מאמר שיטה

טכניקת כלית עכבר המבודדת perfused

DOI:

10.3791/54712

⸱

17 בנובמבר 2016

 ,  , 
1Institute of Anatomy, Swiss National Centre of Competence in Research Kidney, University of Zürich, 2Department of Physiology, University of Regensburg

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כלית perfused העכבר המבודדת (MIPK) היא טכניקה לשמירת כלית עכבר בתנאי vivo לשעבר perfused ופונקציונלי עבור שעה 1. החוצצים טכניקה כירורגית מתוארים בפירוט.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כלית perfused העכבר המבודדת (MIPK) היא טכניקה לשמירת כלית עכבר בתנאי vivo לשעבר perfused ופונקציונלי עבור שעה 1. זהו תנאי הכרחי ללימוד הפיזיולוגיה של האיבר מבודד עבור יישומים חדשניים רבים שעשויים להיות אפשרי בעתיד, כולל decellularization זלוף עבור Bioengineering כליות או הממשל של נוגדות דחייה או תרופות עריכת הגנום במינונים גבוהים פריים הכליה להשתלה. במהלך הזמן של זלוף, הכליה ניתן להשפיע, תפקוד כלייתי ניתן להעריך, ומגוון תרופות מנוהלות. לאחר שהסתיים ההליך, הכליה ניתן להשתיל או מעובדי ביולוגיה מולקולרית, לאנליזה ביוכימית, או במיקרוסקופ.

מאמר זה מתאר את perfusate ואת הטכניקה הניתוחית דרושה זלוף vivo לשעבר של כליות עכבר. פרטים של מנגנון זלוף ניתנים ונתונים מוצגים מראים את נiability של הכנת הכליות: זרימת דם כליות, התנגדות כלי דם, ונתונים שתנו כמו micrographs אלקטרונים פונקציונלי, שידור של מגזרים נפרון שונים כמו readouts מורפולוגיים, וכתמים מערביים של חלבוני תחבורה של מגזרים נפרון שונים כמו readout המולקולרית.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

זלוף מבודד איברים כבר את הנושא של מאמץ מתמשך בין פיזיולוגים במשך עשורים רבים 1. הטכניקה מאפשרת את הפונקציה של האיברים, ללא השפעות מערכתיות כגון לחץ דם, הורמונים, או עצבים, כדי להיחקר. קרל אדוארד Loebell נחשב הראשון תאר את זלוף המוצלח של כליות מבודדות, בשנת 1849 2. מאז, מנגנון זלוף עבר עידון משמעותי. פריי גרובר הציגו ריאות מלאכותיות למשאבות חמצון pulsatile זלוף 2 הרציף. בעוד החוקרים מוקדם בעיקר למד הכליות יונקים-כלומר גדול, חזירים 2 וכלבים 3 -The הדו"ח הראשון של השימוש הכליות עכברוש, על ידי וייס ואח '. , היה ציון דרך בחקר זלוף 4 קטן-יונק-איבר. Schurek et al. דיווח על כך שיש צורך להוסיף אריתרוציטים יונקים אל perfusate אם צינורי כליות מספיקחמצון היה להיות מושגת 5. קריטי עבור ניסויים לטווח ארוך היה המבוא של דיאליזה הרציפה של למאגר על ידי אותה קבוצת המחקר 6. בשנת 2003, Schweda et al. היו הראשונים לדווח כליה perfused תפקודית מבודד העכבר (MIPK) 7, מעודן מאוחר יותר על ידי Rahgozar et al. 18 ו ואח 'לינדל. 14.

למרות שמבחינה טכנית יותר מאתגר מאשר החולדה המבודדת כליות perfused, שימוש MIPK נושא את היתרון של המאפשרים השימוש במגוון רחב של עכברים שעברו שינוי גנטי. מאמר זה מציג את הפרטים של השיטה 'המחברים עבור מרוססת כליות עכבר מבודדות במשך שעה 1. השיטה מאפשרת הערכה הרציפה של קצב זרימת כליות, התנגדות כלי דם, שחרור הורמון, ניתוח גז דם, בדיקת שתן, ואת היישום של סמים. בעקבות ההליך, כליות יכולות להיות מעובד לניתוח מולקולרי ביוכימיים, להיות קבוע עבור מיקרוסקופיה, אוהושתל עכבר נמען (איור 1).

