מאמר שיטה

יישום כריתה זעיר פולשנית של גידולי מוח במכרסמים לאיסוף רקמות בעלות כדאיות גבוהה

DOI:

10.3791/64048

⸱

9 במאי 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Maryland School of Medicine, 3Marlene and Stewart Greenebaum Comprehensive Cancer Center, University of Maryland School of Medicine, 4Diagnostic Radiology and Nuclear Medicine, University of Maryland School of Medicine, 5Pontifical Catholic University of Parana, 6Department of Pathology, University of Maryland School of Medicine, 7Departments of Ophthalmology, Oncology and Biomedical Engineering, Johns Hopkins University School of Medicine

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרוטוקול הנוכחי מתאר כריתה סטנדרטית של גידולי מוח במכרסמים באמצעות גישה זעיר פולשנית עם מערכת שימור רקמות משולבת. לטכניקה זו יש השלכות על שיקוף מדויק של סטנדרט הטיפול במכרסמים ובמודלים אחרים של בעלי חיים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרוטוקול הנוכחי מתאר פרדיגמה סטנדרטית לכריתת גידולי מוח של מכרסמים ושימור רקמות. בפרקטיקה הקלינית, כריתה מקסימלית של הגידול היא הטיפול הסטנדרטי עבור רוב גידולי המוח. עם זאת, רוב המודלים של גידולי מוח פרה-קליניים הזמינים כיום אינם כוללים כריתה, או משתמשים במודלים של כריתה כירורגית שגוזלים זמן רב ומובילים לתחלואה משמעותית לאחר הניתוח, לתמותה או לשונות ניסיונית. בנוסף, ביצוע כריתה במכרסמים יכול להיות מרתיע מכמה סיבות, כולל היעדר כלי ניתוח או פרוטוקולים דומים מבחינה קלינית והיעדר פלטפורמה מבוססת לאיסוף רקמות סטנדרטי. פרוטוקול זה מדגיש את השימוש בהתקן כריתה רב-תכליתי ולא אבלטיבי ובמערכת שימור רקמות משולבת המותאמת מהגרסה הקלינית של המכשיר. המכשיר שהופעל במחקר הנוכחי משלב יניקה הניתנת לכוונון ולהב גלילי בצמצם כדי לחקור, לחתוך ולינוק רקמות במדויק. מכשיר הכריתה הזעיר פולשני מבצע את תפקידיו דרך אותו חור בור המשמש להשתלת הגידול הראשונית. גישה זו ממזערת שינויים באנטומיה האזורית במהלך ניתוחי ביופסיה או כריתה ומפחיתה את הסיכון לאיבוד דם משמעותי. גורמים אלה הפחיתו באופן משמעותי את זמן הניתוח (<2 דקות/חיה), שיפרו את הישרדות בעלי החיים לאחר הניתוח, השתנות נמוכה יותר בקבוצות ניסוי, והביאו לכדאיות גבוהה של רקמות ותאים שנכרתו לניתוחים עתידיים. תהליך זה מתאפשר על ידי מהירות להב של ~ 1,400 מחזורים לדקה, המאפשרת קצירת רקמות למערכת סגורה סטרילית שניתן למלא בפתרון פיזיולוגי מועדף. בהתחשב בחשיבות המתפתחת של לימוד ומידול מדויק של ההשפעה של ניתוחים, שימור וניתוח השוואתי קפדני של דגימות כריתת גידולים אזוריות, וטיפולים תוך חלליים, פרוטוקול ייחודי זה ירחיב את ההזדמנויות לחקור שאלות ללא מענה על ניהול פריאופרטיבי וגילוי טיפולי עבור חולי גידולי מוח.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

גליובלסטומה (GBM) הוא גידול המוח הראשוני הנפוץ והאגרסיבי ביותר במבוגרים. למרות ההתקדמות האחרונה בתחום הנוירוכירורגיה, פיתוח תרופות ממוקדות מטרה וטיפול בהקרנות, שיעור ההישרדות של 5 שנים עבור חולי GBM הוא פחות מ -5%, נתון שלא השתפר באופן משמעותי במשך יותר משלושה עשורים1. לפיכך, יש צורך באסטרטגיות טיפול יעילות יותר.

