Utilisation de la tomographie par Micro-calculé pour l'évaluation des tumeurs du développement et de suivi de la réponse au traitement dans un modèle murin de cancer du poumon

L’objectif général de cette vidéo est d’identifier les avantages de l’utilisation de Micro CT, pour l’évaluation du développement tumoral, la réponse au traitement et d’autres expériences dans des modèles murins de cancer du poumon. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du cancer du poumon lors de l’utilisation d’un modèle de souris, telles que le moment où les tumeurs commencent à se développer, le taux de croissance et la réponse aux interventions thérapeutiques. Cette technique nous permet d’identifier quels animaux devraient être exclus de notre étude, tout en détectant les changements en temps réel de la taille de leur tumeur.

La technique permet d’économiser du temps et des efforts, et de réduire considérablement le nombre de souris par groupe d’étude. À partir du scanner Micro-CT, accédez au contrôle de l’ordinateur et ouvrez le progiciel nommé RMCT2"Ensuite, démarrez le cycle de préchauffage. Ensuite, préparez le lit d’échantillonnage du scanner, pour la souris, en l’enveloppant dans du plastique.

Ensuite, anesthésie la souris à l’aide d’isoflurane et confirme qu’elle est anesthésiée à l’aide d’une pince cutanée. Une légère pincée d’un petit pli de peau suffit. Ensuite, appliquez une pommade ophtalmique pour prévenir la sécheresse cornéenne.

Placez maintenant la souris, côté dorsal vers le haut, sur le lit d’échantillon. Tenez la tête de la souris et tirez le corps vers le bas à partir des membres inférieurs pour étirer et redresser le corps symétriquement. Ensuite, acheminez le gaz anesthésique vers la chambre et placez le tube de gaz à côté du nez de l’animal, pour administrer un anesthésique continu.

Ensuite, enveloppez la souris et le lit d’échantillonnage avec du plastique, pour maintenir la souris en place. Assurez-vous que la souris est bien fixée, car tout mouvement ou torsion pendant le balayage entraînera des images floues et inutilisables. Maintenant, fermez la chambre, ajustez le système à 90 kilovolts et 160 microampères, et réglez le temps de balayage à 4,5 minutes.

Réglez la plage d’image sur 24 millimètres. Ensuite, réglez le système en mode synchrone pour les pulsations. Maintenant, créez un nouveau dossier dans la base de données pour les nouvelles images et lancez l’analyse.

Une fois le balayage terminé, déplacez la souris dans une cage vide et observez-la jusqu’à ce qu’elle reprenne conscience. Ne le rendez pas à ses compagnons de logement tant qu’il n’est pas complètement rétabli de l’anesthésie. Ouvrez les fichiers d’image série micro CT dans l’image J.Faites défiler toutes les images de chaque souris du cou à l’abdomen ou vice versa.

Maintenant, à l’aide de scans de souris naïves de type sauvage, identifiez la densité de différentes zones et de structures anatomiques normales dans la poitrine. Faites défiler jusqu’aux viscères abdominaux blanchâtres et au diaphragme, et identifiez la zone à travers la poitrine et jusqu’au cou. Prenez note des points de repère osseux de la cage thoracique, du sternum, des vertèbres et des côtes.

Ensuite, identifiez le cœur à l’avant du thorax et les principaux vaisseaux sanguins près du cœur et dans le médiastin. La lumière trachéale est un petit cercle noir au niveau du cou et du haut du thorax, qui bifurque dans les bronches principales droite et gauche, puis continue à se ramifier en bronches de plus en plus petites. Notez que chaque bronche est étroitement associée à deux ou trois vaisseaux sanguins.

Maintenant, commencez à examiner les scans des souris DT non induites et identifiez la présence de toute anomalie. Exclure de l’expérience toutes les souris présentant des ombres pulmonaires anormales avant l’induction, telles que des nodules ou des bulles emphysémateuses. Pour cette expérience, utilisez des souris avec des scintigraphies pulmonaires normales qui peuvent produire des tumeurs induites par FGF9.

Pour induire les tumeurs, fournissez de la doxycycline dans leur nourriture à 200 parties par million. Après 10 semaines, effectuez un deuxième scanner Micro-CT de ces souris pour confirmer le développement de nodules tumoraux dans leurs poumons. Ensuite, divisez les souris en deux groupes.