figure-introduction-1
איור 1: סקירה כללית של אפשריות קלט / פלט לכליה perfused מבודד. BGA: ניתוח גז דם. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

טכניקה זו עשויה תקבל תשומת לב גוברת בשנים קרובות, כמו יישומים חדשניים רבים בדיונים מול השחר של זלוף כליות normothermic הממושך לפני ההשתלה (עם או בלי היישום של נוגדות דחייה או תרופות עריכת הגנום) 8, 9, 10 , 11, Bioengineering של הכליות כולו מן הפיגומים decellularized 12, ואת היישום של מינונים גבוהים של צבעי ניאון הדמיה multiphoton 13 14.

פרוטוקול צעד אחר צעד ניתן לאפשר מעבדות אחרות לבצע זלוף כלית עכבר המבודד בהצלחה. ראשית, ההרכב והכין למאגר מצוין. לאחר מכן, הניתוח מתואר בפירוט את השלבים הקריטיים מוצגים. נתונים שלישיים, מוצג מייצגות הכנה מוצלחת: זרימת דם כליות, התנגדות כלי דם, GFR, והפרשה-כל אלקטרוליט שבר המדידות התפקודיות ליום micrographs אלקטרוני הילוכים-הכדאיות של המורפולוגיה של מגזרים נפרון שונים של כליות perfused שוות אחר שעה 1 של זלוף.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל הנהלים הקשורים בבעלי חיים המתוארים בכתב היד הזה נערכו על פי חוק השויצרי ואושרו על ידי ממשל הווטרינרים של קנטון ציריך, שוויץ.

1. הצפת הכנה

  1. הכינו פתרונות 1 - 4 ואת הורמון נוגד השתנה (ADH) פתרון (טבלה 1).
  2. הכן את החיץ דיאליזה (טבלה 1).
    הערה: זהו המאגר משמש חיץ הדיאליזה במהלך זלוף. מאוחר יותר, אריתרוציטים ידוללו במאגר זה כדי ליצור את perfusate הסופי.
  3. הכנה כדורי.
    1. לדלל 250 מיליליטר של תרכיז כדורי אדם (חומר נבדק המתקבל מבנק הדם המקומי) ל -500 מיליליטר עם חיץ דיאליזה. צנטריפוגה XG ב 2000 במשך 8 דקות. הסר את החוצץ, נזהר שלא להסיר כל אריתרוציטים. חזור 3x.
  4. הכן את (אלבומין בסרום שור; BSA) אלבומין חיץ.
    1. בשנת 200 מ"ל של dialysiחיץ s, לפזר 44 גרם של BSA באמצעות בר ומערבב. סנן את הפתרון עם נייר סינון.
  5. הכן את perfusate.
    1. סנן את אריתרוציטים משלבים 1.3.1 דרך נייר סינון לתוך מאגר BSA. מלאו עד נפח כולל של 800 מ"ל עם חיץ דיאליזה.
      הערה: זהו perfusate הסופי. ההמטוקריט צריך להיות עכשיו בין 8 ל 12%. את perfusate ניתן לאחסן עד 12 שעות ב 4 ° C.

2. דיאליזה ייזום חמצון

  1. הפעל באמבט המים המקיף את המאגר למאגר הגדול, מאגר מאגר קטן, ובית נבחרים הלחים (תא קטן, דופן כפולה הביא 37 ° C ו 100% לחות מאוחר יותר להחזיק הכליה) עד 37 ° C (איור 2) .
  2. מלאו את מיכל חיץ גדול עם למאגר דיאליזה המאגר קטן עם perfusate.
  3. הפעל את זרימת הגז 5% CO 2/95% O 2 למאגר דיאליזה.
  4. הפעל דיאליזה רציפה של perfusate נגד מאגר הדיאליזה. תשמור על עצמך כדי להשתמש צינורות דיאליזה נמוכים שטף. המשך לשלב 3.