כדי לפתח טיפולים חדשים, מתברר יותר ויותר כי פרוטוקולים ניסיוניים צריכים (1) להשתמש במודלים פרה-קליניים הניתנים לתרגום המשחזרים במדויק את ההטרוגניות והמיקרו-סביבה של הגידול, (2) לשקף את משטר הטיפול הסטנדרטי המשמש בחולים עם GBM, הכולל כיום ניתוח, הקרנות וכימותרפיה, ו-(3) להסביר את ההבדל בין ליבה כרתית לשארית, רקמות גידול פולשניות 2,3,4,5. עם זאת, רוב המודלים של גידולי מוח פרה-קליניים הזמינים כיום אינם מיישמים כריתה כירורגית או משתמשים במודלים של כריתה כירורגית שגוזלים זמן רב יחסית, מה שמוביל לכמות משמעותית של איבוד דם או לחוסר סטנדרטיזציה. יתר על כן, ביצוע כריתה של גידולי מוח מכרסמים יכול להיות מאתגר בשל היעדר כלי ניתוח או פרוטוקולים דומים מבחינה קלינית והיעדר פלטפורמה מבוססת6 לאיסוף רקמות שיטתי (טבלה 1).

הפרוטוקול הנוכחי נועד לתאר פרדיגמה מתוקננת לכריתת גידולי מוח של מכרסמים ושימור רקמות באמצעות מערכת כריתה זעיר פולשנית זעיר פולשנית רב-תפקודית (MIRS) ומערכת שימור רקמות משולבת (TPS) (איור 1). צפוי כי טכניקה ייחודית זו תספק פלטפורמה סטנדרטית שניתן להשתמש בה במחקרים שונים במחקרים פרה-קליניים עבור GBM וסוגים אחרים של מודלים של גידולי מוח. חוקרים החוקרים שיטות טיפוליות או אבחוניות לגידולי מוח יכולים ליישם פרוטוקול זה כדי להשיג כריתה סטנדרטית במחקריהם.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל המחקרים בבעלי חיים אושרו על ידי אוניברסיטת מרילנד והוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת ג'ונס הופקינס. C57BL/6 נקבות עכברים, בנות 6-8 שבועות, שימשו למחקר הנוכחי. העכברים התקבלו ממקורות מסחריים (ראו טבלת חומרים). כל תקנות הבטיחות הביולוגית ברמה 2 (BSL-2) בוצעו, כולל שימוש במסכות, כפפות ושמלות.

1. השתלת גידול תוך גולגולתי ראשונית

  1. בשלב הראשוני של המחקר, הזריקו תוך גולגולתי לכל עכבר 100,000 תאים (GL261 קו תאי גליומה מורין) התלויים ב-4 μL של תמיסת מלח עם אגירת פוספטים (1x PBS) לעומק של 2.5 מ"מ בעקבות הדו"חשפורסם קודם לכן 7.
  2. כימות אות הגידול בכל עכבר באמצעות מערכת ההדמיה in vivo 8 9 ימים לאחר השתלת הגידול.
    הערה: במידת הצורך, חלקו את העכברים לשתי קבוצות על פי עומס הגידול. במחקר הנוכחי, שתי הקבוצות היו: (1) עכברים עם עומס גידול קטן יחסית (אות ביולומינסנטי ממוצע = 5.5e+006 ± 0.1e+006 פוטונים/s, n = 10) ו-(2) עכברים עם עומס גידול גדול יחסית (אות ביולומינסנטי ממוצע = 1.69e+007 ± 0.2e+007 פוטונים/s, n = 10), (p < 0.05, מבחן מאן-וויטני)9.
  3. חלקו כל קבוצה לשתי תת-קבוצות דומות.
    הערה: במחקר זה, שתי תת-הקבוצות היו: עכברים לא מטופלים (n = 5) ועכברים עם גידולים שעברו כריתה כירורגית באמצעות MIRS (n = 5), (p > 0.05, מבחן מאן-וויטני)9.
  4. החל מיום הכריתה, עקבו אחר התקדמות הגידול באמצעות מערכת ההדמיה in vivo בתדירות המבוססת על דפוס צמיחת הגידול.
    הערה: עבור קו התאים GL261, עקוב אחר התקדמות הגידול ביום הכריתה ולאחר מכן כל 3-6 ימים.