Administrer l’inhibiteur FGFR, AZD4547, à un groupe via une sonde gastrique. Faites-le 6 jours par semaine pendant 10 semaines. Donnez un placebo à l’autre groupe.

Suivez les changements dans les ombres nodulaires en effectuant un troisième balayage quatre à cinq semaines après le début du traitement. Plus tard, à la fin du traitement complet de 10 semaines, effectuez un quatrième scan. Ensuite, identifiez les changements dynamiques dans les nodules tumoraux, en réponse au traitement, en comparant des positions similaires dans les images de balayage en série aux différents points temporels.

Recherchez l’apparition ou la disparition d’ombres anormales. Il est essentiel de s’orienter correctement vers la même position anatomique pour interpréter les résultats. Utilisez des repères anatomiques facilement identifiables dans le thorax, tels que la trachée, sa bifurcation, les bronches principales droite et gauche, l’aorte et les gros vaisseaux sanguins, et le diaphragme.

En raison de l’inclinaison du corps, les os sont des points de repère moins utiles. Après avoir euthanasié une souris et accédé à son cou et à ses poumons, coupez le cœur et le thymus. Insérez une pince derrière la trachée pour la séparer de l’œsophage.

Ensuite, canulez la trachée à l’aide d’une canule G24 et fixez la canule en nouant une suture placée autour de l’extrémité inter-trachéale. Maintenant, gonflez et fixez le poumon à l’aide de 4 % de PFA glacé via la canule avec une colonne de 25 cm. Ensuite, détachez la canule et resserrez le nœud sur la trachée pour éviter les fuites de PFA.

Maintenant, coupez la trachée supérieure, y compris son attache au larynx. Et tout en tirant la trachée du fil de suture, disséquez la trachée et les poumons de toutes les attaches. Ensuite, retirez la trachée avec les poumons en blanc.

Placez les mouchoirs dans un tube de 15 ml contenant 5 ml de PFA à température ambiante. Laissez les poumons dans le PFA pendant la nuit pour une pénétration et une fixation complètes des tissus. Ensuite, traitez le tissu comme d’habitude.

Chez les souris DT âgées de 8 à 12 semaines présélectionnées pour cette étude, environ la moitié ont montré des anomalies pulmonaires dans le scanner Micro-CT, ce qui les rend impropres à l’inclusion. Pour l’étude, l’induction tumorale a été activée pendant 10 semaines, suivie d’un traitement. Les souris qui ont reçu l’inhibiteur du FGFR, AZD4547, pendant 10 semaines ont montré une disparition ou une réduction de la taille des nodules visibles dans les analyses de prétraitement.

D’autre part, les souris témoins ayant reçu un placebo n’ont montré aucun changement, une augmentation de la taille des nodules et/ou l’apparition de nouveaux nodules. L’évaluation histologique finale des poumons confirme l’exactitude des résultats obtenus par micro-tomodensitométrie. Les souris jugées avoir des poumons clairs avaient en effet une histologie pulmonaire normale.

Alors que les souris qui présentaient des anomalies présentaient divers changements histologiques, notamment des bulles et des nodules. Après 10 à 12 semaines d’induction par la doxycycline, de multiples nodules d’adénocarcinome, de tailles et de positions variables, ont été observés chez tous les animaux. Le traitement ultérieur avec 10 à 12 semaines d’un bloqueur FGFR a montré des nodules moins nombreux et plus petits.

Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’utiliser Micro-CT pour évaluer le développement d’une tumeur dans le poumon de la souris. Et de suivre toute évolution de ces tumeurs, en réponse à diverses procédures expérimentales. Une fois la souris démarrée, les analyses peuvent être effectuées en moins de 10 minutes par souris.

Lors de la tentative de cette procédure, il est important de ne pas oublier de garder la souris sous anesthésie profonde et solidement enveloppée au lit d’échantillon pour minimiser les mouvements pendant les balayages. Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine du cancer du poumon et des cellules souches cancéreuses pour explorer l’étendue du développement tumorale, la régression progressive et le cadre de différentes expériences. N’oubliez pas que travailler avec des rayons X peut être dangereux.

Dans les machines standard, des procédures de fonctionnement doivent toujours être prises lors de l’exécution de cette procédure.