figure-protocol-1
איור 2: ציור סכמטי של מעגל זלוף. ערכת מוצגי הרכיבים העיקריים של מעגל זלוף ואת כיוון זרימת חיץ. כל הרכיבים מוקפים הכחול כהה נשמרים על 37 מעלות צלזיוס עם אמבט מים / תרמוסטט. 1: דיאליזת חיץ של לפחות 3 פעמים את הנפח של למאגר זלוף הוא מבעבע ברציפות עם 95% O 2/5% CO 2. 2: דיאליזת חיץ חיץ זלוף הם dialyzed ברציפות אחד נגד שני בתוך שפופרת דיאליזה באמצעות משאבת הרים. 3: בשל דיאליזה זה, למאגר זלוף מועשר 9% O 2/5% CO 2 ורמות אלקטרוליטים נשמרות througho מתמידזלוף ut. 4: משאבת הרים מניעה למאגר זלוף לכיוון הכליה. 5: windkessel מסיר גלי peristaltic ופועל כמלכודת בועה. 6: רגשי לחץ (מחובר 4. (משאבת הרים) כדי לשמור על לחץ מתמשך ובמקביל לאפשר זרימה לסירוגין בחופשיות). 7: במהלך זלוף, הכליה נשארה בתא לח עבור לחות באוויר 100% וטמפרטורת כליות 37 ° C. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

3. הליך כירורגי חלק 1 (עבור תרשים של כל ליגטורות, ראה איור 3)

הערה: בצע את כל ליגטורה באמצעות 5-0 חוט כירורגי.

  1. להרדים עכבר בזריקה intraperitoneal (10 μl / גרם של משקל הגוף, 20 מ"ג / מ"ל ​​קטמין ו xylazine 1 מ"ג / מ"ל ​​מומס 0.9% NaCl). אשר עומק מספיק של anesthEsia ידי בדיקת עדר רפלקסים אחורי רגל.
  2. תקן את העכבר במצב שכיבה בתא לח. להגן על העיניים עם משחת וטרינר. מניחים מזרק 1 מ"ל מתחת השדרה לרומם את כלי המותני.
  3. בצע laparotomy החציוני מפסגת הערווה לפתיחת החזה הראשון העור, אז שרירי הבטן, עם מספריים.
  4. הסר את המעי ומניח אותו בצד השמאלי של העכבר לרוחב מהבטן.
  5. לשחרר את השלפוחית ​​מרקמות חיבור ולחקור הן השופכנים ואת השופכה.
  6. מניחים ליגטורה סביב השופכן השמאלי (אני ליגטורה). סגור את זה.
  7. מניחים ליגטורה סביב השופכה (ליגטורה השנייה). סגור את זה.
  8. מניחים ליגטורה "לאסו" סביב השלפוחית ​​כולה (ליגטורה III).
  9. לחתוך את שלפוחית ​​השתן 1 מ"מ.
  10. Cannulate הפתיחה עם צינורות 2 סנטימטר PE 50.
  11. III סביב צינור ליגטורה סגור.
  12. חותכים את השופכן שמאלה דיסטלי השופכה מן ליגטורה. דפדףדר כעת מצורף השופכן התקין רק ובחופשיות נעה.
  13. נקה את אבי העורקים בבטן של רקמות שומן החיבור.
  14. הוסף ליגטורה אמצע אבי העורקים בבטן (IV ליגטורה).
  15. מניחים ליגטורה סביב האאורטה מתחת לסרעפת בין העורק mesenteric מעולה המטען צליאק (V ליגטורה).
  16. מניחים ליגטורה סביב עורק mesenteric מעולה (VI ליגטורה).
  17. הוסף ליגטורה אבי העורקים ישירות מתחת ימינה ומעל עורק הכליה השמאלית (VII ליגטורה).
  18. מניחים ליגטורה סביב חבילת וריד הזנב (קאווה) (VIII ליגטורה). המשך לשלב 4.

figure-protocol-2
איור 3: ציור סכמטי של ליגטורות להציב במהלך הניתוח. מראה כללי של הבטן הפתוחה לאחר פיום הבטן. המעי מועבר אל מחוץ שמאלה. L ו- R מצביעים הכליה הימנית והשמאלית. הקווים שחורים להציג את האזור של ליגטורה בהתאמה. ליגטורות ממוקמות ראשונה ולאחר מכן סגור, ברצף הנתון בטקסט. X מסמן את מיקום החתך עבור cannulation אבי העורקים. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

4. לקרקע של סבב זלוף

  1. הפעל את המשאבה הסיבובית למלא את הצינורות עם perfusate. תשמור על עצמך כדי לרוקן את כל בועות האוויר ממנו.
  2. מלאו את המכשיר windkessel לכ מהדרג הבינוני עם perfusate.
  3. כייל את מתמר לחץ 0 מ"מ כספית כאשר כל הצינורות מתמלאים ותזרים הוא 0. שמור את מחט זלוף ברמת הכליות במהלך הזמן הזה.
  4. שמור זרימת ברמה מינימלית קבועה (0.6 מ"ל / דקה) והמשך לשלב 5.