2. כריתת הגידול באמצעות מירס

  1. הרדמת העכבר באמצעות תערובת גזים איזופלורן-O2 בתא אינדוקציה או הזרקה תוך-צפקית של תמיסת קסילזין/קטמין.
    1. אם משתמשים בהרדמת הגז, הגדירו את קצב זרימת הגז ל-1.0 מ"ל/דקה ואת מכשיר האידוי ל-2.0% להשראת הרדמה, הדורשת בדרך כלל 3-5 דקות בתא (ראו טבלת חומרים).
    2. אם משתמשים בחומר ההרדמה הניתן להזרקה, מרדימים את העכברים על ידי הזרקת 0.2 מ"ל של תמיסת הרדמה (80-100 מ"ג/ק"ג קטמין ו-10-12.5 מ"ג/ק"ג של קסילזין, ראו טבלת חומרים) באופן תוך-צפקי.
  2. להעריך את החיה עבור הרגעה נאותה על ידי צביטה של הבוהן. החל משחה אופטלמית על העיניים כדי למנוע יובש של הקרנית. מתן משכך כאבים (0.03-0.06 מ"ג / ק"ג buprenorphine תת עורית) לפני ההליך.
  3. הנח את העכבר על המסגרת הסטריאוטקטית (ראה טבלת חומרים) לאחר אישור טשטוש מלא.
    הערה: אם משתמשים בהרדמת גז, הניחו את אפו של העכבר בתוך חרוט אף, שם הוא ימשיך לקבל את תערובת האיזופלורן-O2 במהלך ההליך (1.5%).
  4. הסר את הסיכות הקודמות, ולאחר מכן הסר את השיער עם קרם דפילציה או על ידי גילוח. יש לחטא את העור במחזורים מתחלפים של פילינג על בסיס כלורהקסידין/בטאדין ואלכוהול. לאחר מכן, באמצעות אזמל סטרילי, יש ליצור חתך קו אמצע אורכי של 1 ס"מ לאורך הצלקת הניתוחית הקודמת.
  5. חברו את ידית ה-MIRS לזרוע הסטריאוטקטית דרך מתאם הבמה/מחזיק הידית ליציבות ודיוק משופרים.
  6. הגדר את מכונת MIRS (ראה טבלת חומרים) באמצעות ההגדרות הבאות (איור 1).
    1. הכנס את כבל החשמל שנקבע בלוח האחורי לכלי הקיבול של כבל החשמל. הפעל או כבה את אספקת החשמל למערכת על-ידי מעבר למצב (1 = מופעל, 0 = כבוי).
    2. הכנס קצה אחד של צינור החנקן (המסופק עם הקונסולה) לתוך ההתאמה הגברית בלוח האחורי של הקונסולה. סובב את אום החיבור בכיוון השעון כדי להדק את החיבור.
      הערה: הקצה הנגדי של הצינור צריך להיות מחובר לאספקת החנקן.
    3. לפני חיבור הצינור לאספקת החנקן, ודא כי לחץ האספקה אינו עולה על 100 psig, שהוא לחץ אספקת הקלט המומלץ עבור הקונסולה.
      הערה: הקונסולה תיצור שאיפה משלה כאשר היא מופעלת על ידי דוושת הרגל לאחר שהחנקן סופק לקונסולה.
    4. אבטחו את המכסה של יציאת הוואקום ואטמו אותו כדי למנוע דליפה במערכת הוואקום. כל דליפה במערכת השאיפה תשפיע על הביצועים של קונסולת מירס.
    5. אם השאיפה נמוכה מ-17 במהלך ההתקנה או ההדבקה, בדוק שידית השאיפה בחזית הקונסולה מוגדרת ברמה המרבית (100), ודא שאין דליפה במערכת השאיפה, וודא שלחץ אספקת קלט החנקן נכון.
