans l&#39;incubateur à 37 ° C. Remarque: les travaux rapidement avec le mannitol - il sera facilement précipiter hors de la solution à la température ambiante.. </li><li> Afin de visualiser BBBD, on peut gérer colorant bleu Evans et regardez-le pénétrer dans les zones du cerveau où la barrière a été perturbé. Pour ce faire, donner à l&#39;animal 2 ml / kg de 2% Evans Blue grâce à un nouveau site IV sur la jambe controlatérale à la perfusion de propofol. </li><li> Fixer le prolongateur sur un 5 um filtrer et de le remplir avec du mannitol pour éliminer l&#39;air bubbles. Ensuite, fixez le robinet d&#39;arrêt à ce sans créer de bulles. </li><li> Administrer mannitol à 0,09 ml / sec pendant 25 sec. Surveillez le mannitol pour atteindre l&#39;équilibre avec le flux dans la carotide commune à un point juste en amont de l&#39;ICA. Il devrait apparaître à impulsions à la fréquence cardiaque du rat. Si le mannitol coule simplement vers le bas vers le cœur que vous avez vaincu la pression artérielle du rat. Cela peut causer des complications potentiellement mortelles et BBBD pauvres. </li></ol>

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<li>Neuwelt, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+CNS+lymphoma+treated+with+osmotic+blood-brain+barrier+disruption%3A+prolonged+survival+and+preservation+of+cognitive+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+clinical+oncology%22%5BJournal%5D)">Primary CNS lymphoma treated with osmotic blood-brain barrier disruption: prolonged survival and preservation of cognitive function.</a> Journal of clinical oncology. 9, 1580(1991).</li>
<li>Remsen, L. G., Trail, P. A., Hellström, I., Hellström, K. E., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+delivery+improves+the+efficacy+of+a+tumor-specific+doxorubicin+immunoconjugate+in+a+human+brain+tumor+xenograft+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Enhanced delivery improves the efficacy of a tumor-specific doxorubicin immunoconjugate in a human brain tumor xenograft model.</a> Neurosurgery. 46, 704(2000).</li>
<li>Neuwelt, E. A., Pagel, M. A., Kraemer, D. F., Peterson, D. R., Muldoon, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow+chemoprotection+without+compromise+of+chemotherapy+efficacy+in+a+rat+brain+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Experimental+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Bone marrow chemoprotection without compromise of chemotherapy efficacy in a rat brain tumor model.</a> Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 309, 594-599 (2004).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Il existe quelques moyens de maximiser l&#39;efficacité de BBBD. Il est important de minimiser le saignement pendant la phase de coupe-bas. La pression artérielle et la fréquence cardiaque peut être affectée par des saignements importants et ces facteurs sont connus pour affecter le degré de BBBD 13. Le saignement peut être réduite en utilisant des sutures pour ligaturer les gros vaisseaux, tels que la thyroïdienne supérieure et les artères occipitales, qui doivent être divisées. En outre, l&#39;électrocoagul...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du produit </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commenter </td></tr><tr><td> Longue rat Evans </td><td> Harlan Laboratories </td><td></td><td> 210-250 g, mâle </td></tr><tr><td> PE 50 Tubes </td><td> Beckton-Dickinson </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Calibre 18 x 2.5 &quot;cathéter IV </td><td> Terumo </td><td></td><td> Pour tube HE </td></tr><tr><td> 30 &quot;prolongation IV énonce </td><td> Abbott </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cathéter de calibre 26 vétérinaire IV </td><td> Monoject </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Colorant bleu Evans </td><td> Sigma </td><td> E2129 </td><td></td></tr><tr><td> Bipolaire </td><td> Codman </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Filtrer, 5 um </td><td> Braun </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

modèle rat de rupture de la barrière hémato-encéphalique pour permettre ciblée therapeutics neurovasculaire