5. חלק הליך כירורגי 2

  1. מניח מהדק בין IV ליגטורה ואת ההסתעפות של רנה עזבהעורק l.
  2. ביצוע חתך קטן זנב אב העורקים של IV ליגטורה, נזהר שלא לחתוך את הקיר הגבה.
  3. להרחיב את פתח אב העורקים עם מרחיב כלי.
  4. Cannulate אבי העורקים עם מחט (2 ס"מ, משך PE 50), דוחף את קצה רק כדי מהדק.
  5. פתח את המהדק.
  6. דחוף את קצה המחט cranially עד שהוא מגיע לצומת של העורק בכליה הימנית לבין אבי העורקים.
  7. VII ליגטורה סגור.
  8. IV ליגטורה סגור.
  9. פתח את החזה עם מספריים על ידי לנתח את הסרעפת. עם חתך אחד, להפריד את אב עורקים, וריד נבוב, לב ועצבים וגטטיבי. עם צעד זה, החיה הוא הקריב באמצעות exsanguination מהירה תחת הרדמה עמוקה רציפה.
  10. להפעיל את תכנית בקרת לחץ של משאבת זלוף. לשמור על לחץ הממוצע בין 80 ל -100 מ"מ כספית.
  11. V. ליגטורה Close
  12. VI ליגטורה סגור.
  13. VIII ליגטורה סגור.
  14. כליות חינם מימין של tissu החיבורדואר והטבעה שלה לתוך הקפסולה השומן במספריים.
  15. חותכים את אבי העורקים proximally כדי ליגטורה V.
  16. חותכים את העורק mesenteric מעולה distally כדי ליגטורה VI.
  17. חותכים את צרור כלי החוצה תומכת כליות, מקפיד לא לחתוך לתוך כלי עצמם.
  18. חותכים את הכבד על הקשר לכליה. תשמור על עצמך כדי לשחרר את הכליה, אך להשאיר חלק קטן של החסיד הכבד אליו, כך הווריד הנבוב נשמר פתוח על ידה.
  19. קח את צרור הכליות מתוך העכבר. הסר את העכבר מהאולם הלח.
  20. מניחים ליגטורה "לאסו" סביב החיבור של הכבד והכליות (IX ליגטורה).
  21. Cannulate את הווריד הנבוב עם קו ורידי (2 ס"מ PE 50).
  22. IX ליגטורה סגור. יצוא ורידי דרך קו הוורידים צריך להתחיל מייד.
  23. סגור את התא הלח.

6. ניתוח Downstream

  1. במהלך השעה הבאה, לפקח באופן רציף את זרימת הדם ואת intravascular לחץ 15. אסוף יצוא ורידי, אשר ניתן להשתמש בהם לצורך ניתוח של, למשל, שחרור רנין כליות 7. אסוף שתן לניתוח ריכוז אלקטרוליטים ו -14 קצב הסינון הגלומרולרי. אחרי שעת 1 של זלוף, כליות ניתן snap-קפוא במשך מערבי סופג או להיות קבוע עבור הדמיה מתקרבות 16.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עם תארה את השיטה, כליות עכבר מבודדות יכולות להישאר קיימא עבור שעות 1 לפחות. בדקנו את כדאיות הרקמות לאחר 1 hr של זלוף הרציף עם (זרימת דם כליות והתנגדות וסקולרית, ניתוח גז דם של יצוא ורידים, GFR, + Na שבר שתן ו- K + הפרשה, ו osmolality שתן) פונקציונליות מורפולוגיים (אלקטרוני הילוכים מיקרוסקופיה, TEM) שיטות בארבע כליות של wildtype C57Bl / 6 עכברים. בנוסף, כתמים מערביים של חלבוני סמן פסגה של מגזרים אבובית שונים בוצעו, השוואת כליות...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