    6. כדי לחבר את דוושת הרגל לקונסולה, הכנס את מחבר דוושת הרגל האפורה לכלי הקיבול האפור שלו עד שהוא ילחץ ויתאים למקומו.
      הערה: מחבר דוושת הרגל מתחבר לקונסולה בכיוון אחד, והוא ממוקלד.
    7. כדי לחבר את הידית לקונסולה, הכנס את מחבר הידית הכחולה לכלי הקיבול הכחול שלה עד שהוא ילחץ ויתאים למקומו.
      הערה: מחבר הידית מתחבר לקונסולה בכיוון אחד, והוא מוקלד.
    8. הכינו כל ידית לפני השימוש במערכת על ידי שאיפת נוזל סטרילי מקערה קטנה לתוך הפתח, דרך הצינורות והידית, ולאחר מכן לתוך המכל כדי להבטיח שהחלק הפנימי של הצינור והידית משומנים כדי להפחית את חסימות הרקמות.
    9. התכונן לשאיפה בלבד או לשאיפה עם חיתוך על ידי בחירת המצב המתאים בלוח הקדמי של הקונסולה. התחל באמצעות דוושת כף הרגל.
  7. הכנס את צינורית 23 G MIRS לתוך חור הבור לעומק של 2.5 מ"מ.
  8. התחל את תהליך הכריתה על ידי לחיצה על דוושת כף הרגל המחוברת לצינורית. בצע מחזור מלא אחד (360°) או יותר של כריתה באמצעות ידית הבקרה בידית.
    הערה: ככל שבוצעו יותר מחזורים, כך נפח גדול יותר של רקמת הגידול נכרת.
  9. לאחר השלמת תהליך הכריתה, משכו את צינורית 23 G MIRS מחור הבור והשתמשו ב-5 מ"ל של PBS 1x כדי לשטוף את הצינורות ולהיפטר מכל שאריות הפסולת.
  10. הסר את העכבר מהמסגרת הסטריאוטקטית וסגור את הפצע באמצעות מהדק או חומר תפירה 4-0 (ראה טבלת חומרים).
  11. הניחו את העכבר על כרית חימום או תחת אור מחמם במהלך ההתאוששות מההרדמה לפני שתחזירו לכלוב שלו.
  12. לאחר סיום הניסוי, יש לטהר את הצינורית באמצעות שטיפה. החליפו עם מדיה צוננת ואוויר כדי "לדחוף" את כל הרקמה שנכרתה בחזרה למכל האיסוף. הסר את מכל האיסוף מהמערכת וסגור את המכסה עם המכסה שסופק.
  13. לאחר השלמת שלב 2.12, מניחים את הקצה הדיסטלי של הצינורית לתוך 3% H 2O2 ומורחים יניקה ב 24-25 ב Hg כדי למלא את קו היניקה בחזרה למכל איסוף היניקה ולתת לעמוד במשך 60-90 שניות. יש לשטוף עם מדיה סטרילית הפועמת באוויר ובמדיה לסירוגין.
  14. עקוב אחר העכברים אחר סימנים נוירולוגיים (תנועות לא סדירות חריגות או התקפים) לאחר ההליך.
  15. להרדים את העכברים עם ליקויים נוירולוגיים חמורים (להיות רדומים, יש מראה כחוש, מחובק לאחור, או יש תנועות לא יציבות).
    הערה: במחקר הנוכחי, נעשה שימוש ב-200 מ"ג/ק"ג של תמיסת המתת חסד מסחרית (ראו טבלת חומרים) כדי להרדים כל עכבר.