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

Les cellules endothéliales de jonctions serrées le long de la membrane basale et pieds astrocytaires entourent extrémité vaisseaux sanguins cérébraux pour former la barrière hémato-encéphalique 1. La barrière exclut sélectivement les molécules du croisement entre le sang et le cerveau en fonction de leur taille et de charge. Cette fonction peut entraver la fourniture de traitements pour les troubles neurologiques. Un certain nombre de médicaments chimiothérapeutiques, par exemple, ne sera pas efficace traverser la barrière hémato-encéphalique pour atteindre les cellules tumorales 2. Ainsi, l&#39;amélioration de l&#39;administration de médicaments à travers la barrière hémato-encéphalique est un domaine d&#39;intérêt. Les méthodes les plus répandues pour améliorer la délivrance de médicaments au cerveau sont directement perfusion cérébrale et barrière hémato-encéphalique rupture 3. Des garanties directes liées à la perfusion intra-cérébrales que les thérapies atteignent le cerveau, mais cette méthode a une capacité limitée pour disperser le médicament 4. Rupture de la barrière hémato-encéphalique (BBBD) almédicaments à bas découler directement de l&#39;appareil circulatoire dans le cerveau et donc d&#39;atteindre plus efficacement les cellules tumorales dispersées. Trois méthodes de rupture de la barrière comprennent rupture de la barrière osmotique, rupture de la barrière pharmacologique et ultrasons focalisés avec des microbulles. Perturbation osmotique, mis au point par Neuwelt, utilise une solution hypertonique de mannitol 25% qui déshydrate les cellules de la barrière hémato-encéphalique les obligeant à se rétrécir et perturber leurs jonctions serrées. Rupture de la barrière peut également être réalisé avec des composés pharmacologiquement vasoactifs tels que l&#39;histamine 5 et 6 bradykinine. Cette méthode, cependant, est sélective principalement pour la barrière hémato-tumorale 7. En outre, la RMP-7, un analogue du peptide bradykinine, a été jugée inférieure par rapport tête-à-tête avec BBBD osmotique avec le mannitol 25% 8. Une autre méthode, ultrasons focalisés (FUS) en conjonction avec microbulles agents de contraste ultrasonores, a également été montréde manière réversible ouvrir la barrière hémato-encéphalique 9. En comparaison avec le FUS, cependant, le mannitol 25% a une longue histoire de tolérance chez des patients humains qui en fait un outil éprouvé pour la recherche translationnelle 10-12. Afin d&#39;accomplir BBBD, le mannitol doit être livré à un taux élevé directement dans la circulation artérielle du cerveau. Chez l&#39;homme, un cathéter endovasculaire est guidé vers le cerveau où la rapidité, le débit direct ne peut être accompli. Ce protocole modèles humaine BBBD aussi étroitement que possible. Suite à la réduction jusqu&#39;à la bifurcation de l&#39;artère carotide commune, un cathéter est inséré rétrograde dans la CEA et utilisés pour apporter le mannitol directement dans l&#39;artère carotide interne (ACI) la circulation. Propofol et de N 2 O anesthésie sont utilisés pour leur capacité à maximiser l&#39;efficacité de 13 rupture de la barrière. Si exécuté correctement, cette procédure a la capacité de manière sûre, efficace et réversible ouvrir la barrière hémato-encéphalique et improvisatione l&#39;administration de médicaments qui ne sont pas habituellement atteignent le cerveau 8,13,14.

<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50019/50019fig1.jpg" /> Figure 1. Visualisation rupture de la barrière hémato-encéphalique par l&#39;intermédiaire de colorant bleu Evans extravasation. Colorant bleu Evans est un pigment qui se lie à l&#39;albumine et n&#39;est pas extravasation dans le cerveau, dans des conditions physiologiques. Rupture de la barrière hémato-encéphalique d&#39;un côté du cerveau permet de bleu d&#39;Evans d&#39;entrer et de tacher l...

Rupture de la barrière hémato-encéphalique facilite la prestation de certains médicaments vers le cerveau. Mannitol livré intra-artérielle se rétrécit cellules entourant les vaisseaux sanguins afin de perturber physiquement la barrière.

Modèle Rat de rupture de la barrière hémato-encéphalique pour permettre ciblée Therapeutics neurovasculaire

