Tutte le procedure che coinvolgono modelli animali sono state esaminate dal comitato istituzionale locale per la cura degli animali e dal comitato di revisione veterinaria JoVE.
1. Colorazione anticorpale dei melanociti in scala
- Preparare il tampone PO4 con 80 mL 0,1M Na2HPO4 e 20 mL 0,1M NaH2PO4. Assicurati che il pH sia 7,3. Preparare 2x tampone fisso contenente 8,0 g di saccarosio, 0,15 mL 0,2M CaCl2 e 90 mL 0,2M PO4 tampone, pH 7,3. Se necessario, regolare il pH a 7,3 con NaOH o HCl, quindi portare a 100 ml con tampone PO4.
- Pesare fino a 300 mg di PFA solido e aggiungerlo a una provetta per microcentrifuga. Aggiungere 5 mM di NaOH a un volume pari a 4,5 volte la massa, in mg, di PFA (ad es. 450 ul 5 mM NaOH a 100 mg di PFA). Riscaldare a 60-70 °C agitando di tanto in tanto fino a quando il PFA non si sarà sciolto. Centrifuga il particolato rimanente e recupera il 20% di surnatante PFA. Rendilo fresco ogni volta.
- Preparare una soluzione di fissazione contenente 1x tampone di fissaggio e PFA al 4%.
- Anestetizzare il pesce in 0,17 mg/mL di tricaina.
- Utilizzando la luce incidente al microscopio da dissezione, prelevare le squame dorsali utilizzando una pinza affilata a punta fine, facendo attenzione a non danneggiare la metà della squama contenente melanociti (Figura 1A). Posizionare le squame direttamente dalla pinza in una soluzione di fissazione da 1 mL e incubare a temperatura ambiente, mentre si gira, per ≥ 2 ore. Trasferisci il pesce nell'acqua del pesce e monitora il pesce per confermare il successo del recupero.
- Per decolorare i melanociti pigmentati, lavare le squame fisse in PBST (1x PBS pH 7,4, 0,1% Triton X-100) 2 volte per 5 minuti a temperatura ambiente. Aggiungere 1 ml di soluzione di candeggina appena preparata contenente 0,4 mL di 10% KOH e 0,15 mL di 30% H2O2 in 5 mL con dH2O. Applicare parafilm o chiusure per evitare che il gas apra le provette. Continuare a decolorare fino a quando il pigmento non è scomparso (10 minuti è tipico) (Figura 1B, C). Lavare in PBST quattro volte per 5 minuti a temperatura ambiente.
- Bloccare per almeno 30 minuti in una soluzione a blocchi composta da 1x PBS pH 7,4, Triton X-100 allo 0,2%, 2 mg/mL di BSA, DMSO all'1%, NaN3 allo 0,02% e siero di agnello al 2%. Omettere NaN3 se si sviluppa con reazione HRP.
- Incubare con l'anticorpo primario in soluzione a blocchi per una notte a temperatura ambiente. È necessario disporre di almeno 400 μL di soluzione sui campioni per mantenerli sommersi.
- Lavare la bilancia 3 volte per 30 minuti in PBST a temperatura ambiente.
- Incubare con anticorpi secondari da 2 ore a notte in soluzione a blocchi a temperatura ambiente.
- Colorare per 10 min con PBST + 0,1 μM DAPI.
- Lavare 3 volte per 5 minuti con PBST.
- Montare la bilancia su un vetrino in una goccia di vectashield in modo che il lato concavo della guancia sia rivolto verso il basso verso il vetrino e posizionare un vetrino di copertura su di esse. Sigillare i bordi del vetrino con smalto trasparente e osservare i vetrini al microscopio a fluorescenza (Figura 1D, E, F, G).