3. איסוף רקמות באמצעות TPS

  1. לטבול את דגימת הגידול בצלחת תרבית רקמה המכילה מדיום ליזה RBC (ראו טבלת חומרים) למשך 5 דקות בטמפרטורת החדר.
    הערה: הרקמה שנקטפה מהמירס לתוך התב"ע תהיה בעיקר בצורה של תאים בודדים יחד עם גושי רקמה קטנים.
  2. מניחים מסנן של 70 מיקרומטר (ראו טבלת חומרים) על צינור חרוטי של 50 מ"ל ומשתמשים בבוכנה של מזרק 5 מ"ל כדי להעביר את דגימת הגידול דרך המסנן.
  3. עם פיפטה העברה, השתמש במדיה RPMI-1640 כדי להקל על מעבר של תאים וכל מסת רקמה דרך המסנן.
  4. צנטריפוגה ב 428 x גרם במשך 5 דקות ב 4 מעלות צלזיוס. השליכו את הסופר-נאטנט על ידי פיפטה.
  5. יש להשעות כל דגימה ב-5 מ"ל של מדיום RPMI-1640 מוכן.
  6. כדי להגדיל את כדאיות הרקמות, במיוחד אם מדמיינים גושי רקמה גדולים ברושם הראשוני, הוסיפו את הנפחים הנדרשים של קוקטייל האנזים (המכיל DNAse I, collagenase IV, dispase, Papain ו-EDTA, ראו טבלת חומרים) לכל דגימה. השתמש במערבולת כדי לערבב את הפתרונות.
    הערה: שלב 3.6 הוא אופציונלי. הרכב קוקטייל האנזים (בנפח כולל של 5 מ"ל/דגימה): 300 μL של DNAse I דרגה II, 150 μL של קולגןאז/Dispase (פיברונקטין קליפס, קולגן IV, I, וחומצות אמינו לא קוטביות), 250 μL של פפאין (פרוטאז לא ספציפי), ו-6 μL של 0.5 M EDTA.
  7. מניחים את הדגימות באינקובטור שייקר שנקבע ב-200 סל"ד, 37 מעלות צלזיוס למשך 20 דקות.
  8. לאחר 20 דקות, סובב את הדגימות ב 428 x g במשך 5 דקות ב 4 מעלות צלזיוס. השליכו את הסופר-נטנט.
  9. סנן תאים בודדים דרך מסננת תאים של 70 מיקרומטר והסתובב כלפי מטה ב-274 x g למשך 3 דקות ב-4 מעלות צלזיוס. בצע ניתוח כדאיות תאים10 עם טריפאן כחול והמוציטומטר (ראה טבלת חומרים).
    הערה: הכדאיות ביום 0 נעה בין 30%-70% ועולה משמעותית תוך 2-3 ימים.
  10. המשך לשלבים 4, 5 או 6, בהתאם לבדיקת הכדאיות הדרושה.

4. גידול תאים בתרבית דבק

  1. במכסה מנוע זרימה למינרית מאושר, יש להשעות את הכדור במדיום דבק המכיל סרום (כגון DMEM, 10% סרום בקר עוברי (FBS) ותמיסת פניצילין/סטרפטומיצין (P/S) של 1% פניצילין) ותאי צלחת בבקבוק תאים דבק.
  2. לשמור על התאים בסביבה דגירה מבוקרת (37 מעלות צלזיוס, 5% CO2).

5. גידול תאים בתרבית השעיה (נוירוספרות)

  1. במכסה מנוע זרימה למינרית מאושר, יש לתלות מחדש את הכדור בתא גזע שלם ללא סרוםבינוני 11 וצלחת בבקבוק תלייה.
  2. לשמור על התאים בסביבה דגירה מבוקרת (37 מעלות צלזיוס, 5% CO 2) במשך2-3 ימים כדי לאפשר היווצרות נוירוספרה.
  3. לאחר הדמיה של הנוירוספרות במדיום התרבית, השתמש בטריפסין-EDTA או Accutase (ראה טבלת חומרים) כדי להשיג תרחיפים חד-תאיים לצורך מעבר.
    הערה: כל עוד ננקטת זהירות מיוחדת במהלך הקציר ונעשה שימוש במדיה מתאימה התומכת בתאי גזע עצביים, תאי הגזע ברקמה שנקטפה חייבים ליצור נוירוספרות תוך מספר ימים.

6. הכנת תאים להשתלה מחדש

  1. יש להשעות את הכדור בריכוז של 100,000 תאים חיים לכל 4 μL של PBS אחד.
  2. יש להזריק מיד לעכברים תמימים בשיטת השתלת הגידול התוך גולגולתי (שלב 1).