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

L’objectif global de cette procédure est de perturber la barrière hémato-encéphalique. Pour ce faire, l’animal est d’abord placé sous anesthésie IV avec des voies respiratoires endotrachéales. Ensuite, la bifurcation de l’artère carotide commune est exposée.Ensuite, un cathéter est inséré dans l’artère carotide externe. Enfin, le mannitol est administré. En fin de compte, on peut obtenir des résultats qui montrent une perturbation de la barrière hémato-encéphalique par extravasation du colorant bleu d’Evan.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes de thérapie intra-artérielle est qu’elle permet aux médicaments de pénétrer dans le cerveau, qui ne traversent généralement pas la barrière hémato-encéphalique dans des conditions physiologiques. Cela a des implications dans le domaine des neurosciences, car cela nous permet de tester de nouvelles thérapies qui ont une faible capacité à traverser la barrière hémato-encéphalique. Les implications de cette technique s’étendent à la neuro-oncologie, car de nombreux agents chimiothérapeutiques ne traversent pas la barrière hémato-encéphalique.Eh bien, bien que cette méthode nous donne un aperçu de la nouvelle oncologie, elle peut également nous fournir des informations sur d’autres troubles neurologiques traités par des médicaments à faible perméabilité de la barrière hémato-encéphalique. Nous espérons que la démonstration visuelle de cette méthode permettra aux chercheurs et familiers avec la chirurgie animale d’utiliser cette technique dans leurs laboratoires. Pour commencer, préparez une solution de 25 % de mannitol et vérifiez qu’il n’y a pas de cristaux.Si des cristaux sont présents, dissolvez-les en plaçant le flacon dans un bain-marie à 80 degrés Celsius et agitez. Enregistrez périodiquement la masse de l’animal et préparez deux seringues de 12 cc de propofol à administrer à un taux de 0,1 millilitre par minute. Après avoir anesthésié l’animal dans une chambre d’induction, placez-le sur une serviette jetable et rasez-lui le cou et l’intérieur des cuisses.Remettez l’animal dans la chambre d’induction pendant trois minutes. Pour se préparer à l’intubation du rat, commencez par préparer une sonde endotrachéale avec un cathéter IV. Le tube doit être suffisamment grand pour permettre une circulation d’air adéquate, mais suffisamment petit pour s’insérer dans la trachée sans causer de dommages.Pour fabriquer un stylet, retirez l’aiguille du cathéter en plastique et cassez soigneusement l’aiguille. À environ un centimètre de sa pointe pointue, remettez l’aiguille dans le cathéter. Ensuite, suspendez le rat par ses dents sur une surface inclinée, faites briller une lumière directement contre le cou de l’animal aligné entre ses oreilles.Ensuite, insérez une petite spatule dans l’oropharynx. Environ trois centimètres. Soulevez vers le haut tout en retirant doucement la langue de la bouche.Visualisez l’ouverture de la trachée comme un petit trou qui s’ouvre et se ferme. À chaque respiration, insérez doucement le cathéter dans le trou, en vous assurant de ne pas le forcer dans le cartilage de la trachée sensible. Réglez le ventilateur à un litre par minute et 60 BPM, puis le fluor à 2 %Ensuite, connectez le cathéter au ventilateur et collez le tube sur la surface de fonctionnement.Vérifiez que l’animal est anesthésié en effectuant un pincement des orteils. Sécurisez l’itinéraire en collant les quatre membres de la queue sur la surface de travail. Frottez les sites du cou et de l’aine rasés avec du savon à la chlorhexidine trois fois.Ensuite, frottez avec de la chlorhexidine. Rincez trois fois. Fixez une seringue de propofol à un kit d’extension IV et montez la seringue sur la pompe à perfusion.Ensuite, à l’aide d’un scalpel, coupez la peau de la cuisse rasée sans couper le muscle. Ensuite, utilisez une pince pour ouvrir l’incision et localiser la veine fémorale et retirez le tissu sur l’artère pour exposer le vaisseau. Insérez un cathéter IV vétérinaire mono-éjectable de 26 G dans la veine.Une fois que l’aiguille perfore la paroi de la veine, il deviendra plus facile de pousser. Rétractez l’aiguille et enfoncez le cathéter dans le vaisseau pendant trois à cinq minutes. Après avoir commencé la perfusion de propofol, changez le gaz d’anesthésie en un mélange de 50 % O2 et 50 % N deux O et coupez l’isode de fluor.Pour exposer la bifurcation de l’artère carotide commune, commencez