העכבר מבודד כליות perfused הוא כלי לחקר תפקוד כליות בסביבה מבוקרת vivo לשעבר עבור שעה 1, לגשר על הפער בין in vivo ניסויים בבעלי חיים שלמים, אשר עשוי להיות פגומים על ידי ההשפעה של גורמים מערכתיים רבים, ובניסויים במבחנה מגזרי נפרון מבודדים או תאים בתרבית, אשר בהכרח להזניח את ההשפעה של מבנה איבר ללא פגע על תפקוד. יש, לידיעת המחברים, לא טכניקה חלופית שבה לבצע משימה ספציפית זו. מחקרים ביוכימיים על רקמת כליה, לעומת זאת, יכול להתבצע בצורה הרבה יותר פשוטה באמצעו...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין אינטרסים פיננסיים מתחרים ושום דבר אחר לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים רוצים להודות להנס-יואכים שורק על עצות מדעיות שלא יסולא בפז. המחברים רוצים להודות למוניק קארל ומישל היידמאייר על הסיוע הטכני המצוין, לדיוויד פנטון ריבאס ונורדין פארס על קריאה ביקורתית של כתב היד ולקרסטן וגנר ויורג ביבר על הנוגדן NaPi-2a. עבודה זו נתמכה על ידי המרכז הלאומי השוויצרי לכשירות במחקר "Kidney.CH" ועל ידי מענק פרויקט (310030_143929/1) מהקרן הלאומית למדע של שווייץ.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
<מעגל זלוף חזק>חזק:
תא לח חזק 834/8מנגנון הרווארד/הוגו סאקס אלקטרוניק GmbH73-2901
קנולרי עם סל ויציאה צדדיתמנגנון הרווארד/הוגו סאקס אלקטרוניק GmbH73-2947
תרמוסטט TC120-ST5 מנגנון הרווארד/הוגו זקס אלקטרוניק GmbH73-4544
ISM 827/230V משאבת רולר Reglo אנלוגימנגנון הרווארד/הוגו סאקס אלקטרוניק GmbH73-0114
מאגר מעוטר לתמיסת חיץ 1 ליטרמכשיר הרווארד/הוגו סאקס אלקטרוניק GmbH73-3438
מאגר מעוטר לתמיסת חיץ 0.5 ליטרמכשיר הרווארד/הוגו זקס אלקטרוניק GmbH73-3436
מתמר לחץ APT300 מכשירי הרווארד/הוגו סאקס אלקטרוניק GmbH73-3862
TAM-D תקעים מתמרהרווארד מנגנון / הוגו זאקס אלקטרוניק GmbH73-1793
SCP Plugsys בקר סרווהרווארד מנגנון / הוגו זקס אלקטרוניק GmbH73-2806
Windkessel מכשירי הרווארד/הוגו סאקס אלקטרוניק GmbH73-3717
רכישת נתונים HSE-USBמכשירי הרווארד/הוגו סאקס אלקטרוניק GmbH73-3330
דיאליזטור שטף נמוך דיאקאפ פוליסולפוןB.Braun7203525
צינורות PE לקנולרציה של אבי העורקים 1.19 מ"מ מזהה x 1.70 מ"מ ODסיינטיפיק סחורות בע"מBB31695-PE/8
<חזק>שם<חזק>חברה<חזק>מספר קטלוגי<חזק>תגובות
<חזק>ריאגנטים חוצץ:
אמינופלזמל 10%B.בראון134518064
נתרן פירובטסיגמא-אולדריץ'P2256-25G
L-חומצה גלוטמית מלח מונוסודיום הידרטסיגמא-אולדריץ'G1626-100G
L-(-)-חומצה מאלית מלח נתרןסיגמא-אולדריץ'M1125-25G
נתרן-L-לקטטסיגמא-אולדריץ'L7022-10G
חומצה אלפא-קטוגלוטרית מלח נתרןסיגמא-אולדריץ'K1875-25G
NaClסיגמא-אולדריץ'31434-1KG-R
NaHCO3Sigma-AldrichS5761-5KG
KClSigma-Aldrich60130-1KG
אוריאהסיגמא-אולדריץ'U5378-500G
קריאטיניןסיגמא-אולדריץ'C4255-10G
אמפיציליןרוש10835242001
MgCl2 * 6H2OSigma-AldrichM2393-500G
D-GlucoseSigma-AldrichG8270-1KG
CaCl2 * 6H2O רידל-דה-הא&אומל; n12074
NaH2PO4Sigma-AldrichS9638-500G
Na2HPO4Sigma-AldrichS0876-500G
הורמון אנטי-דיורטי dDAVPSigma-AldrichV2013-1MG
FITC-אינוליןמסנן סיגמא-אולדריץ'
משמש לסינון אריתרוציטיםMacherey-NagelMN 615
BGA ניתוח:
ABL 80 flexרדיומטר רפואי ApS
מיקרוסקופ אלקטרונים:
פיליפס CM100 TEMFEI