7. ניתוח היסטולוגי

  1. מיד לאחר הכריתה, חלצו וקבעו את המוחות ב-4% פרפורמלדהיד (PFA) למשך 24 שעות12.
  2. מעבירים את המוחות לתמיסת סוכרוז של 30% עד שהם רוויים בסוכרוז (שקוע עד לתחתית המיכל).
  3. להעביר את המוח לתמיסת אתנול של 70%.
  4. בצע הטמעת בלוק פרפין, חתך, והכתמה סטנדרטית של המטוקסילין ואאוסין (H&E) בעקבות דו"ח13 שפורסם בעבר.
    הערה: העובי של כל מקטע שנלקח להכתמה היה 10 מיקרומטר.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כריתה כירורגית באמצעות המירס מביאה לירידה משמעותית בנטל הגידול
בקבוצה עם עומס גידול קטן יותר, האות הביולומינסנטי הבסיסי הממוצע היה 5.5e+006 פוטונים/שנייה ± 0.2e+006 בתת-הקבוצה שעברה כריתה. לאחר כריתה, האות הביולומינסנטי הממוצע ירד ל-3.09e+006 פוטונים/שנייה ± 0.3e+006, (p <0.0001, מבחן מאן-וויטני)9 (איור 2). האות הביולומינסנטי עלה בימים שלאחר מכן עד שהעכברים הומתו. באופן דומה, בקבוצה עם עומס גידול גדול יותר, האות הביולומ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כריתת גידולים היא אבן פינה בתוכניות טיפול אונקולוגיות נוירוכירורגיות עבור גידולי מוח בדרגה נמוכה וגבוהה. ציטו-הפחתה והתפוררות של הגידול מתואמות עם שיפור בתפקוד הנוירולוגי והישרדות כללית בחולים עם גידולי מוח 1,2,5,6. למרות שפרוטוקולים לכריתה כירורגית תוארו בעבר במודלים של מכרסמים, פרוטוקולים אלה סבלו ממספר מגבלות שיכולות לבלבל את התוצאות שנוצרו ואת יכולת התרגום הכוללת של המודל הפרה-קליני. לדוגמה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ל-BT יש מימון מחקר מ-NIH והיא בעלים משותף של טיפולים משולבים מואצים*, ו-Ashvattha Therapeutics Inc. העניקה רישיון לאחד הפטנטים שלה. ל-GW יש מימון NIH (R01NS107813). HB הוא יועץ בתשלום ל-Insightec ויו"ר הוועדה המייעצת הרפואית של החברה. הסדר זה נבדק ואושר על ידי אוניברסיטת ג'ונס הופקינס בעקבות מדיניות ניגוד העניינים שלה. ל-HB יש מימון מחקר מ-NIH, אוניברסיטת ג'ונס הופקינס ופילנתרופיה, והוא יועץ ל-CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., האצת טיפולים משולבים*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* ו-Nurami Medical*. (*כולל הון עצמי או אופציות).

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מזרקים 1 מ"לBD309628
15 מ"ל צינורות חרוטייםקורנינג430052
200 הוכחה אתנולPharmCo111000200
5 מ"ל פיפטותCoStar4487
70 מיקרוןפילטר פישר08-771-2
AccutaseMillipore SigmaSIG-SCR005
Anased (הזרקת קסילזין, 100 מ"ג/מ"ל)Covetrus33198
מערכת הרדמהPatterson Scientific78935903
מיכל פסולת גז הרדמהPatterson Scientific78909457
מגן ספסל תחתוןCovidien10328
C57Bl/6, עכברים בני 6-8 שבועותמעבדות נהר צ'ארלס027
ChroMini ProMoserType 1591-Q
קולגנאז-דיספאזRoche#10269638001
Countess II מונה תאים אוטומטיתרמו פישר
רוזנת II FL המציטומטרתרמו פישרA25750
תמיסת פינוי פסולתMiltenyi Biotech#130-109-398
D-LuciferinGoldbioLUCK-1G
DMEM F12 מדיהקורנינג10-090-CV
DMEM מדיהקורנינג10-013-CV
DNAse Iסיגמא אולדריץ'#10104159001
צינורות אפנדורףPosi-Click1149K01
תמיסת המתת חסדהנרי שיין71073
FBSMillipore SigmaF4135
סרום בקר עובריתרמו פישר10437-028
פורמליןInvitrogenINV-28906
גזההנרי שיין101-4336
hEGFPeproTech EC100-15
הפריןסיגמאH-3149
hFGF-bPeproTech EC1001-18B
תא אינדוקציהPatterson Scientific78933388
IsofluraneCovetrus11695-6777-2
Isoflurane VaporizerPatterson Scientific78916954
KetamineCovetrus11695-0703-1
Kopf StereotacticFrame Kopf Instruments5001
Lightfield MicroscopeBioTekCytation 5
מיקרו הזרקה יחידהKopf5001
מקדחה מיקרומוטורForedomF210418
מערכת MRIBruker7T Biospec Avance III MRI סורק
NICO Myriad SystemNICO Corporation
משחת עינייםPuralube משחה
פפאיןסיגמא אולדריץ'#P4762
PBSInvitrogen#14190250
PenStrepMillipore SigmaN1638
תמיסת פרקולסיגמא אולדריץ' #P4937
בקר פיפטהFalconA07260
תמיסת פובידון-יודAplicare52380-1905-08
פרוגסטרוןסיגמאP-8783
PutrescineSigmaP-5780
RPMI MediaInvitrogenINV-72400120
להב אזמלCovetrus7319
ידית אזמלFine Science Tools91003-12
סמן עורפסק זמןD538,851
הידוק מסירMikRonACR9MM
מהדקMikRonACA9MM
סיכותקליי אדמס427631
מסגרת סטריאוטקטיתKopf Instruments5000
סוכרוזסיגמא אולדריץ'S9378
תפר, ויקריל 4-0EthiconJ494H
T-75 בקבוקתרבותSarstedt83-3911-002
TheraPEAKTM ACK מאגר ליזינג (1x)LonzaBP10-548E
Trypsin-EDTACorningMDT-25-053-CI
קוד מתח של וטרינרית