par utiliser une lame de scalpel pour faire une incision médiane au niveau du cou. Coupez à travers le visage superficiel le long de la ligne médiane pour atteindre le muscle hyoïde sternal au-dessus de la trachée. Éloignez le tissu latéralement pour visualiser un groupe de trois muscles, le sternal hyoïde, le digastrique et le sternal mastoïdien qui ont formé le triangle carotidien du rat avec des pinces ou des ciseaux.Séparez le fascia entre les muscles du triangle carotidien pour exposer l’artère carotide. Utilisez une cautérisation bipolaire pour diviser les petits vaisseaux avec de la gaze et des cotons-tiges Pour contrôler les saignements, utilisez des écarteurs pour maintenir les muscles écartés avec des pinces. Retirez le tissu de la carotide et trouvez la bifurcation.Exposez l’artère occipitale juste distale à la bifurcation. Cautérisez-le entre des pinces et utilisez un électrocautérisation pour le séparer avec des pinces. Expliquez complètement la bifurcation carotidienne et la plus grande partie possible de l’artère carotide externe ou ECA.Exposez l’artère thyroïde supérieure qui se ramifie de l’ECA distale à l’artère occipitale. Cautériser entre des forceps et le séparer pour cathétériser l’ECA. Placez deux longueurs de quatre oh soie en dessous.Utilisez un hémostat et saisissez une longueur de suture et rétractez le joint arrière ECA avec l’autre suture. Faites-le avec le nœud du chirurgien le plus loin possible du crâne, distal à la bifurcation et proximal à la ligature permanente. Faites sans serrer le nœud d’un autre chirurgien pour détendre l’artère.Arrosez-le avec 1 % de lidocaïne, remplissez le cathéter avec une solution saline héparinisée. Ensuite, placez un clip temporaire à un angle aussi proche que possible de la bifurcation. Faites ensuite glisser le nœud lâche vers le clip à l’aide de micro-ciseaux.Faites une petite incision dans l’ECA juste à proximité de la ligature. Si le clip et la ligature sont sécurisés, il ne devrait pas y avoir de saignement à l’aide de pinces. Pour contrôler les parois de l’ECA, introduisez l’extrémité biseautée du cathéter dans le vaisseau avec le nœud du chirurgien desserré.Fixez le cathéter. Attachez l’artère autour du cathéter, puis retirez le clip et utilisez un coton-tige pour nettoyer la zone. Avancez le cathéter d’environ un millimètre distal par rapport à la bifurcation.Utilisez une pince pour maintenir l’artère proximale au nœud afin de vous assurer que le vaisseau est immobilisé. Pour administrer du mannitol. Remplissez un ensemble d’extension IV de huit pouces et une seringue de six millilitres avec du mannitol sans créer de bulles d’air.Conservez-le à 37 degrés Celsius pour visualiser la rupture de la barrière hémato-encéphalique, ou BBBD administrez deux milligrammes par kilogramme de 2 % d’Evans Blue à travers un nouveau site IV sur la jambe controlatérale à la perfusion de propofol. Fixez le kit d’extension à un filtre de cinq microns et remplissez-le de minol pour éliminer les bulles d’air. Fixez-le ensuite au robinet d’arrêt sans créer de bulles.Administrez du mannitol à 0,09 millilitres par seconde Pendant 25 secondes, surveillez le mannitol pour atteindre l’équilibre avec le flux dans la carotide commune à un point juste proximal de l’artère carotide interne, il devrait sembler pulser avec la fréquence cardiaque du rat. Assurez-vous que le mannitol ne s’écoule pas vers le cœur, ce qui indique que le flux a dépassé la pression artérielle du rat et peut entraîner de graves complications. La perturbation de la barrière hémato-encéphalique d’un côté du cerveau permet au bleu d’Evan d’entrer et de colorer l’hémisphère perturbé en bleu, tandis que l’hémisphère non perturbateur reste inchangé.Voici un exemple de cerveau sans rupture de la barrière hémato-encéphalique ou BBBD, et voici un exemple de cerveau coloré en bleu après une BBBD osmotique, remarquez que l’hémisphère droit est coloré et qu’un peu de bleu est entré dans l’hémisphère gauche près de la fissure longitudinale médiale à la suite du mélange du flux sanguin au cercle de Willis. Cette technique ouvre la voie aux chercheurs pour explorer des thérapies qui ne traversent pas la barrière hémato-encéphalique dans un modèle de rat. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez être en mesure de perturber la barrière cérébrale floue en cathétérisant l’artère carotide et en injectant une solution de manitol directement dans le cerveau.

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Microbulles médiée par la perturbation des ultrasons focalisés de la barrière hémato-encéphalique (BHE) est une technique prometteuse pour les non-invasive administration ciblée de médicaments dans le...

Guidée par IRM rupture de la barrière hémato-encéphalique en utilisant transcrânienne d&#39;ultrasons focalisés dans un modèle de rat

Dans cette vidéo, nous décrivons un protocole complet pour établir un modèle in vitro imitant la barrière tumorale hémato-encéphalique. Le modèle est prometteur pour comprendre l’administration d’agents thérapeutiques pour le traitement des tumeurs cérébrales.

Modèle de barrière tumorale hémato-encéphalique ou BBTB : une adaptation du modèle de barrière hémato-encéphalique ou BHE pour évaluer l’administration de traitements à la tumeur

Création de modèles humains de la barrière hémato-encéphalique (BHE) peut bénéficier des recherches sur les conditions du cerveau associées à l'échec du Bureau. Nous décrivons ici une technique améliorée pour la préparation d'un modèle de BBB de contact, ce qui permet de co-culture d'astrocytes humains et les cellules endothéliales du cerveau sur les côtés opposés d'une membrane poreuse.

Amélioration de la méthode pour la préparation d&#39;une base de cellules humaines, Contactez modèle de la barrière hémato-encéphalique

Le but de la présente étude était de valider la reproductibilité d'un modèle in vitro du Bureau impliquant un rat syngénique de co-culture de cellules endotheliales et les astrocytes. La monocouche de cellules endothéliales présenté TEER haute et basse perméabilité LY. L'expression de protéines spécifiques TJ, les réponses fonctionnelles de l'inflammation et de la fonctionnalité des transporteurs et récepteurs ont été évalués.

Mise en place d&#39;un<em&gt; In Vitro</em&gt; Modèle de Rat barrière hémato-encéphalique (BHE): un regard sur le Bureau imperméabilité et de transport médié par le récepteur

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Un test In Vivo barrière hémato - encéphalique perméabilité chez la souris à l’aide de fluorescent marqué traceurs

L’objectif global de cette procédure est de fournir une technique hautement reproductible pour évaluer in vivo la rupture de la barrière hémato - encéphalique dans les modèles de rat d’accident vasculaire cérébral ischémique.

Une évaluation In Vivo de la perturbation de la barrière hémato - encéphalique dans un modèle de Rat d’accident vasculaire cérébral ischémique

Nous présentons ici un protocole décrivant la mise d’un cellulo en BBB (hémato-encéphalique)-culture polyester membrane poreuse Minibrain insérer le système afin d’évaluer le transport des biomolécules ou des agents infectieux à travers un BBB humain et leur impact physiologique sur les neurones voisins.

Un modèle d’Interface humaine hémato-encéphalique pour étudier les passages barrière de pathogènes ou de médicaments et de leurs Interactions avec le cerveau

Médicament ciblant les tumeurs du système nerveux central est un défi majeur. Nous décrivons ici un protocole pour produire un imitateur in vitro de la tumeur-barrière hémato-encéphalique à l’aide de cellules murines ou humaines et discuter de leur pertinence pour la prévisibilité du système nerveux central ciblant les tumeurs in vivo.

Prédiction en prestation de charges utiles Vivo à l’aide d’une barrière hémato-encéphalique tumeur dans un plat

La barrière hémato-encéphalique (BBB) est une unité neurovasculaire multicellulaire régulant étroitement l’homéostasie cérébrale. En combinant les iPSC humains et les technologies d’organes sur puce, nous avons généré une puce BBB personnalisée, adaptée à la modélisation des maladies et aux prédictions de pénétrabilité des médicaments du SNC. Un protocole détaillé est décrit pour la génération et l’exploitation de la puce BBB.

Génération d’une puce de barrière de sang-brain basée sur iPSC

Ce protocole décrit une méthode pour établir un modèle in vitro de barrière hémato-encéphalique humaine (BHE). Les cellules endothéliales et les péricytes sont ensemencés de chaque côté d’un filtre à insert (compartiment sanguin), et les astrocytes sont ensemencés dans le puits inférieur (compartiment cérébral). Le modèle caractérisé a été utilisé pour des expériences de transport de nanoparticules.

Un système cellulaire à triple culture modélisant la barrière hémato-encéphalique humaine

La barrière hémato-encéphalique joue un rôle crucial dans le maintien d’un environnement cérébral stable et sain. Le dysfonctionnement de la BHE est associé à de nombreuses maladies neurologiques. Nous avons développé un modèle 3D dérivé de cellules souches de la BHE pour étudier la pathologie cérébrovasculaire, l’intégrité de la BHE et la façon dont la BHE est modifiée par la génétique et la maladie.

Reconstruction de la barrière hémato-encéphalique in vitro pour modéliser et cibler thérapeutiquement les maladies neurologiques

Apprenez à rompre la barrière hémato-encéphalique chez le rat par administration intra-artérielle de mannitol. Cette technique permet d'améliorer la livraison de médicaments au cerveau pour des applications en neurosciences et en neuro-oncologie.

Modèle Rat de rupture de la barrière hémato-encéphalique pour permettre ciblée Therapeutics neurovasculaire

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