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Carrel, A., Lindbergh, C. A. The culture of whole organs. Science (New York, N.Y.). 81 (2112), 621-623 (1935).
  2. Skutul, K. Über Durchströmungsapparate Pflüger's Archiv. 123 (4-6), 249-273 (1908).
  3. Nizet, A. The isolated perfused kidney: possibilities, limitations and results. Kidney Int. 7 (1), 1-11 (1975).
  4. Weiss, C., Passow, H., Rothstein, A. Autoregulation of flow in isolated rat kidney in the absence of red cells. Am J Physiol. 196 (5), 1115-1118 (1959).
  5. Schurek, H. J., Kriz, W. Morphologic and functional evidence for oxygen deficiency in the isolated perfused rat kidney. Lab Invest. 53 (2), 145-155 (1985).
  6. Stolte, H., Schurek, H. J., Alt, J. M. Glomerular albumin filtration: a comparison of micropuncture studies in the isolated perfused rat kidney with in vivo experimental conditions. Kidney Int. 16 (3), 377-384 (1979).
  7. Schweda, F., Wagner, C., Krämer, B. K., Schnermann, J., Kurtz, A. Preserved macula densa-dependent renin secretion in A1 adenosine receptor knockout mice. AJP Renal Physiol. 284 (4), F770-F777 (2003).
  8. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  9. Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. Am J Transplant. 13 (5), 1246-1252 (2013).
  10. Worner, M., Poore, S., Tilkorn, D., Lokmic, Z., Penington, A. J. A low-cost, small volume circuit for autologous blood normothermic perfusion of rabbit organs. Art Org. 38 (4), 352-361 (2014).
  11. Kaths, J. M., Spetzler, V. N., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. J Vis Exp. (101), e52909(2015).
  12. Song, J. J., Guyette, J. P., Gilpin, S. E., Gonzalez, G., Vacanti, J. P., Ott, H. C. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Med. 19 (5), 646-651 (2013).
  13. Hall, A. M., Crawford, C., Unwin, R. J., Duchen, M. R., Peppiatt-Wildman, C. M. Multiphoton imaging of the functioning kidney. JASN. 22 (7), 1297-1304 (2011).
  14. Lindell, S. L., Williams, N., Brusilovsky, I., Mangino, M. J. Mouse IPK: A Powerful Tool to Partially Characterize Renal Reperfusion and Preservation Injury. Open Transplant J. 5, 15-22 (2011).
  15. Wagner, C., De Wit, C., Kurtz, L., Grünberger, C., Kurtz, A., Schweda, F. Connexin40 is essential for the pressure control of renin synthesis and secretion. Circ Res. 100 (4), 556-563 (2007).
  16. Czogalla, J., Vohra, T., Penton, D., Kirschmann, M., Craigie, E., Loffing, J. The mineralocorticoid receptor (MR) regulates ENaC but not NCC in mice with random MR deletion. Pflüger's Archiv. , (2016).
  17. Poosti, F., et al. Precision-cut kidney slices (PCKS) to study development of renal fibrosis and efficacy of drug targeting ex vivo. Dis Model Mech. 8 (10), 1227-1236 (2015).
  18. Rahgozar, M., Guan, Z., Matthias, A., Gobé, G. C., Endre, Z. H. Angiotensin II facilitates autoregulation in the perfused mouse kidney: An optimized in vitro model for assessment of renal vascular and tubular function. Nephrology. 9 (5), 288-296 (2004).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Ex VivoWestern Blot

מאמרים קשורים