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mineo, J. F., et al. Prognosis factors of survival time in patients with glioblastoma multiforme: a multivariate analysis of 340 patients. Acta Neurochirurgica. 149 (3), 245-252 (2007).
  2. Miyai, M., et al. Current trends in mouse models of glioblastoma. Journal of Neuro-Oncology. 135 (3), 423-432 (2017).
  3. Raj, D., Agrawal, P., Gaitsch, H., Wicks, E., Tyler, B. Pharmacological strategies for improving the prognosis of glioblastoma. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 22 (15), 2019-2031 (2021).
  4. Alomari, S., et al. Drug repurposing for Glioblastoma and current advances in drug delivery-a comprehensive review of the literature. Biomolecules. 11 (12), 1870(2021).
  5. Serra, R., et al. Combined intracranial Acriflavine, temozolomide and radiation extends survival in a rat glioma model. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics : Official Journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik eV. 170, 179-186 (2022).
  6. Tang, B., Foss, K., Lichtor, T., Phillips, H., Roy, E. Resection of orthotopic murine brain glioma. Neuroimmunology and Neuroinflammation. 8 (1), 64-69 (2021).
  7. Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).
  8. Poussard, A., et al. In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus. Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).
  9. Lachin, J. M. Nonparametric statistical analysis. JAMA. 323 (20), 2080-2081 (2020).
  10. Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods in Molecular Biology. 740, 7-12 (2011).
  11. Spina, R., Voss, D. M., Asnaghi, L., Sloan, A., Bar, E. E. Flow cytometry-based drug screening system for the identification of small molecules that promote cellular differentiation of Glioblastoma stem cells. Journal of Visualized Experiments. (131), e56176(2018).
  12. Rodgers, G., et al. Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 2: Volumetric strain fields and local contrast changes. Journal of Neuroscience Methods. 365, 109385(2022).
  13. Connolly, N. P., et al. Elevated fibroblast growth factor-inducible 14 expression transforms proneural-like gliomas into more aggressive and lethal brain cancer. GLIA. 69 (9), 2199-2214 (2021).
  14. Stall, B., et al. Comparison of T2 and FLAIR imaging for target delineation in high grade gliomas. Radiation Oncology. 5, 5(2010).
  15. Das, A., et al. Establishing a standardized method for the effective intraoperative collection and biological preservation of brain tumor tissue samples using a novel tissue preservation system: a pilot study. World Neurosurgery. , (2022).
  16. Zusman, E., et al. Tissues harvested using an automated surgical approach confirm molecular heterogeneity of Glioblastoma and enhance specimen's translational research value. Frontiers in Oncology. 9, (2019).
  17. McLaughlin, N., et al. Side-cutting aspiration device for endoscopic and microscopic tumor removal. Journal of Neurological Surgery Part B. 73 (1), 11-20 (2012).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים